需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

应用可诱导表达系统研究细菌毒力因子对细胞内信号通路的干扰

8.8K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/52903

⸱

2015年6月25日

 ,  ,  , 
1Department Biologie, Friedrich-Alexander-Universität, 2Institut für Molekulare Pathogenese, Friedrich-Loeffler-Institut, 3Mikrobiologisches Institut - Klinische Mikrobiologie, Immunologie und Hygiene, Universitätsklinikum Erlangen

本文内容

摘要

本文所述方法用于在特定步骤诱导凋亡信号级联反应，以解析抗凋亡细菌效应蛋白的活性。该方法也可用于诱导表达促凋亡或毒性蛋白，或用于研究对其他信号通路的干扰作用。

摘要

本文介绍的技术可用于分析目标蛋白或小分子在信号通路的哪个步骤与通路组分发生相互作用。该方法一方面基于在选定信号级联中特定且预设的步骤诱导表达某一特定蛋白，以启动信号事件；另一方面同时表达目的基因，使研究者可根据信号通路的检测结果，判断所表达目标蛋白的活性位于该信号事件的上游或下游。在此，选择凋亡级联作为明确的信号通路，以演示本实验方案的功能性。致病菌如Coxiella burnetii可将效应蛋白转运至宿主细胞内，干扰宿主细胞的死亡诱导过程，从而确保细菌在细胞内的存活并促进其在机体内的扩散。C. burnetii的效应蛋白CaeB能有效抑制由紫外光或星形孢菌素诱导的宿主细胞凋亡。为了确定CaeB干扰凋亡信号传递的具体步骤，本研究选择性地瞬时表达若干已知具有明确促凋亡活性的蛋白，并采用多西环素诱导表达系统进行调控。若CaeB作用于这些蛋白的上游，则凋亡过程将不受阻碍；若CaeB作用于其下游，则细胞死亡将被抑制。所选的测试蛋白包括在线粒体水平发挥作用的Bax，以及作为主要凋亡执行蛋白酶的caspase 3。实验结果显示，CaeB可抑制由Bax表达引发的细胞死亡，但不能抑制由caspase 3表达引发的细胞死亡。因此，CaeB在凋亡级联中作用于这两个蛋白之间的环节。

引言

许多革兰氏阴性细菌病原体的毒力依赖于特化的分泌系统，以劫持真核宿主细胞。细菌利用这些分泌系统将细菌毒力蛋白（效应蛋白）注入宿主细胞内，从而调控多种细胞和生化活动。对效应蛋白的研究不仅极大地增进了人们对宿主/病原体相互作用基本机制的理解，也深化了对真核细胞基本生物学的认识1。研究表明，调控宿主细胞凋亡是许多胞内病原体的重要毒力机制，目前已鉴定出多个调控凋亡的效应蛋白2-9。然而，在许多情况下，这些蛋白精确的分子作用机制仍不清楚。

细胞凋亡是一种程序性细胞死亡形式，在机体对感染的免疫应答中发挥重要作用10。目前已鉴定出两条主要的细胞凋亡通路：一条靶向线粒体（即内在凋亡通路），另一条通过细胞膜上的死亡受体直接传导信号（即外在凋亡通路）。内在或线粒体介导的细胞死亡通路由细胞内信号触发，涉及Bax和Bak的激活，二者是Bcl-2家族中的促凋亡成员。该家族由促凋亡和抗凋亡的调控蛋白组成，共同调控细胞死亡过程11-14。凋亡激活后，Bax和Bak发生寡聚化，进而导致线粒体外膜通透化，促使细胞色素C释放到细胞质中。细胞色素C的释放会激活凋亡小体中的caspase 9，从而启动效应caspase 3和7的活化15。这导致特定底物蛋白的水解，结果之一是细胞表面暴露出磷脂酰丝氨酸16，并释放一种特异性的DNA酶，使染色质发生断裂17,18。

