需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

含金纳米棒的细胞载体的制备与光声分析

6.4K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/53328

⸱

2016年5月2日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Applied Physics, Italian National Research Council, 2Department of Experimental and Clinical Biomedical Sciences, University of Florence, Firenze, 3Department of Physics and Astronomy, University of Florence, Sesto Fiorentino, 4Department of Pharmacy and Biotechnology, University of Bologna

本文内容

摘要

我们展示了用于癌症光声成像的含金纳米棒细胞载体的制备方法，并探讨了其可行性。

摘要

金纳米棒因其在近红外窗口具有强光学吸收、低细胞毒性以及靶向肿瘤的潜力，在癌症的光热消融和光声成像等多种生物医学应用中备受关注。然而，金纳米棒向肿瘤部位的有效递送仍然是一个挑战。一种创新策略是利用肿瘤相关巨噬细胞对肿瘤的趋向性，将金纳米棒负载于这些细胞中实现靶向输送。 体外在此，我们描述了含有金纳米棒的细胞载体的制备及其光声检测方法。聚乙二醇化的金纳米棒经季铵盐化合物修饰，以获得阳离子特性。当这些颗粒与普通培养皿中的小鼠巨噬细胞接触时，可被大量内吞进入内吞囊泡。随后，将这些细胞包埋于生物聚合物水凝胶中，以验证颗粒在纳入细胞载体后仍能保持其光声转换的稳定性。我们相信，这些结果可能为开发将等离激元颗粒递送至肿瘤的新策略提供新的启发。

引言

在过去十年中，各种等离激元颗粒（如金纳米棒、纳米壳和纳米笼）因其在生物医学光学中的应用而受到广泛关注1,2,3,4。与传统的金纳米球不同，这些新型颗粒在近红外（NIR）窗口具有共振特性，该窗口可实现光在生物组织中的最深穿透，并对内源性成分提供最高的光学对比度1。这一特性激发了其在光声（PA）成像和肿瘤光热消融等创新应用中的研究兴趣。然而，多个问题限制了这些颗粒的临床应用。例如，其光学激发往往导致颗粒过热，并使其功能形态向更接近球形的结构转变，从而引发光不稳定性5,6,7,8,9。另一个在科学界备受关注的问题是这些颗粒向肿瘤部位的系统性递送。具体而言，金纳米棒的尺寸既有利于穿透具有增强通透性和滞留效应的肿瘤组织，又易于与特异性恶性标志物探针偶联，因此被认为可通过直接注射进入血液循环的策略是可行的10,11,12,13。然而，该途径仍存在挑战，大多数颗粒在体内循环过程中会被单核吞噬细胞系统捕获10,11,12。此外，颗粒在体内循环后的光学和生化稳定性也令人担忧14。当颗粒失去胶体稳定性并发生聚集时，其等离激元特性及热传导动力学会受到等离激元耦合15,16,17 和交叉过热18的影响。

近年来，利用肿瘤相关巨噬细胞趋向性的理念已成为一种明智的替代策略19,20,21这些细胞具有天然的高特异性识别和浸润肿瘤的能力。因此，一种研究思路是从患者体内分离这些细胞，并将其负载金纳米棒 体外 然后将其回输至患者体内，旨在利用这些细胞作为负责递送的载体。另一个优势是能够更好地控制颗粒的光学和生物化学稳定性，因为其生物界面将被构建 体外然而，这些细胞载体作为光学对比剂的性能仍需进行深入分析。

在本研究中，我们描述了用于癌症光声成像的含金纳米棒细胞载体的制备方法及其关键问题。聚乙二醇化的金纳米棒通过修饰季铵化合物22，以获得阳离子特性，预期可增强其与质膜的相互作用23,24。这些颗粒可被大多数类型的细胞高效且非特异性地摄取，且有望不会显著干扰细胞的生物学功能。小鼠巨噬细胞每细胞可负载高达200̇,000个阳离子金纳米棒，这些纳米棒被限制在紧密的内吞囊泡中。此种构型可能引发关注，因为等离子体耦合及囊泡内交叉过热的风险存在。因此，将巨噬细胞包埋于模拟生物组织的生物聚合物水凝胶中，以验证从培养基转移到内吞囊泡过程中，颗粒的光声转换稳定性是否大部分得以保留。我们制定了有效的测量标准，以评估在光声成像密切相关条件下光声转换稳定性的表现。在施加典型重复频率为10 Hz的50个激光脉冲序列后，于光学不稳定的初始阶段设定一个形变阈值。

