方法文章

体内 心肌结构、功能、灌注及存活性的定量评估：基于心脏微型计算机断层扫描技术

21.9K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/53603

⸱

2016年2月16日

 ,  ,  ,  , 
1Department of Genetics, Erasmus MC, Rotterdam, 2Department of Experimental Cardiology, Erasmus MC, Rotterdam, 3PerkinElmer, Inc., 4Department of Vascular Surgery, Erasmus MC, Rotterdam, 5Department of Radiation Oncology, Erasmus MC, Rotterdam

本文内容

摘要

本方法概述了使用量子微计算机断层扫描（MicroCT）结合碘化对比剂，在实验性心肌缺血小鼠模型中评估心脏形态、功能、灌注、代谢及存活能力。该技术可用于多种人类心脏病动物模型的无创、高通量、纵向体内成像。

摘要

由于微型计算机断层扫描（MicroCT）能够以无创、纵向的方式提供定量的高分辨率三维（3D）解剖学数据，其在以小型动物作为人类疾病模型的体内研究中的应用已显著增加。尤为重要的是，随着一种名为eXIA160的新型临床前碘化对比剂的开发，心脏的功能与代谢评估成为可能。然而，在配备X射线平板探测器技术和易于使用的 cardio-respiratory gating（心呼吸门控）功能的商用MicroCT扫描仪问世之前，针对小型动物心血管疾病（CVD）的临床前研究需要具备高级技能的MicroCT技术人员，因此难以广泛实施。本研究的目的是提供一份实用指南，介绍如何使用高速Quantum FX MicroCT系统，对健康小鼠以及通过永久性结扎左前降支冠状动脉（LAD）建立的心肌缺血小鼠模型，进行全面的心肌整体与局部功能评估，同时评价心肌灌注、代谢及存活性。

引言

缺血性心脏病（IHD）至今仍是全球男性和女性发病率和死亡率的首要原因1。由于机体水平上各器官和系统之间存在复杂性和相互关联，将整体动物作为IHD模型的研究仍然具有重要意义，不仅有助于我们更好地理解疾病的病理生理机制，还可用于评估新的预防和治疗策略。特别是小鼠模型，已显著促进了我们对心脏发育、心肌梗死发病机制、心肌肥厚、心肌炎以及动脉瘤样病变的认识2-7。决定心脏功能并可用于判断预后和选择治疗干预措施的参数包括心脏质量与几何结构、整体及局部功能、心肌血流的空间分布以及心肌存活性。

然而，大多数用于小鼠心脏病模型的传统研究方法涉及侵入性测量，需要数小时才能完成，因此无法对同一只动物进行重复测量，或者该方法需要牺牲动物8-12例如，为了测量局部心肌灌注，可使用放射性或荧光标记的微球，通过检测物理分离后的心脏组织中的放射性计数或荧光信号来实现 原位13,14.

类似地，在心肌梗死的动物模型中，梗死面积的评估最常通过氯化三苯基四氮唑（TTC）染色法进行；为了确定梗死演变的时间进程以及治疗干预的效果，该技术需要在多个时间点处死动物，以进行心脏组织病理学检查15。因此，能够实现对心脏形态、功能、代谢及存活性进行定量且纵向分析的非破坏性、人道的技术显得尤为重要。在此背景下，临床前影像学具有重要意义。在目前可用的成像技术中，磁共振成像（MRI）和超声心动图是最常被采用的两种方法16,17,18。

然而，尽管MRI在临床和临床前研究中均被视为参考成像方式，但专用小动物MRI系统的购置和维护成本高昂，且该技术对非高级用户而言操作复杂，导致MRI在常规应用中费用过高而难以普及。关于超声心动图，其在心脏功能测量方面存在显著缺点。大多数超声心动图检查所产生的数据是二维的，为了推导容积，必须依赖几何形状的假设19。此外，该技术在不同观察者之间以及同一观察者多次测量之间的可重复性较差，是另一项重要局限。单光子发射计算机断层扫描（SPECT）和正电子发射断层扫描（PET）等放射性核素成像技术主要用于心肌灌注和代谢的评估17,20,21。然而，这些成像方式的空间分辨率有限，使得在小鼠中进行心脏成像具有挑战性。