为了确定某个效应蛋白在凋亡级联反应中的作用位点，采用了可诱导表达系统19。用于外源基因条件性表达的调控系统在分析蛋白质在细胞内的功能，或其在组织、器官及生物体发育过程中，以及疾病起始、进展和维持阶段的重要性方面，已成为不可或缺的工具20-23。通常，可诱导控制系统（例如本文所采用的 Tet 系统24）构成一个人工转录单元（见图1）。该系统的一个组分是一种人工构建的转录因子，称为 tTA（四环素依赖性转录激活因子），由细菌转录阻遏蛋白 TetR25 与一个介导转录激活或沉默的哺乳动物蛋白结构域融合而成24,26。第二个组分是一个杂合启动子，称为 TRE（四环素响应元件），由包含至少一个 TATA 盒和一个转录起始位点的真核生物最小启动子，与多个 TetR 特异性 DNA 结合位点 tetO 的重复序列连接而成24,25。第三个组分是 TetR 的天然配体——四环素或其衍生物（如脱水四环素或强力霉素）25。当向培养基中加入配体后，TetR 对 tetO 的亲和力丧失，并从 TRE 上解离，从而阻断目的基因的转录。因此，无论是在细胞培养还是在动物体内，外源基因的表达均可实现时间依赖性和剂量依赖性的精确控制20,23,24。使用 tTA 时，外源基因持续表达，除非存在四环素。这在研究细胞毒性或致癌性蛋白时可能成为劣势，因为必须先将四环素从系统中去除，才能启动外源基因表达，进而监测目标蛋白对细胞的影响。这一过程耗时较长，且去除往往不完全，尤其是在转基因动物中27。为克服这一局限，研究人员利用对强力霉素具有相反响应特性的 TetR 突变体，构建了一种新的转录因子 rtTA（反向 tTA）28。rtTA 仅在强力霉素存在时结合 TRE 并同时激活转录。针对系统中残余的“渗漏”表达（即在无 TRE 结合转录因子时仍发生的外源基因表达），其来源可能包括：(i) 基因组整合位点的位置效应，(ii) TRE 本身29，或 (iii) tTA/rtTA 的非特异性结合28，研究人员在系统中引入了一个额外的转录沉默因子，称为 tTS（四环素依赖性转录沉默因子）30。tTS 与 rtTA 共同构成一个双重调控网络（见图1）。在无强力霉素时，tTS 结合 TRE 并主动抑制任何残余的转录；而在强力霉素存在时，tTS 从 TRE 上解离，同时 rtTA 结合并诱导目的基因表达。这种额外的严格调控机制对于高效表达高活性的细胞毒性蛋白往往是必需的31-34。

利用这种严格调控的双调节系统，可以在特定步骤启动凋亡级联反应，从而分析给定的效应蛋白是否能够干扰凋亡的诱导。该方法不仅可用于研究细菌效应蛋白的抗凋亡活性，还可用于诱导表达促凋亡或毒性蛋白，或用于解析对其他信号通路的干扰作用。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

1. 表达目的蛋白的稳定细胞系的构建

  1. 通过向市售的含 GlutaMAX-I、丙酮酸钠和 4.5 g/L D-葡萄糖的杜尔贝科改良伊格尔培养基（DMEM）中添加热灭活胎牛血清（FCS）和 1% 青霉素/链霉素来制备培养基。
  2. 在 37 °C、5% CO2 条件下用上述培养基培养 HEK293 细胞。每三天传代一次。吸除旧培养基，将细胞重悬于 15 ml 新鲜培养基中。取 1 ml 细胞悬液加入新的 75 cm2 细胞培养瓶中，再补充 14 ml 培养基。
  3. 使用血细胞计数板分析细胞数量。
  4. 以每孔 2 × 105 个细胞的密度将 HEK293 细胞接种于 6 孔板中，孵育 24 小时。
  5. 转染操作按照转染试剂生产商提供的方案进行。使用转染试剂将 pEGFP-C2 或 pEGFP-C2-CaeB 质粒转染至细胞中。使用前将转染试剂和所需培养基升温至室温（RT）。转染试剂与 DNA 的用量比例为 3:1。
    1. 具体操作：将 1.5 µl 转染试剂直接加入 50 µl 无血清 DMEM 培养基中。为形成复合物，向该混合液中加入 0.5 µg 编码 GFP 或 GFP-CaeB 的 DNA，室温孵育 15 分钟。
    2. 将反应混合物逐滴加入细胞中进行转染，在 37 °C、5% CO2 条件下继续孵育 24 小时。
  6. 在 37 °C、5% CO2 条件下，加入 1 mg/ml 遗传霉素以筛选 GFP 阳性克隆。
  7. 6 天后，通过流式细胞分选法将单个细胞分选至含有培养基与 HEK293 上清液（体积比 1:1）的 96 孔板中。HEK293 上清液由汇合生长的 HEK293 细胞培养液经 4,966 × g 离心 15 分钟制得。
  8. 次日，更换为含 1.5 mg/ml 遗传霉素的培养基。每周换液一次。若细胞形成汇合单层，则转移至 24 孔板中。每周传代两次，传代比例为 1:5，使用含 1.5 mg/ml 遗传霉素的培养基。最后通过免疫印迹分析和流式细胞术分析 GFP 阳性细胞的比例。