我们相信，这些结果可能为开发将等离子体颗粒递送至肿瘤的新策略提供推动力。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

注意：所有金纳米棒的浓度均以名义上的金摩尔浓度表示。为便于与其他研究进行比较，请注意，在本实验中，1 M 金大约相当于 20 µM 金纳米棒。

1. 阳离子金纳米棒的制备

注意：本方法首先采用抗坏血酸对 HAuCl4 进行自催化还原，合成由十六烷基三甲基溴化铵（CTAB）包覆的金纳米棒，该步骤依据 Nikoobakht et al.25 提出的方案，并参照 Ratto et al.26 的方法进行调整。随后，通过结合聚乙二醇链10,11,27,28 和季铵化合物22，对这些金纳米棒进行修饰，以提高其生物相容性及对血浆膜的亲和力。

  1. 通过两次离心（12,000 × g，30 分钟）和倾倒操作，纯化 24 ml 浓度为 450 µM Au 的 CTAB 封端金纳米棒。确保本方案中所有离心步骤的残留体积与初始体积之比约为 1/200 或更低。使用 500 µM 水相 CTAB 作为洗涤液，最后将颗粒转移至 6 ml 含有 500 µM CTAB 和 0.005% (v/v) 吐温 20 的 100 mM 乙酸盐缓冲液（pH 5）中。
  2. 加入 30 µl 10 mM 水相 α-甲氧基-ω-巯基聚乙二醇（分子量 ~ 5,000），在 37 °C 下反应 30 分钟。
  3. 加入 30 µl 100 mM 的 (11-巯基十一烷基)-N,N,N-三甲基溴化铵二甲基亚砜溶液，在 37 °C 下静置反应 24 小时。
  4. 随后加入 18 ml 水中含 0.005% (v/v) 吐温 20 的溶液，并通过四次离心（12,000 × g，30 分钟）和倾倒操作纯化这些颗粒。使用水中含 0.005% (v/v) 吐温 20 的溶液作为洗涤液，最后将颗粒转移至 2.4 ml pH 7.4 的无菌 PBS 中。最终金的标称浓度为 4.5 mM。

2. 小鼠巨噬细胞加载金纳米棒

  1. 使用单核细胞/巨噬细胞系 J774a.1，以及添加了 10% 胎牛血清、1 mM 谷氨酰胺、100 单位/毫升青霉素和 100 µg/ml 链霉素的 DMEM 作为培养基。将 5 × 105 个细胞接种于四个直径为 60 mm 的培养皿中，培养 24 小时，使其在消化前达到亚汇合状态（参见步骤 2.2）。
    1. 在整个实验过程中，将细胞维持在标准培养条件下（37 °C、5% CO2、95% 空气和 100% 相对湿度）。操作细胞时使用层流柜及适当个人防护装备。
  2. 24 小时后，用阳离子金纳米棒对细胞进行负载，并准备将其包埋于壳聚糖薄膜中：
    1. 为使颗粒被细胞摄取，向每个培养皿中加入一份 PBS 配制的 4.5 mM 阳离子金纳米棒溶液，使金的终浓度为 100 µM。将培养皿继续孵育 24 小时。
    2. 随后在光学显微镜下观察细胞，确认细胞状态良好且已完成摄取。细胞应呈现正常形态，并含有多个深色的胞内囊泡。用细胞刮刀消化细胞，合并两个培养皿的细胞，以获得后续步骤所需的足够细胞数量（至少 2 × 106 个细胞），然后离心（120 × g，6 分钟）以去除过量的阳离子金纳米棒。细胞沉淀应几乎呈黑色。
    3. 将沉淀重悬于 2 ml PBS 中，使用血细胞计数板进行细胞计数。取含有 2 × 106 个细胞的悬液离心（120 × g，6 分钟），并将细胞沉淀固定于 2 ml 含 3.6%（w/v）甲醛的 PBS 溶液中，室温固定 10 分钟。最后用 PBS 洗涤沉淀三次，每次均通过离心（120 × g，6 分钟）去除固定剂。使用 PBS 作为洗涤液。