另一方面，随着平板探测器技术的发展，X射线灵敏度更高且读取速度更快，目前最先进的显微CT（MicroCT）系统现已能够提供达到MRI级别质量的心肺门控三维（3D）和四维（4D）图像。这类系统几乎无需维护，且操作简便，非专业用户亦可轻松使用。因此，此类显微CT仪器非常适用于以小型动物作为人类疾病模型的常规检查。尤为重要的是，随着一种新型临床前碘化对比剂的开发，现已能够实现心脏功能与代谢的同步评估22-24。

该对比剂含有高浓度的碘（160 mg/ml），静脉注射后可产生强烈的血池对比效果，从而实现 体内 血管和心腔的成像。给药后一小时内，可观察到心肌对比度随其代谢摄取而持续增强，因此同一种对比剂可用于评估心肌顿抑和心肌存活性。

本技术方案的目标是使研究人员能够利用具有内在心肺门控功能的高速MicroCT系统，结合血池碘化对比剂，对健康小鼠以及通过永久性结扎左前降支冠状动脉（LAD）建立的心肌缺血小鼠模型，进行心肌整体与局部功能、心肌灌注及心肌存活性的评估。通过采用该动物模型和成像技术，可使用单一成像方式对最重要的心脏参数进行重复、快速的评价，且无需侵入性操作或处死动物。该技术可用于评估新型预防和治疗策略。

方案

本研究中的所有动物实验均经伊拉斯姆斯医学中心动物研究伦理委员会批准。实验过程中，动物的饲养和管理均遵循伊拉斯姆斯医学中心的机构规定。实验结束时，采用过量吸入性麻醉剂异氟烷对动物实施安乐死。在开展本项工作之前，请务必获得所在机构动物护理与使用委员会的批准。

1. 心肌缺血模型的制备

  1. 通过吸入4%异氟烷对小鼠（C57Bl6，12周龄）进行麻醉。使用20 G套管对动物进行气管插管，并以每分钟100次呼吸频率、18 cm H2O的吸气峰压和4 cm H2O的呼气末正压对小鼠进行通气。
    1. 使用含有2.5%异氟烷的O2/N2（体积比=1/2）气体混合物维持麻醉，并在麻醉期间滴眼药水以防止眼睛干燥。将小鼠置于加热垫上，并通过直肠测量体温，以在手术期间维持体温在37 °C。
  2. 在手术前立即皮下注射布托啡诺（0.05–0.2 mg/kg），并在手术开始前检查脚趾夹捏反射，以确认麻醉深度足够。使用脱毛膏去除小鼠胸部毛发，并在皮肤上涂抹碘酒。
  3. 用剪刀在左侧第2和第3肋骨之间的皮肤上做一小切口。使用小钩将胸小肌、喙肱肌以及背阔肌向侧方牵拉，以暴露肋间肌。
  4. 使用弯曲的2 mm刀片弹簧剪小心地切开第3肋间肌，避免损伤肺组织。用一小块湿润纱布将肺组织推开，并撕破心包膜。
    注意：注意不要损伤左侧膈神经。
    1. 将固定肌肉的小钩重新放置到胸腔内，并调整位置，使左心室（LV）游离壁的大部分以及部分左心房可见。
  5. 将7-0丝线外科缝线插入左冠状动脉下方，并通过牢固打结阻断该动脉。
    注意：由于大多数小鼠的冠状动脉不可见，应根据心房位置确定结扎位置，并始终在左心房边缘下方2 mm处结扎冠状动脉，以标准化梗死面积。
  6. 通过观察左心室游离壁是否变苍白，以肉眼确认梗死是否成功诱导。若未观察到变苍白现象，应再次尝试阻断LAD。
  7. 使用6-0丝线外科缝线牢固关闭胸腔。
    注意：胸腔应严密关闭，以确保动物恢复后能够自主呼吸。
  8. 用生理盐水清洗伤口，并使用丝线缝合皮肤。在皮肤上喷洒伤口喷雾，以促进伤口愈合并预防感染。
  9. 关闭异氟烷，等待动物开始自主呼吸后再移除通气管。将小鼠置于带有加热垫的笼子中恢复。
    注意：在动物恢复足够意识以维持腹卧位之前，不得无人看管。接受手术的动物在完全恢复前不得与其他动物合笼。
  10. 术后每8–12小时 给予一次额外剂量的布托啡诺，用于术后镇痛。腹腔注射布托啡诺（50 µg/kg）。
    注意：术后3–4小时进行第一次MicroCT扫描（第3节），术后6–7小时进行第二次扫描。