2. 通过免疫印迹分析对稳定细胞系进行分析

  1. 吸除上清液，用预热的 PBS 洗涤贴壁细胞一次。将细胞重悬于 100 µl 2x Laemmli 样品缓冲液中，95 °C 加热 5 分钟，然后于 -20 °C 保存。
  2. 每份样品上样约 4 × 104 个细胞至 12% SDS-PAGE 凝胶中。同时，上样 6 µl 商品化蛋白 Marker 作为分子量标准。在凝胶电泳系统中，使用 1x Laemmli 电泳缓冲液，于恒定电压 180 V 条件下电泳 45–60 分钟。
  3. 使用 Trans-Blot SD 半干转印系统，以恒定电压 16 V 将蛋白转移至 PVDF 膜（孔径 0.45 µm），转印时间为 60 分钟。
  4. 用 10 ml 含 5% 脱脂奶粉的 PBS/0.05% Tween 20（MPT）溶液在室温下封闭膜 1 小时。
  5. 将 4 µl 抗 GFP 抗体加入 4 ml MPT 溶液中稀释，4 °C 过夜孵育膜。
  6. 用 10 ml PBS/0.05% Tween 20 溶液洗涤膜三次，每次 10 分钟。
  7. 将膜与 0.8 µl 辣根过氧化物酶标记的二抗在 4 ml MPT 溶液中孵育。
  8. 室温孵育 1 小时后，用 PBS/0.05% Tween 20 溶液洗涤膜三次（同步骤 2.6），然后根据试剂盒说明书使用商品化检测试剂检测辣根过氧化物酶活性。采用常规胶片显影设备显影蛋白条带。

3. 使用流式细胞仪分析细胞。

  1. 用 PBS 重悬细胞。以 HEK293 细胞作为阴性对照，调节前向散射（FSC）和侧向散射（SSC），使细胞位于量程范围内。通过排除细胞双联体、聚集体和细胞碎片，在活细胞群上圈定门控区域。
  2. 调节光电倍增管（PMT）增益，使未染色细胞位于 FL1 通道（488 nm 氩激光）直方图的最左侧。
  3. 为分析 HEK293-GFP 和 HEK293-GFP-CaeB 细胞的荧光强度，打开 FL1 通道的直方图，并对门控内的细胞群采集 10,000 个事件。
  4. 使用商用 FACS 分析软件分析数据。

4. 使用可诱导表达载体系统转染稳定细胞系

  1. 以每孔 1 × 105 个细胞的密度，将稳定表达 GFP 或 GFP-CaeB 的 HEK293 细胞接种于 12 孔板中。
  2. 接种后 19 小时，用调控质粒和报告质粒共同转染细胞，报告质粒编码 Bax 或活化型半胱天冬酶 3。
    1. 将 100 ng pWHE125-P 调控质粒（图 2）与 100 ng 报告质粒 pWHE655-hBax 或 pWHE655-revCasp3（图 3）以及 0.4 µl 聚乙烯亚胺共同转染至稳定的 HEK293 细胞中。
    2. 分别将 DNA 和聚乙烯亚胺转染试剂加入 75 µl Opti-MEM 培养基中，于室温准确孵育 5 分钟。为形成复合物，将两种混合液合并后于室温继续孵育 15 分钟。
  3. 将聚乙烯亚胺/DNA 溶液逐滴加入细胞中，于 37 °C、5% CO2 条件下孵育。