3. 将巨噬细胞包埋入壳聚糖薄膜中

注意：利用壳聚糖的特殊性质26,27,28,29 ，可制备含有经阳离子金纳米棒染色的巨噬细胞的仿生体模。与琼脂糖等其他水凝胶相比，壳聚糖能够形成强度更高、厚度更薄的薄膜，这对光声显微成像至关重要6。这些体模的制备基于先前的方案29,30,31，并根据下述内容进行了一些修改30。

  1. 制备酸化（pH 4.5，通过添加乙酸获得）且黏稠的3%（w/v）低分子量壳聚糖（平均分子量120 kDa）溶液，充分混合后于40 °C下均质化24小时。
  2. 随后，将含有阳离子金纳米棒的鼠源巨噬细胞（2 × 106 个细胞）与500 µl壳聚糖溶液混合。
  3. 为获得约50 µm厚的仿组织体模，将250 mg上述混合物倒入1.91 cm2的聚苯乙烯模具中，并在氮气流下放置24小时。之后，用500 µl 1 M NaOH处理这些样品以诱导交联，并用10 ml超纯水冲洗。

4. 光声转换稳定性的测试

注意：通过使用自制装置进行的PA实验（如参考文献6所述）来研究PA转换的稳定性。

  1. 将含有巨噬细胞的壳聚糖膜悬浮于去离子水中，例如使用浸入培养皿中的塑料支架，使膜与培养皿底部保持约 5 mm 的距离。将该培养皿置于微米级 XY 位移台上，以控制样品位置。
  2. 将脉冲持续时间约为5纳秒的激光束聚焦，并使其与金纳米棒的纵向等离激元共振带共振例如，由调Q Nd:YAG激光器的三倍频光泵浦的光学参量振荡器产生，波长范围为400 - 2,500 nm，脉冲持续时间为5 nsec，光斑直径约300 µm，垂直照射薄膜表面。
    1. 在激光出口前方放置一个衰减器以调节激光能量密度，并使用分束器将部分激光束聚焦到能量计上例如，一个热释电探测器）并监测能量密度波动。保持光能量密度低于约1 mJ/cm2 每次脉冲期间进行准直时，请佩戴合适的激光防护眼镜。激光开启时，务必使用适当的激光安全护目镜。
  3. 将超声换能器（频率范围为1 - 20 MHz）浸入培养皿中，使其距离薄膜表面约2 mm，并通过微米级平移和旋转调节装置调整其位置，以最大化薄膜发出的光声信号。
  4. 确定探针注量 FLO 不会损坏样品6:
    1. 在样品的任意位置以约 1 mJ/cm 的能量密度进行辐照2 每次脉冲至少重复500次。对每次脉冲，使用示波器采集超声换能器对应的光声信号以及能量计测得的激光能量密度。将平均能量密度记为 FLO试验.
    2. 根据脉冲次数计算光声信号的强度，以峰峰值幅度表示。为抵消激光强度波动的影响，将每个光声信号的幅度归一化为其自身能量密度与F的比值。LO试验分析归一化光声强度随脉冲次数的变化趋势，并验证其随时间的稳定性。
    3. 若出现不稳定情况，使用较低的 F 值重复步骤 4.4.1 至 4.4.3LO试验在稳定性情况下，使用 F 值重复进行LO试验 高出约10%，直至出现不稳定性。设定探针光通量FLO 作为F的第二高值LO试验 确保稳定性。
  5. 测量重塑阈值能量密度：
    1. 选择样本的另一个随机点，探测平均PA强度（ILOa超过500次脉冲，频率为FLO.
    2. 设定一个大于 F 的标称注量LO 并递送50次脉冲，将其平均能量密度记为Fexc.
    3. 探测平均PA强度（ILOb超过500次脉冲，频率为FLO 再次计算比值 R = ILOb / ILOaR值小于1表明样品的光学性质发生了不可逆变化。
    4. 使用微米级XY载物台移动薄膜，随机改变样品的测量位置。采用不同的F值，重复步骤4.5.1至4.5.4exc，以便取若干个 R 值，分别位于1以下、接近1以及1以上。15个点是合理的。
    5. 绘制 R 随 F 变化的函数图exc 并确定形变阈值光通量 Fth 即当R值开始因超出统计不确定性而偏离1时的数值。6

