从循环肿瘤细胞建立前列腺癌患者来源的异种移植模型

摘要

本论文详细描述了一种利用循环肿瘤细胞（CTCs）建立前列腺癌患者来源的异种移植模型（PDXs）的方法。通过循环肿瘤细胞建立PDX模型，为研究前列腺癌提供了一种替代性实验模型；前列腺癌是男性中最常被诊断出的肿瘤，也是男性因癌症死亡的常见原因。

摘要

患者来源的异种移植（PDX）模型在癌症研究中日益受到重视，被广泛用于临床前药物评估、生物标志物鉴定、生物学研究以及个体化治疗策略的开发。循环肿瘤细胞（CTC）在肿瘤转移过程中发挥关键作用，并已从多种肿瘤类型的患者中成功分离。近期，CTC已被用于建立乳腺癌和前列腺癌的PDX实验模型。本文详细描述了我们课题组建立的从CTC衍生前列腺癌PDX模型的技术方法。相较于传统PDX模型，该方法的优势在于无需依赖手术标本获取，并可在疾病的不同阶段建立实验模型。通过密度梯度离心，继而进行红细胞裂解及流式细胞术去除CD45阳性单个核细胞，可从转移性肿瘤患者外周血样本中富集CTC。随后将富集的CTC注射至免疫缺陷小鼠体内，所形成的异种移植瘤可用于功能学研究，或收获后进行分子特征分析。该方法的主要局限性在于CTC富集中采用的阴性筛选策略。尽管存在这一局限，从CTC建立PDX模型仍为前列腺癌研究提供了一种全新的实验平台。

引言

患者来源的异种移植模型（PDX）是目前癌症研究中日益流行的实验模型。该模型可用于生物标志物和生物学通路的表征、药物疗效的临床前评估，以及为个体化癌症治疗创建“替身”模型^1,2。此前，其他研究团队已通过将单细胞肿瘤悬液或完整肿瘤组织移植或注射到免疫缺陷小鼠体内，建立了PDX模型¹。这些PDX 模型需要通过外科手术从接受手术的患者体内获取新鲜的实体肿瘤、恶性腹水或胸腔积液，这一过程不仅成本高昂，而且会增加患者发生医源性并发症的风险。

癌症研究领域的一项重要近期进展是循环肿瘤细胞的检测、分离与表征。这些肿瘤细胞从原发性肿瘤组织脱落，进入血液循环，在转移和复发过程中发挥关键作用，而转移与复发是癌症相关死亡最常见的原因³。对多种实体瘤来源的循环肿瘤细胞（CTC）进行评估与表征，已为疾病的诊断、预后判断以及残留病灶监测提供了重要的临床信息³。目前已有多种方法可用于高效分离CTC，这些方法主要依赖于CTC的物理特性、生物标志物表达或功能特征⁴。现有的宏观尺度CTC分离技术包括密度梯度离心法、滤膜孔径物理过滤法以及基于表面分子的分离法。其中应用最广泛的CTC分离方法是基于抗体捕获CTC的技术。可通过正向或负向筛选细胞表面标志物，从外周血中分离CTC。在外周血中对CTC进行正向筛选通常采用上皮标志物（例如，EpCAM），该标志物在CTC上表达，但在造血细胞中不表达。这种方法的缺点在于，具有转移潜能的CTC常经历上皮-间质转化（EMT），导致上皮表面标志物表达下调³。为了分离具有转移潜能的CTC，可采用负向筛选策略，利用造血细胞表面标志物CD45去除白细胞等正常细胞群体，从而富集CTC⁵。

前列腺癌是男性中最常见的诊断癌症，也是男性癌症相关死亡的主要原因 ⁶肿瘤进展和侵袭性的机制尚未完全阐明，因此建立和表征能够重现前列腺癌分子异质性的实验模型具有重要意义。前列腺癌的PDX模型已被 通过将人前列腺癌细胞移植到免疫缺陷小鼠体内先前建立的模型 ^7,8然而，由于前列腺癌疾病进展缓慢的特性，导致其在免疫缺陷小鼠中的移植率较低，从而阻碍了此类模型的建立。最近，循环肿瘤细胞（CTCs）已被用于建立乳腺癌模型。 ⁹，肺癌 ¹⁰ 和前列腺癌 ¹¹ PDX模型。这些概念验证研究提出了无需依赖手术样本采集即可构建PDX模型的可能性。本文详细描述了这种新型实验模型的构建方法。

方案

本方案已在本机构实施，并获得了机构研究伦理委员会的批准，符合所有机构、国家和国际关于人类福祉的指南。

1. 晚期前列腺癌患者外周血的采集

注意：选择转移性前列腺癌患者。获取患者的书面知情同意，并记录患者的临床特征，包括分离时的年龄、既往化疗和激素治疗情况。转移性疾病的患者外周血中可能存在最高浓度的循环肿瘤细胞 。