5. 诱导细胞凋亡

  1. 转染后5小时，向培养基中加入1 µg/ml多西环素，诱导促凋亡蛋白的表达。将细胞在37 °C、5% CO2条件下孵育18小时。

6. 通过免疫印迹分析宿主细胞凋亡

  1. 在收获细胞前，于光学显微镜下检查细胞，以确认是否出现细胞死亡。凋亡细胞可通过观察到死亡细胞周围存在凋亡小体来识别。
  2. 移除上清液，并用预热的 PBS 洗涤贴壁细胞一次。将细胞重悬于 100 µl 的 2x Laemmli 样品缓冲液中，在 95 °C 下加热 5 分钟，随后于 -20 °C 保存。
  3. 每份样品上样约 4 × 104 个细胞至 12% SDS-PAGE 凝胶中。同时，上样 6 µl 商品化蛋白 Marker 作为分子量标准。在凝胶电泳系统中，使用 1x Laemmli 电泳缓冲液，在恒定电压 180 V 下电泳 45–60 分钟。
  4. 使用 Trans-Blot SD 半干转印系统，以恒定电压 16 V，将蛋白转印至 PVDF 膜（孔径 0.45 µm）上，转印时间为 60 分钟。
  5. 将膜置于 10 ml 含 5% 脱脂奶粉的 PBS/0.05% Tween 20（MPT）溶液中，室温封闭 1 小时。
  6. 将 4 µl 抗切割型多聚 ADP-核糖聚合酶（PARP）一抗用 4 ml MPT 稀释，4 °C 过夜孵育。
  7. 用 10 ml PBS/0.05% Tween 20 溶液进行三次洗涤，每次 10 分钟。
  8. 将膜与 0.8 µl 辣根过氧化物酶标记的二抗在 4 ml MPT 中稀释后孵育。
  9. 室温孵育 1 小时后，用 PBS/0.05% Tween 20 溶液洗涤三次（如步骤 6.7 所述），并根据生产商说明书，使用商品化检测试剂盒检测辣根过氧化物酶活性。采用常规胶片显影设备以显示蛋白条带。
  10. 用 7 ml 西部印迹 stripping 缓冲液在室温孵育 30 分钟，以去除已结合的抗体。
  11. 用 PBS/0.05% Tween 20 溶液洗涤三次（如步骤 6.7 所述）后，将膜与 4 µl 抗肌动蛋白（actin）一抗在 4 ml MPT 中 4 °C 过夜孵育。
  12. 用 MPT 溶液洗涤三次（如步骤 6.7 所述）后，将膜与 0.8 µl 辣根过氧化物酶标记的二抗在 4 ml MPT 中稀释后孵育。
  13. 室温孵育 1 小时后，用 PBS/0.05% Tween 20 溶液洗涤三次（如步骤 6.7 所述），并根据生产商说明书，使用商品化检测试剂盒检测辣根过氧化物酶活性。采用常规胶片显影设备以显示蛋白条带。
    注意：所有孵育步骤均在摇床上按指定时间和温度进行。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

首先，建立了稳定表达目的蛋白（CaeB）的 HEK293 细胞系，该蛋白以 GFP 融合蛋白形式存在。作为对照，还构建了稳定表达 GFP 的 HEK293 细胞系。通过免疫印迹分析验证了 GFP 和 GFP-CaeB 的表达。代表性免疫印迹结果（图 4A）显示，GFP 和 GFP-CaeB 均实现了稳定且清晰可检测的表达。然而，该实验无法确定是否所有细胞均表达 GFP 或 GFP-CaeB。因此，还通过流式细胞术对稳定转染的 HEK293 细胞系进行了分析。如图 4B所示，两个细胞系中均有超过 90% 的细胞表达了 GFP。因此，这些稳定细胞系可用于进一步分析 CaeB 的功能。下一步，通过使用抗剪切 PARP 抗体的免疫印迹分析检测 CaeB 的抗凋亡活性。细胞核内 PARP 的蛋白水解剪切会使其 DNA 修复活性失活，是细胞凋亡终末阶段的典型标志。在 HEK293-GFP 或 HEK293-GFP-CaeB 细胞中均未检测到 PARP 剪切，表明 GFP 或 GFP-CaeB 的表达对细胞均无毒性。然而，当细胞经强效内源性凋亡诱导剂星形孢菌素（staurospori...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