2. MicroCT 对比剂注射

  1. 为了在两次连续的MicroCT成像过程中获取解剖、功能和代谢信息，请使用碘化造影剂。
  2. 用70%酒精暴露并处理小瓶橡胶塞。使用低死腔注射器抽取所需体积（每克体重5–10 µl）的造影剂。为防止注射过程中发生栓塞风险，如有气泡，可通过前后推动活塞和/或轻轻敲击注射器侧面，并缓慢将空气排入无菌吸水纸中，直至针尖出现液体为止。
    注意：MicroCT造影剂注射可在清醒或镇静动物中进行。对清醒动物应实施物理固定。为减轻应激，可考虑轻度镇静或使用吸入式异氟烷麻醉系统进行全身麻醉。
  3. 注射前，用70%酒精擦拭尾部。使用灯照或将其浸入温水（40–45 °C）中加热尾部，以促进血管扩张。以每克体重5–10 µl的剂量经静脉注射造影剂（例如，通过一侧尾侧静脉）。
    注意：应根据特定动物模型或MicroCT仪器的采集参数优化注射剂量，因为造影增强效果可能受实验动物健康状况、饮食状态以及图像噪声水平的影响。

3. 显微CT成像

  1. 在注射造影剂之前，按下计算机电源按钮启动 MicroCT 扫描仪。启动 MicroCT 控制软件，并在软件控制窗口中点击“预热”按钮，以预热X射线管。
  2. 等待控制软件中出现“实时模式”按钮，表明预热已完成。插入小孔径盖板，并放置小型动物床。
  3. 创建或选择适当的数据库、研究项目和受试对象，用于保存图像数据。要创建新数据库，请在数据库窗口中点击“新建数据库”按钮，输入新数据库的名称，在弹出的对话框中点击“浏览”按钮，导航至要保存数据库的驱动器，然后点击“确定”。在数据库窗口中查看新创建的数据库。要连接到现有数据库，请在数据库窗口中点击“连接到数据库”按钮，然后双击数据库名称。
  4. 在软件控制窗口的下拉菜单中选择以下参数设置扫描条件：X射线管电压，90 kV；CT X射线管电流，160 µA；实时X射线管电流，80 µA；视野（FOV），20 mm；门控技术，心肺门控；扫描技术，4.5 min。
    注：该成像方案可重建出舒张末期和收缩末期的三维数据集，每个数据集的矩阵大小为 512 × 512 × 512，重建后的各向同性体素尺寸为 40 µm。
  5. 向动物注射造影剂后，在诱导室中通过吸入4%异氟烷进行麻醉。将动物放置在扫描仪的动物床上，鼻罩提供含1.5–2.0%异氟烷的空气氧气混合气体。如有必要，调节异氟烷流量，使动物呼吸稳定，呼吸频率≤60次/分钟。
  6. 通过向右滑动仪器门以触发安全联锁装置。在控制软件窗口中点击“实时模式”按钮，启动实时模式，以实时观察受试动物。观察X采集窗口及动物状态。
    注：除非仪器门完全关闭且安全联锁已触发，否则仪器不会产生X射线。
  7. 按压仪器前面板上的载物台Z轴控制前后按钮，移动动物床，使小鼠胸部位于视野（FOV）内。确认胸部位于FOV中心。使用仪器前面板上的动物床控制“左”和“右”箭头键，将动物调整至蓝色边界框内。
    1. 在控制软件窗口的旋转控制下拉列表中选择"90"，然后点击“设置”按钮，旋转机架。确保动物始终位于X采集窗口的蓝色边界框内。如有必要，使用仪器前面板上的动物床控制“上”和“下”箭头键对动物进行对齐。
      注：仅X采集窗口中蓝色边界框内的图像数据将用于重建三维体积。
  8. 在X采集窗口中，通过鼠标左键点击并拖动感兴趣区域（ROI）边缘，调整心肺区域的大小，使同步视图中的心肺信号清晰可见。确保在所有机架角度下，ROI均覆盖膈肌和心脏心尖部分。按照步骤3.6所述将机架旋转90°，以确认心肺信号仍清晰可见。
    注：为避免不必要的电离辐射暴露，应尽量缩短调整动物位置和心肺ROI的时间。
  9. 在控制软件窗口中点击“CT扫描”按钮以启动采集，将弹出CT扫描确认消息。点击该消息中的“是”按钮以确认扫描，或点击“否”按钮中止扫描。一旦点击“是”按钮，仪器上的红色X射线通电指示灯将亮起。
    注：该状态也可通过控制软件窗口中仪器状态框的电压图标闪烁来确认。扫描将在4.5分钟内完成，X射线管将自动关闭，仪器上以及控制软件窗口控制面板中的红色X射线通电指示灯将熄灭。投影数据将自动排序，其进度由GetSynchronizedRaw窗口中的绿色进度条显示。代表心动周期舒张末期和收缩末期的体积数据集将在额外2–3分钟内自动重建完成。
    注：如需中止扫描，可点击控制软件窗口控制面板中的紧急停止按钮，或按下仪器前面板上的机械紧急停止按钮。
  10. 在2D Viewer软件中观察重建图像的横断面、冠状面和矢状面视图。花几秒钟时间评估所获取图像的质量。检查是否存在因麻醉深度不足导致的动物运动迹象。如有必要，进行适当调整并重新扫描。
    注：如果图像中的结构出现重影、双边缘或条纹状伪影，则通常是"警示信号"，提示麻醉深度可能不足，动物在扫描过程中发生了移动。此时应调整麻醉深度，并重新进行扫描。
  11. 将动物从扫描仪中取出，并在监护下使其完全从麻醉中恢复。
  12. 在造影剂摄取的代谢期（注射造影剂后3至6小时）再进行一次MicroCT扫描。
    注：关于C57Bl/6和BALB/c小鼠心肌平均增强值的更多细节，可参见Detombe等和Ashton 等22,23的发表文献。