1. 在获得知情同意并遵循经机构审查委员会批准的适当方案后采集血样。整个操作过程中需佩戴乳胶手套并穿上实验服。
2. 将25 G 蝶形针与导管连接至针柄。使用酒精棉片清洁上臂与前臂之间肘正中静脉区域，然后在患者上臂绑扎止血带。
3. 将蝶形针插入肘正中静脉，推动采血管进入针柄以开始采血。使用含有乙二胺四乙酸（EDTA）的采血管收集约10 ml 血液，以防止凝血。
4. 从患者身上移除蝶形针，并用无菌纱布垫在静脉穿刺部位施压1分钟。随后用无菌绷带覆盖该部位。

2. 单个核细胞的分离

注意：从步骤1收集的血液除单核循环肿瘤细胞（CTCs）外，还将含有外周血单个核细胞（PBMCs）（例如， 淋巴细胞和单核细胞）。

1. 用5 ml血清移液管将全血移入50 ml聚苯乙烯锥形管中，并以1:1比例加入Hanks平衡盐溶液（HBSS）。轻轻吹打混合液以混匀。
2. 向一个空的50 ml聚苯乙烯锥形管中加入15 ml商品化溶液（Ficoll-Paque），用于通过低速密度梯度离心法分离血液成分。
3. 将步骤2.1中的全血与HBSS混合液轻轻吹打，加入步骤2.2的聚苯乙烯管中，形成明显的上层液层。将移液器调至最低档位以最小化溶液混合，从而确保有效的分离。
4. 在室温下以 400 x g 离心 30 分钟 （25 °C）。将减速设为最低档，以防止分离后溶液混合。加速度可设为任意速度。
5. 离心后，识别位于管中上层血浆与底部分离液之间的薄层白色至灰白色条带，即为 PBMCs 与 CTCs 的夹层。
6. 从步骤2.5中的灰白色条带收集细胞，使用塑料移液管将其转移至一个50 ml聚苯乙烯管中。
7. 向含有PBMCs和CTCs的50 ml聚苯乙烯圆锥形管中加入HBSS，于室温下以400 × g离心10 min 洗涤。
8. 弃去上清液，将沉淀重悬于50 ml HBSS中，在室温下以400 × g离心3分钟以洗涤。
9. 弃去上清液，用5 ml红细胞裂解缓冲液重悬剩余沉淀，并在室温下孵育5分钟。
10. 在室温下以 400 x g 离心 3 分钟，去除红细胞裂解缓冲液。
11. 弃去上清液，将沉淀重悬于 1 ml PBS 1x 中 添加10%胎牛血清（FBS）以封闭，再进行抗体染色。

3. 使用CD45-FITC抗体对单个核细胞进行染色以进行荧光激活细胞分选（FACS）

1. 使用血细胞计数板或自动细胞计数仪对存活细胞（台盼蓝染色阴性细胞，来自步骤2.11）数量进行定量。制备浓度为1 × 10⁶ cells/mL的细胞悬液。⁶ 细胞/ml 悬液（在 PBS 1× 中） 含10% FBS）并置于冰上1小时。
2. 将上一步定量的细胞悬液分装至两个试管中，标记为对照和CD45染色。
3. 在对照管中加入IgG1κ-FITC（2.5 µg/ml），稀释比例为1:250。在CD45染色管中加入CD45 FITC（2.5 µg/ml）偶联的一抗，稀释比例为1:250，将细胞悬液置于冰上孵育30分钟。CD45抗原标记用于排除造血细胞。
4. 在 4 °C 条件下以 400 × g 离心 3 分钟，弃去上清液。
5. 将细胞沉淀用含10% FBS的无菌1×PBS重悬，4 °C、400 × g离心3 min，重复洗涤两次。
6. 用1 ml 1× PBS溶液重悬细胞 含浓度为10 µg/ml的4',6-二脒基-2-苯基吲哚（DAPI）
7. 将最终溶液通过35 µm滤膜帽过滤至12 mm × 75 mm聚苯乙烯管中。

4. 通过流式细胞术分离前列腺循环肿瘤细胞

注意：利用流式细胞仪收集活的 CD45 阴性循环肿瘤细胞（CTCs）。

1. 使用标记为“Control”的试管中的细胞设置补偿对照。
2. 利用适当的前向散射和侧向散射参数，建立门控以排除碎片和细胞聚集体。
3. 使用标记为“CD45-FITC”的试管中的细胞悬液建立FITC门控。
4. 通过Pacific Blue-A通道对活细胞（DAPI阴性）进行门控。
5. 将CD45阴性细胞群收集至含有2 ml添加10% FBS的RPMI 1640培养基的无菌15 ml聚苯乙烯圆锥形试管中。
6. 将分选后的前列腺肿瘤细胞悬液以400 × g离心3分钟，然后将沉淀重悬于200–500 µl 含10% FBS的RPMI培养基中。

5. 将循环肿瘤细胞注射入小鼠及异种移植瘤生长的监测

注意：所有动物实验操作均须遵守机构动物护理委员会批准的方案。本方案已在本机构开展，所依据的动物使用方案已获得本机构动物护理委员会批准，并符合所有相关监管机构和机构的规定、法规及指南。