许多致病菌含有分泌系统，可将细菌效应蛋白分泌或转运至宿主细胞内。这些效应蛋白能够调控宿主细胞内的各种过程和信号通路，从而使细菌在其特定的胞内生态位中存活并复制。深入了解效应蛋白的生化活性及其分子机制，有助于更好地理解致病性，并可能为开发新的治疗手段以对抗疾病提供帮助。此外，由于效应蛋白常通过模拟宿主细胞内的正常活动来发挥功能，因此也可作为研究真核细胞生物学的工具1。然而，研究单一效应蛋白的生化活性在实践中面临多种困难：1）效应蛋白之间存在功能冗余；2）效应蛋白的激活具有时间依赖性；3）效应蛋白可能需与其他效应蛋白协同作用，或受其功能干扰。因此，通常通过过表达研究来分析效应蛋白的活性。遗憾的是，瞬时过表达效应蛋白的方法也存在若干局限性。例如，只能采用单细胞分析实验，且当效应蛋白的活性依赖于其他效应蛋白时，其功能无法被准确评估。为克服上述第一个局限，可使用稳定表达细胞系。然而，若效应蛋白的表达对细胞具有毒性，则该方法不适用。在此情况下，可采用与本文所述相似的系统建立稳定且可诱导的细胞系，用于瞬时表达促凋亡蛋白（见下文）。然而，我们的结果（图5）表明，CaeB的表达可保护细胞免于发生凋亡...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本工作由德国研究基金会（DFG）通过合作研究项目796（SFB796）资助A.L.和C.B.，以及通过ERA-NET PathoGenoMics 3资助rd 致电 A.L.

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
DMEMlife technologies31966-021
FCSBiochromS0115
青霉素-链霉素（Pen/Strep）life technologies15140-122
OptiMEMlife technologies51985
X-tremeGENE 9Roche6365752001
遗传霉素（Geneticin）RothCP11.3
聚乙烯亚胺（Polyethylenimine）Polyscienes23966
多西环素（Doxycycline）Sigma AldrichD9891
Mini-PROTEAN Tetra CellBio-Rad165-8000EDU
Trans-Blot SD 半干式转印系统Bio-Rad170-3940
PageRuler 预染蛋白分子量标准Thermo Scientific26616
PVDF 膜MilliporeIPVH00010
抗-GFP life technologiesA6455
抗-cleaved PARPBD Bioscience611038
抗-肌动蛋白（anti-actin）Sigma AldrichA2066
鼠 IgG (H+L)-HRPODianova111-035-062
兔 IgG (H+L)-HRPODianova111-035-045
ECL Western Blotting SubstrateThermo Scientific32106
Restore Plus Western Blot Stripping BufferThermo Scientific46428