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

本文展示了含有金纳米棒的细胞载体用于癌症光声成像的可行性，并展示了该方案的典型实验结果。

透射电子显微镜（TEM）图像 图1 显示步骤1后颗粒的典型形态以及步骤2后的细胞载体情况。颗粒和细胞用于透射电子显微镜成像的制备方法 elsewhere 有描述17阳离子型金纳米棒在巨噬细胞内大量聚集，而巨噬细胞保持正常的形态。这些颗粒被限制在紧密的内吞囊泡内。

图 2a 显示了在第3步之后，含有阳离子金纳米棒并分散于壳聚糖仿组织中的巨噬细胞的光学透射图像。如该显微照片所示，壳聚糖水凝胶包埋并未影响细胞形态。细胞在样品中分布均匀。不含细胞但含有金纳米棒的壳聚糖薄膜对照组呈均质状态。 图2b 表明当金纳米棒被巨噬细胞摄取后，...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

靶向肿瘤相关巨噬细胞的概念正逐渐成为一种强大的抗癌策略34,35,36。在此，我们并非破坏这些细胞，而是利用其趋向性，将其招募为细胞载体，将金纳米棒递送至肿瘤内部。这一策略需要对颗粒进行精心设计，并考虑其在细胞内的整合与表征。我们发现，负载阳离子金纳米棒的小鼠巨噬细胞的光稳定性并未因颗粒被限制在内吞囊泡中而受到影响，这表明其等离子体耦合和交叉过热效应并不显著。我们推测，聚乙二醇（PEG）链的存在以及非共振形态（如金纳米球）的掺杂，可防止颗粒之间过于紧密的接触——这种接触距离分别约为颗粒直径17（约10 nm）和一个热扩散长度（在5纳秒内约30 nm），而这正是发生等离子体耦合和交叉过热的临界距离。

该方案在粒子设计及其光稳定性研究方面相较于现有方法具有创新性。步骤1中金纳米棒的设计结合了Vigderman et al.22 的观察结果，即季铵化合物能够驱动金纳米棒大量进入内吞囊泡，以及带正电荷特性的细胞穿透剂