1. 将分选后的前列腺肿瘤细胞悬液与细胞外基质按1:1比例混合，并置于冰上。
2. 在皮下植入前，使用含5%（v/v）异氟烷（以1 L/min氧气为载体）的麻醉舱对小鼠进行麻醉。通过检查小鼠角膜反射和脚趾反射是否消失，确认麻醉效果充分。
3. 使用25 G针头和1 ml注射器，将250 µl前列腺肿瘤细胞与细胞外基质的混合悬液皮下注射至8–10周龄雄性免疫缺陷小鼠双侧上背部。无论循环肿瘤细胞（CTC）浓度如何，均注射250 µl，因注射体积是关键参数。 小鼠皮下给药最大体积不超过1 ml。  
4. 通过每周触诊小鼠注射部位以监测皮下结节性肿块的生长情况，并每周两次测量小鼠体重，进行动物监测。
5. 当肿瘤最大直径超过0.5 cm但小于1 cm时，采用二氧化碳窒息法处死小鼠，随后行颈椎脱位，并收获皮下生长的人源前列腺癌异种移植瘤，以确保获得足够的肿瘤组织用于分子分析和连续传代。若小鼠出现痛苦体征或体重减轻达15%，即使未触及肿瘤，也应立即处死。 

结果

本方案将通过分离的CD45阴性前列腺癌循环肿瘤细胞（CTC）建立PDX模型。根据本方案中采用的阴性筛选方法，必须使用DAPI染色排除死细胞。通过流式细胞术检测到的CD45阴性细胞比例存在差异，具体取决于患者的肿瘤负荷（图1A）。对未分选细胞进行CD45和DAPI（用于识别细胞核）的免疫荧光染色，可观察到CD45阴性细胞，如白色箭头所示（图1B）。在图1C中，可见小鼠双侧 flank 出现皮下结节样密度影。每个结节样密度代表异种移植瘤的生长，其自小鼠背部肌肉组织突出，质地较硬，可与正常组织明显区分。从细胞植入到异种移植瘤形成的时间间隔可能差异较大，具体取决于患者样本中CTC的负荷量、植入细胞数量以及CTC的生物学侵袭性。由CTC建立的前列腺癌PDX模型在苏木精-伊红染色以及针对前列腺特异性细胞标志物（如雄激素受体（AR）和前列腺特异性膜抗原（PSMA））的免疫组化染色中，均能重现人类前列腺肿瘤的特征（图1D）。

讨论

本文描述了一种利用循环肿瘤细胞（CTCs）建立前列腺癌患者来源的异种移植（PDX）模型的方法。使用CTCs建立PDX 与现有方法相比，模型具有若干潜在的重要优势。首先，通过外周血可便捷地收集循环肿瘤细胞（CTCs），从而能够从同一患者在不同疾病阶段建立实验模型。其次，与需要通过手术获取肿瘤细胞的现有方法相比，血液采集是一种更安全且成本较低的肿瘤细胞分离方法。

已报道多种循环肿瘤细胞（CTC）富集方法，但由于经费和资源限制，许多方法并非所有实验室均可采用。我们旨在本实验室建立一种可充分利用流式细胞分选术（FACS）的检测方法，该技术对许多实验室而言便捷、经济且易于获取。该方法的一个潜在局限性在于其对稀有细胞的检测灵敏度不足，这可能限制本方案在肿瘤负荷较低患者中的应用。若干其他技术可通过利用上皮细胞的物理或生物学特性来克服这一局限性，从而提高此类稀有细胞群体的检出与分离效率⁴。本方案所描述的CTC富集方法采用阴性筛选策略：去除表达CD45⁺的白细胞，保留CD45^-的CTC。在进行流式细胞...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
罗斯威尔公园纪念研究所 (RPMI) 1640	Gibco Life Technologies	11875-093
胎牛血清 (FBS)	Gibco Life Technologies	10437-028
青霉素-链霉素	Gibco Life Technologies	15140-122
磷酸盐缓冲液 (PBS)	Corning Cell Gro	21-031-CM
35 µm 细胞滤器	BD Falcon	352340
50 ml 聚苯乙烯圆锥形离心管	Crystalgen	23-2263
红细胞裂解缓冲液	Sigma	R7757
DAPI	Invitrogen	d3571
Ficoll-Paque Plus	GE Healthcare	17-1440
带细胞滤器帽的 12 mm x 75 mm 聚苯乙烯试管	BD Falcon	352235
BD Vacutainer 紫色抗凝血采集管（含 EDTA）
BD 带推钮回缩针头的蝶翼式采血套装（23 号）
BD Vacutainer 一次性使用采血针 holder
一次性乳胶止血带
乳胶或非乳胶手套
酒精棉片
2 英寸 × 2 英寸棉纱垫
粘性绷带
25 G 针头
1 ml 注射器