参考文献

  1. Galán, J. E. Common themes in the design and function of bacterial effectors. Cell Host Microbe. 5 (6), 571-579 (2009).
  2. Banga, S., et al. Legionella pneumophila inhibits macrophage apoptosis by targeting pro-death members of the Bcl2 protein family. Proc Natl Acad Sci USA. 104 (12), 5121-5126 (2007).
  3. Laguna, R. K., Creasey, E. A., Li, Z., Valtz, N., Isberg, R. R. A Legionella pneumophila-translocated substrate that is required for growth within macrophages and protection from host cell death. Proc Natl Acad Sci USA. 103 (49), 18745-18750 (2006).
  4. Schmid, M. C., et al. A translocated bacterial protein protects vascular endothelial cells from apoptosis. PLoS Pathog. 2 (11), e115(2006).
  5. Nogueira, C. V., Carey, K. L., Roy, C. R. Inhibition of pathogen-induced apoptosis by a Coxiella burnetiitype IV effector protein. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (44), 18997-19001 (2010).
  6. Rudel, T., Kepp, O., Kozjak-Pavlovic, V. Interactions between bacterial pathogens and mitochondrial cell death pathways. Nat Rev Microbiol. 8 (10), 693-705 (2010).
  7. Klingenbeck, L., Eckart, R. A., Berens, C., Lührmann, A. The Coxiella burnetii type IV secretion system substrate CaeB inhibits intrinsic apoptosis at the mitochondrial level. Cell Microbiol. 15 (4), 675-687 (2012).
  8. Raymond, B., et al. Subversion of trafficking, apoptosis, and innate immunity by type III secretion system effectors. Trends Microbiol. 21 (8), 430-441 (2013).
  9. Eckart, R. A., et al. Antiapoptotic activity of Coxiella burnetii effector protein AnkG is controlled by p32-dependent trafficking. Infect Immun. 82 (7), 2763-2771 (2014).
  10. Byrne, G. I., Ojcius, D. M. Chlamydia and apoptosis: life and death decisions of an intracellular pathogen. Nat Rev Microbiol. 2 (10), 802-808 (2004).
  11. Delft, M. F., Huang, D. C. S. How the Bcl-2 family of proteins interact to regulate apoptosis. Cell Res. 16 (2), 203-213 (2006).
  12. Willis, S. N., Adams, J. M. Life in the balance: how BH3-only proteins induce apoptosis. Curr Opin Cell Biol. 17 (6), 617-625 (2005).
  13. Shamas-Din, A., Kale, J., Leber, B., Andrews, D. W. Mechanisms of action of Bcl-2 family proteins. Cold Spring Harb Perspect Biol. 5 (4), a008714(2013).
  14. Cory, S., Adams, J. M. The Bcl2 family: regulators of the cellular life-or-death switch. Nat Rev Cancer. 2 (9), 647-656 (2002).
  15. Adams, J. M., Cory, S. Apoptosomes: engines for caspase activation. Curr Opin Cell Biol. 14 (6), 715-720 (2002).
  16. Suzuki, J., Denning, D. P., Imanishi, E., Horvitz, H. R., Nagata, S. Xk-related protein 8 and CED-8 promote phosphatidylserine exposure in apoptotic cells. Science. 341 (6144), 403-406 (2013).
  17. Cory, S. Cell death throes. Proc Natl Acad Sci USA. 95 (21), 12077-12079 (1998).
  18. Enari, M., et al. A caspase-activated DNase that degrades DNA during apoptosis, and its inhibitor ICAD. Nature. 391 (6662), 43-50 (1998).
  19. Fussenegger, M. The impact of mammalian gene regulation concepts on functional genomic research, metabolic engineering, and advanced gene therapies. Biotechnol Prog. 17 (1), 1-51 (2001).
  20. Felsher, D. W. Reversibility of oncogene-induced cancer. Curr Opin Genet Dev. 14 (1), 37-42 (2004).
  21. Maherali, N., et al. A high-efficiency system for the generation and study of human induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 3 (3), 340-345 (2008).
  22. Kozlova, E. N., Berens, C. Guiding differentiation of stem cells in vivo by tetracycline-controlled expression of key transcription factors. Cell Transplant. 21 (12), 2537-2554 (2012).
  23. Reijmers, L., Mayford, M. Genetic control of active neural circuits. Front Mol Neurosci. 2, 27(2009).
  24. Gossen, M., Bujard, H. Tight control of gene expression in mammalian cells by tetracycline-responsive promoters. Proc Natl Acad Sci USA. 89 (12), 5547-5551 (1992).
  25. Hillen, W., Berens, C. Mechanisms underlying expression of Tn10 .encoded tetracycline resistance. Annu Rev Microbiol. 48, 345-369 (1994).