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

致谢

本工作部分由托斯卡纳大区和欧洲共同体在ERANET+项目LUS BUBBLE和BI-TRE框架内资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
十六烷基三甲基溴化铵Sigma-AldrichH6269用于合成金纳米棒
三水合氯化金(III)Sigma-Aldrich520918用于合成金纳米棒
硝酸银Sigma-AldrichS6506用于合成金纳米棒
L-抗坏血酸Sigma-AldrichA5960用于合成金纳米棒
硼氢化钠Sigma-Aldrich用于合成金纳米晶种
甲氧基聚乙二醇硫醇（MeO-PEG-SH）Iris BiotechPEG1171用于金纳米棒的聚乙二醇化修饰，分子量约为 5,000 Da。
乙酸Sigma-Aldrich320099用于金纳米棒的聚乙二醇化修饰及溶解壳聚糖
乙酸钠Sigma-AldrichS8750用于金纳米棒的聚乙二醇化修饰
(11-巯基十一烷基)-N,N,N-三甲基溴化铵Sigma-Aldrich733305用于通过季铵化合物修饰金纳米棒
二甲基亚砜Sigma-Aldrich276855用于溶解(11-巯基十一烷基)-N,N,N-三甲基溴化铵
吐温-20Sigma-AldrichP2287用于离心聚乙二醇化修饰的金纳米棒
PBSLonzaBE17-516F用于在细胞孵育前悬浮金纳米棒以及处理细胞沉淀
J774a.1ATCCTIB-67小鼠单核细胞/巨噬细胞系
DMEMLonzaBE12-707F细胞培养基
FBSLonzaDE14-801F需添加至细胞培养基中
L-谷氨酰胺LonzaBE17-605E需添加至细胞培养基中
青霉素/链霉素LonzaDE17-602E需添加至细胞培养基中
培养皿NEST705001细胞培养皿
细胞刮刀EuroCloneES7018用于剥离细胞
甲醛Fluka47630用于固定细胞
低分子量壳聚糖Sigma-Aldrich448869脱乙酰度 75-85%，分子量约为 120,000 Da。
氢氧化钠Sigma-Aldrich306576用于使壳聚糖不溶并形成水凝胶
聚苯乙烯细胞培养板NEST702011用作制备壳聚糖水凝胶的模具
由Q开关Nd:YAG激光器三倍频泵浦的光学参量振荡器Continuum, Santa Clara, USASurelite OPO plus光声测试的光学激发源
热电探测器 Gentec, Quebec, CanadaQE8SP用于监测光声测试中的光通量
预放大针式水听器Precision Acoustic, Dorset, UK传感器直径1 mm，频率范围1-20 MHz用于测量光声信号