4. MicroCT 数据分析

  1. 将舒张末期和收缩末期的VOX文件均载入Analyze 12软件中。
  2. 使用斜切面模块打开每幅已加载的图像，并进行短轴图像重组。
  3. 为缩短图像处理时间，可考虑使用图像计算器模块中的“子区域/填充体积”（Subregion/pad volume）功能对图像进行裁剪。对于两个体积数据，应保持相同的子区域低值和高值的 X、Y、Z 维度参数。
  4. 连接两个体积数据，并使用体积编辑模块打开。为更好地显示结构，必要时可调整图像强度。
  5. 执行心内膜轮廓分割。在“体积编辑”模块的“半自动”选项卡中选择“对象提取器”，在左心室（LV）内设置一个种子点，并调整阈值，使左心室腔与心肌区分开来。为确定阈值，可使用自动阈值算法，或通过“线剖面”模块确定的半高全宽值（FWHM）。
    1. 沿二尖瓣瓣叶平面绘制边界，以防止区域扩展至主动脉，点击“提取对象”按钮以完成分割。舒张末期和收缩末期容积将自动进行处理。命名该区域（例如 左心室腔）并将对象图保存至相应的文件目录。
  6. 进行心外膜轮廓分割。添加新对象，并使用“体积编辑”模块中的半自动或手动分割工具对心外膜心脏表面进行分割。确保正确识别舒张末期和收缩末期的轮廓。如有必要，进行手动调整。命名各区域（例如 左心室心肌）并将对象图保存到相应的文件目录中。
    注意：可额外使用空间滤波模块进行图像滤波，以提高分割的速度和质量。
  7. 为了从对象图（已保存）中提取体积测量数据，请使用“感兴趣区域”模块打开附加的体积文件。确保已加载校正后的图，打开“样本选项”窗口，确认同时选中了LV Cavity和LV Myocardium对象，然后点击“采样图像”按钮。保存日志文件。
  8. 为进行心脏功能和代谢的区域分析，使用感兴趣区域模块中的径向分割工具进一步细分已分割的体积。