  26. Deuschle, U., Meyer, W. K., Thiesen, H. J. Tetracycline-reversible silencing of eukaryotic promoters. Mol Cell Biol. 15 (4), 1907-1914 (1995).
  27. Robertson, A., Perea, J., Tolmachova, T., Thomas, P. K., Huxley, C. Effects of mouse strain, position of integration and tetracycline analogue on the tetracycline conditional system in transgenic mice. Gene. 282 (1-2), 65-74 (2002).
  28. Gossen, M., et al. Transcriptional activation by tetracyclines in mammalian cells. Science. 268 (5218), 1766-1769 (1995).
  29. Rang, A., Will, H. The tetracycline-responsive promoter contains functional interferon-inducible response elements. Nucleic Acids Res. 28 (5), 1120-1125 (2000).
  30. Freundlieb, S., Schirra-Müller, C., Bujard, H. A tetracycline controlled activation/repression system with increased potential for gene transfer into mammalian cells. J Gene Med. 1 (1), 4-12 (1999).
  31. Knott, A., et al. An optimized conditional suicide switch using doxycycline-dependent expression of human tBid. Cancer Biol Ther. 4 (5), 532-536 (2005).
  32. Danilchanka, O., et al. An outer membrane channel protein of Mycobacterium tuberculosis with exotoxin activity. Proc Natl Acad Sci USA. 111 (18), 6750-6755 (2014).
  33. Danke, C., et al. Adjusting transgene expression levels in lymphocytes with a set of inducible promoters. J Gene Med. 12 (6), 501-515 (2010).
  34. Maueröder, C., Chaurio, R. A., Platzer, S., Munoz, L. E., Berens, C. Model systems for rapid and slow induction of apoptosis obtained by inducible expression of pro-apoptotic proteins. Autoimmunity. 46 (5), 329-335 (2013).
  35. Srinivasula, S. M., et al. Generation of constitutively active recombinant caspases-3 and -6 by rearrangement of their subunits. J Biol Chem. 273 (17), 10107-10111 (1998).
  36. Baron, U., Freundlieb, S., Gossen, M., Bujard, H. Co-regulation of two gene activities by tetracycline via a bidirectional promoter. Nucleic Acids Res. 23 (17), 3605-3606 (1995).
  37. Anastassiadis, K., et al. A predictable ligand regulated expression strategy for stably integrated transgenes in mammalian cells in culture. Gene. 298 (2), 159-172 (2002).
  38. Qu, Z., et al. Homogeneity and long-term stability of tetracycline-regulated gene expression with low basal activity by using the rtTA2S-M2 transactivator and insulator-flanked reporter vectors. Gene. 327 (1), 61-73 (2004).
  39. Spencer, S. L., Gaudet, S., Albeck, J. G., Burke, J. M., Sorger, P. K. Non-genetic origins of cell-to-cell variability in TRAIL-induced apoptosis. Nature. 459 (7245), 428-432 (2009).
  40. Agha-Mohammadi, S., et al. Second-generation tetracycline-regulatable promoter: repositioned tet operator elements optimize transactivator synergy while shorter minimal promoter offers tight basal leakiness. J Gene Med. 6 (7), 817-828 (2004).
  41. Pluta, K., Luce, M. J., Bao, L., Agha-Mohammadi, S., Reiser, J. Tight control of transgene expression by lentivirus vectors containing second-generation tetracycline-responsive promoters. J Gene Med. 7 (6), 803-817 (2005).
  42. Hoffmann, A., Villalba, M., Journot, L., Spengler, D. A novel tetracycline-dependent expression vector with low basal expression and potent regulatory properties in various mammalian cell lines. Nucleic Acids Res. 25 (5), 1078-1079 (1997).
  43. Loew, R., Heinz, N., Hampf, M., Bujard, H., Gossen, M. Improved Tet-responsive promoters with minimized background expression. BMC Biotechnol. 10, 81(2010).
  44. Heinz, N., et al. Retroviral and transposon-based tet-regulated all-in-one vectors with reduced background expression and improved dynamic range. Hum Gene Ther. 22 (2), 166-176 (2011).
  45. Toniatti, C., Bujard, H., Cortese, R., Ciliberto, G. Gene therapy progress and prospects: transcription regulatory systems. Gene Ther. 11 (8), 649-657 (2004).
  46. Ye, H., Fussenegger, M. Synthetic therapeutic gene circuits in mammalian cells. FEBS Lett. 588 (15), 2537-2544 (2014).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

细胞凋亡级联反应蛋白质印迹流式细胞术多西环素诱导Caspase 3Bax蛋白PARP切割
应用可诱导表达系统研究细菌毒力因子对细胞内信号通路的干扰
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。