参考文献

  1. Ratto, F., Matteini, P., Centi, S., Rossi, F., Pini, R. Gold nanorods as new nanochromophores for photothermal therapies. J. Biophotonics. (1-2), 4-41 (2011).
  2. Dreaden, E. C., Alkilany, A. M., Huang, X., Murphy, C. J., El-Sayed, M. A. The golden age: gold nanoparticles for biomedicine. Chem. Soc. Rev. 41, 2740-2779 (2012).
  3. Hahn, M. A., Singh, A. K., Sharma, P., Brown, S. C., Moudgil, B. M. Nanoparticles as Contrast Agents for in-Vivo Bioimaging: Current Status and Future Perspectives. Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 3-27 (2011).
  4. Dreaden, E. C., Austin, L. A., Mackey, M. A., El-Sayed, M. A. Size matters: gold nanoparticles in targeted cancer drug delivery. Ther. Deliv. 3 (4), 457-478 (2012).
  5. Manohar, S., Ungureanu, C., Van Leeuwen, T. G. Gold nanorods as molecular contrast agents in photoacoustic imaging: The promises and the caveats. Contrast Media Mol. Imaging. 6 (5), 389-400 (2011).
  6. Cavigli, L., et al. Size Affects the Stability of the Photoacoustic Conversion of Gold Nanorods. J. Phys. Chem. C. 118 (29), 16140-16146 (2014).
  7. Chen, L. -C., et al. Enhanced photoacoustic stability of gold nanorods by silica matrix confinement. J. Biomed. Opt. 15 (1), 016010(2010).
  8. Ratto, F., et al. CW laser-induced photothermal conversion and shape transformation of gold nanodogbones in hydrated chitosan films. J. Nanopart. Res. 13, 4337-4348 (2011).
  9. Mercatelli, R., et al. Quantitative readout of optically encoded gold nanorods using an ordinary dark-field microscope. Nanoscale. 5 (20), 9645-9650 (2013).
  10. Von Maltzahn, G., et al. Computationally guided photothermal tumor therapy using long-circulating gold nanorod antennas. Cancer Res. 69 (9), 3892-3900 (2009).
  11. Jokerst, J. V., Cole, A. J., Van De Sompel, D., Gambhir, S. S. Gold nanorods for ovarian cancer detection with photoacoustic imaging and resection guidance via Raman imaging in living mice. ACS Nano. 6 (11), 10366-10377 (2012).
  12. Huang, X., et al. A reexamination of active and passive tumor targeting by using rod-shaped gold nanocrystals and covalently conjugated peptide ligands. ACS Nano. 4 (10), 5887-5896 (2010).
  13. Alkilany, A. M., Thompson, L. B., Boulos, S. P., Sisco, P. N., Murphy, C. J. Gold nanorods: Their potential for photothermal therapeutics and drug delivery, tempered by the complexity of their biological interactions. Adv. Drug Deliv. Rev. 64, 190-199 (2012).
  14. Centi, S., et al. In vitro assessment of antibody-conjugated gold nanorods for systemic injections. J. Nanobiotechnology. 12, 55(2014).
  15. Jain, P. K., Eustis, S., El-Sayed, M. A. Plasmon coupling in nanorod assemblies: Optical absorption, discrete dipole approximation simulation, and exciton-coupling model. J. Phys. Chem. B. 110 (37), 18243-18253 (2006).
  16. Funston, A. M., Novo, C., Davis, T. J., Mulvaney, P. Plasmon coupling of gold nanorods at short distances and in different geometries. Nano Lett. 9 (4), 1651-1658 (2009).
  17. Mazzoni, M., Ratto, F., Fortunato, C., Centi, S., Tatini, F., Pini, R. Partial Decoupling in Aggregates of Silanized Gold Nanorods. J. Phys. Chem. C. 118 (34), 20018-20025 (2014).
  18. Lapotko, D. O., Lukianova, E., Oraevsky, A. A. Selective laser nano-thermolysis of human leukemia cells with microbubbles generated around clusters of gold nanoparticles. Lasers Surg. Med. 38 (6), 631-642 (2006).
  19. Choi, M. R., et al. A cellular trojan horse for delivery of therapeutic nanoparticles into tumors. Nano Letters. 7 (12), 3759-3765 (2007).
  20. Dreaden, E. C., Mwakwari, S. C., La Austin,, Kieffer, M. J., Oyelere, A. K., El-Sayed, M. A. Small molecule-gold nanorod conjugates selectively target and induce macrophage cytotoxicity towards breast cancer cells. Small. 8 (18), 2819-2822 (2012).
  21. Yang, T. D., et al. Real-time phase-contrast imaging of photothermal treatment of head and neck squamous cell carcinoma: an in vitro study of macrophages as a vector for the delivery of gold nanoshells. J. Biomed. Opt. 17 (12), 128003(2012).
  22. Vigderman, L., Manna, P., Zubarev, E. R. Quantitative Replacement of Cetyl Trimethylammonium Bromide by Cationic Thiol Ligands on the Surface of Gold Nanorods and Their Extremely Large Uptake by Cancer Cells. Angew. Chem. Int. Ed. (English). 51 (3), 636-641 (2012).