5. 全局与区域心脏参数的计算

  1. 计算左心室每搏输出量（LVSV）时，用左心室舒张末期容积（LVEDV）减去左心室收缩末期容积（LVESV）：
    LVSV = LVEDV - LVESV;
  2. 计算左心室射血分数（LVEF）时，将左心室每搏输出量（LVSV）除以左心室舒张末期容积（LVEDV），再乘以100%：
    LVEF = LVSV / LVEDV × 100%;
  3. 计算心输出量（CO）时，将左心室每搏输出量（LVSV）乘以心率（HR）：
    心输出量（CO）= 每搏输出量（LVSV）× 心率（HR）;
  4. 为计算左心室心肌质量（LVMM），需从由心外膜表面界定的左心室心肌壁体积中减去由心内膜表面界定的左心室心肌壁体积（LVMV）结束) 由心外膜表面所限定的左心室心肌壁容积（LVMVEPI)，再乘以心肌的比重 1.05 g/cm3:
    LVMM = (LVMV 表皮 - LVMV 结束 ) * 1.05;
  5. 为计算左心室心肌质量指数（LVMMI），将左心室心肌质量（LVMM）除以小鼠体重（BW）：
    LVMMI = LVMM / 体重;
  6. 为计算左心室心肌梗死面积百分比（%LVMIS），将左心室梗死心肌体积（LVMV）除以左心室总体积MI）除以左心室心肌总体积（LVMV）总计），再乘以 100%：
    %LVMIS = LVMV MI / LVMV 总计 * 100%;
    注意：在计算LVMM、LVMMI和%LVMIS时，应使用相应的心室舒张末期或收缩末期数据集中的心内膜和心外膜容积测量值。报告平均的收缩末期和舒张末期指数。
  7. 为计算节段性左心室壁运动异常（LVWM），用节段性左心室舒张末期壁直径（LVEDWD）减去节段性左心室收缩末期壁直径（LVESWD）：
    LVWM = LVEDWD - LVESWD;
    以环形极地图（牛眼极图）的形式展示结果。
  8. 计算节段性左心室壁增厚率（%LVWTh）的方法为：用节段性左心室收缩末期壁厚度（LVESWTh）减去节段性左心室舒张末期壁厚度（LVEDWTh），除以节段性左心室舒张末期壁厚度（LVEDWTh），再乘以100%：
    %LVWTh = (LVESWTh - LVEDWTh) / LVEDWTh × 100%;
    以环形极地图（Bulls eye 极图）的形式展示结果。
  9. 计算局部射血分数（%rEF）的方法：将节段性左心室舒张末期壁内径（LVEDWD）的平方减去节段性左心室收缩末期壁内径（LVESWD）的平方，再除以节段性左心室舒张末期壁内径（LVEDWD）的平方，最后乘以100%：
    %rEF = (LVEDWD 2 - LVESWD 2 ）/ LVEDWD 2 * 100%;
    以环形极地图（Bulls eye 极图）的形式展示结果。
  10. 为展示局部心肌灌注和对比剂摄取情况，将平均强度值转换为CT值（亨氏单位，HU）。通过将选自动物体外区域的空气重新定标为-1000 HU，并将水（使用充满水的小型射线透明管）定标为0 HU，对舒张末期和收缩末期两组数据进行转换。将结果以周向极坐标图（牛眼图）形式显示。

6. 统计分析

  1. 所有极坐标图显示的数据均以均值 ± 标准差（SD）表示。采用单因素方差分析（ANOVA）或其他适当的统计方法评估组间差异。

结果

显微CT采集、图像重建与图像质量评估

四只C57Bl/6小鼠（其中三只接受永久性左前降支冠状动脉结扎术，一只接受假手术）均成功从手术中恢复，并完成了成像方案，该方案包括单次静脉团注对比剂后进行两次4.5分钟的心脏呼吸门控MicroCT扫描。MicroCT扫描期间的平均心率为385 ± 18次/分钟。舒张末期和收缩末期图像重建采用专有的基于图像的内在门控技术，无需使用ECG电极或呼吸气压传感器等专用呼吸和心脏监测设备。重建完成后，使用2D查看软件预览了舒张末期和收缩末期数据集的图像质量。图像质量令人满意，无需进行额外的图像采集。因此，所有报告的数据均来自每只小鼠的两次扫描：第一次扫描在注射对比剂后10分钟进行，处于对比剂的血池相；第二次扫描在注射后3-4小时进行，处于对比剂的代谢摄取相。代表性血池短轴舒张末期和收缩末期切面显示，心肌梗死小鼠心脏（图1）与无心肌梗死小鼠心脏（图2）均实现了左心室腔的清晰勾画，背景噪声极低，可实现精确的解剖和功能评估。在左前降支冠状动脉结扎小鼠心脏的短轴图像上，对应于心肌梗死区域的对比剂稀疏区边界清晰（图1），而在假手术动物中则未见此现象（图2）。