  23. Richard, J. P., et al. Cell-penetrating peptides: A reevaluation of the mechanism of cellular uptake. J. Biol. Chem. 278 (1), 585-590 (2003).
  24. Delehanty, J. B., Boeneman, K., Bradburne, C. E., Robertson, K., Bongard, J. E., Medintz, I. L. Peptides for specific intracellular delivery and targeting of nanoparticles: implications for developing nanoparticle-mediated drug delivery. Ther. Deliv. 1, 411-433 (2010).
  25. Nikoobakht, B., El-Sayed, M. A. Preparation and growth mechanism of gold nanorods (NRs) using seed-mediated growth method. Chem. Mater. 15 (10), 1957-1962 (2003).
  26. Ratto, F., Matteini, P., Rossi, F., Pini, R. Size and shape control in the overgrowth of gold nanorods. J. Nanopart. Res. 12 (6), 2029-2036 (2009).
  27. Niidome, T., et al. PEG-modified gold nanorods with a stealth character for in vivo applications. J. Control. Release. 114 (3), 343-347 (2006).
  28. Tatini, F., et al. Size dependent biological profiles of PEGylated gold nanorods. J. Mater. Chem. B. 2, 6072-6080 (2014).
  29. Matteini, P., Ratto, F., Rossi, F., Centi, S., Dei, L., Pini, R. Chitosan films doped with gold nanorods as laser-activatable hybrid bioadhesives. Adv. Mater. 22 (38), 4313-4316 (2010).
  30. Matteini, P., Ratto, F., Rossi, F., de Angelis, M., Cavigli, L., Pini, R. Hybrid nanocomposite films for laser-activated tissue bonding. J. Biophotonics. 5 (11-12), 868-877 (2012).
  31. Matteini, P., Tatini, F., Cavigli, L., Ottaviano, S., Ghini, G., Pini, R. Graphene as a photothermal switch for controlled drug release. Nanoscale. 6, 7947-7953 (2014).
  32. Ratto, F., Witort, E., et al. Plasmonic Particles that Hit Hypoxic Cells. Adv. Funct. Mater. 25 (2), 316-323 (2015).
  33. Chithrani, D. B. Intracellular uptake, transport, and processing of gold nanostructures. Molec. Membrane Biol. 27 (7), 299-311 (2010).
  34. Mitchem, J. B., et al. Targeting tumor-infiltrating macrophages decreases tumor-initiating cells, relieves immunosuppression, and improves chemotherapeutic responses. Cancer Res. 73 (3), 1128-1141 (2013).
  35. Mantovani, A., Allavena, P. The interaction of anticancer therapies with tumor-associated macrophages. J. Exp. Med. 212 (4), 435-445 (2015).
  36. Panni, R. Z., Linehan, D. C., DeNardo, D. G. Targeting tumor-infiltrating macrophages to combat cancer. Immunotherapy. 5 (10), 1075-1087 (2013).
  37. Oh, E., et al. Cellular uptake and fate of PEGylated gold nanoparticles is dependent on both cell-penetration peptides and particle size. ACS Nano. 5 (8), 6434-6448 (2011).
  38. Yuan, H., Fales, A. M., Vo-Dinh, T. TAT peptide-functionalized gold nanostars: Enhanced intracellular delivery and efficient NIR photothermal therapy using ultralow irradiance. J. Am. Chem. Soc. 134 (28), 11358-11361 (2012).
  39. Ladest, S., Fales, A. M., Domard, A. Multi-membrane hydrogels. Nature. 452, 76-79 (2008).
  40. Matteini, P., et al. Photothermally activated hybrid films for quantitative confined release of chemical species. Angew. Chem. Int. Ed. (English). 52, 5956-5960 (2013).
  41. Khor, E., Lim, L. Y. Implantable applications of chitin and chitosan. Biomaterials. 24 (13), 2339-2349 (2003).
  42. Kennedy, L. C., et al. T cells enhance gold nanoparticle delivery to tumors in vivo. Nanoscale Res. Lett. 6 (1), 283(2011).
  43. Pissuwan, D., Valenzuela, S. M., Killingsworth, M. C., Xu, X., Cortie, M. B. Targeted destruction of murine macrophage cells with bioconjugated gold nanorods. J. Nanopart. Res. 9 (6), 1109-1124 (2007).
  44. Jokerst, J. V., Thangaraj, M., Kempen, P. J., Sinclair, R., Gambhir, S. S. Photoacoustic imaging of mesenchymal stem cells in living mice via silica-coated gold nanorods. ACS Nano. 6 (7), 5920-5930 (2012).
  45. Ding, H., et al. Gold nanorods coated with multilayer polyelectrolyte as contrast agents for multimodal imaging. J. Phys. Chem. C. 111 (34), 12552-12557 (2007).
  46. Esposito, G., et al. et al. In vivo laser assisted microvascular repair and end-to-end anastomosis by means of indocyanine green-infused chitosan patches: A pilot study. Lasers Surg. Med. 45 (5), 318-325 (2013).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

肿瘤相关巨噬细胞聚乙二醇化金纳米棒壳聚糖水凝胶光声显微成像等离子体颗粒内吞囊泡重塑阈值
含金纳米棒的细胞载体的制备与光声分析
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。