左心室功能的定量评估。

对每个动物的舒张末期和收缩末期容积均进行了基于阈值的三维分割，以确定左心室舒张末期容积（LVEDV）和左心室收缩末期容积（LVESV）。根据第5节所述公式，由LVEDV和LVESV计算左心室每搏输出量（LVSV）、左心室射血分数（LVEF）和心输出量（CO）。容积及整体功能测量结果汇总于表1。结扎后3小时，心肌梗死组与假手术组动物经体重归一化的平均LVEDV差异无统计学意义（2.8 ± 0.23 vs. 2.3）。然而，心肌梗死组经体重归一化的平均LVESV较高（2.1 ± 0.31 vs. 0.92）。相应地，左前降支冠状动脉闭塞小鼠的平均LVEF和心输出量（CO）低于假手术小鼠（23.1% ± 7.1% vs. 60.5%，以及4.23 ± 0.4 ml/min vs. 13.84 ml/min）。

左心室心肌质量与梗死面积的定量评估。

左心室心肌质量（LVMM）和左心室心肌质量指数（LVMMI）均基于包含乳头肌和肌小梁的外膜及内膜分割结果进行测定。对舒张末期和收缩末期的重建图像均进行了处理，心肌梗死组和假手术动物的各项数值总结于表1中。心肌梗死体积通过基于对比剂稀疏区域的阈值法三维容积测量来确定。如表1所示，在左前降支冠状动脉结扎后3小时，小鼠1、2和3的风险区域（AAR）分别占左心室心肌质量的22.4%、13.3%和15.8%。

心肌灌注显像（MPI）。

显示了心肌梗死小鼠（小鼠1）和无心肌梗死小鼠（小鼠4）在舒张末期和收缩末期的心肌灌注代表性极坐标图（Bulls Eye 极坐标图），如图3和图4所示。生成这些图所用的图像在注射对比剂后10分钟及LAD结扎3小时后采集。同一动物获得的舒张末期与收缩末期同节段数值无明显差异。然而，在心肌梗死小鼠的中前壁、中下外侧壁、中前外侧壁、心尖前壁及心尖侧壁节段观察到低增强，表明LAD动脉闭塞引起冠状动脉血流受损（图3）。在假手术动物的心脏中未观察到此类损伤（图4）。

心肌存活性与代谢。

显示了心肌梗死小鼠（小鼠1）和无心肌梗死小鼠（小鼠4）在舒张末期和收缩末期代表性的节段性心肌代谢摄取环形极坐标图（牛眼极坐标图），见图7和图8。用于生成这些图的图像采集于对比剂注射后3–4小时，以及左前降支冠状动脉结扎后5–6小时。在经历左前降支冠状动脉闭塞的小鼠心脏短轴横截面中，也可肉眼观察到心肌对比剂摄取的差异（图5），而在假手术小鼠中则未见此类现象（图6）。同一动物获得的舒张末期与收缩末期同源节段数值并无差异。环形极坐标图显示出节段特异性的异常（图7），其模式与心肌灌注图所示相似（图2）。在假手术小鼠的环形极坐标图中未见对比剂摄取缺损（图8）。

左心室局部功能的定量评估。

所有成像小鼠的舒张末期和收缩末期重建图像质量均令人满意，可用于对左心室运动和增厚情况进行视觉评估。伴有和不伴有心肌梗死的小鼠各节段左心室壁运动、增厚及局部射血分数评分分别见图9和图10。如预期所示，左前降支冠状动脉结扎导致左心室局部功能指数显著降低（图9），而在假手术小鼠中未观察到该效应（图10）。

(A, B) 心脏 MRI 图像，黄色箭头标示心肌强化区域，显示病变进展
图 1. 心肌梗死小鼠（小鼠 1）心脏的代表性血池短轴舒张末期 (A) 和收缩末期 (B) 横截面图像。图像采集于左前降支冠状动脉闭塞后 3 小时，以及对比剂注射后 10 分钟。黄色箭头所示的负性对比是由于梗死区域缺乏对比剂充盈所致。

MRI序列示意图；心脏成像系列显示横断面动态变化及时间推移结果。
图2. 无心肌梗死小鼠心脏（小鼠4）的代表性血池短轴舒张末期（A）和收缩末期（B）横断面图像。图像采集于假手术后3小时及对比剂注射后10分钟。所有心肌切片中均可见对比剂均匀充盈。

心脏MRI节段分析图表；舒张末期、收缩末期相位数据可视化。
图3. 心肌梗死小鼠（小鼠1）心肌灌注的代表性舒张末期和收缩末期周向极坐标图显示（牛眼极坐标图）。 （A）根据17节段AHA模型25，将左心室划分为基底段、中段和心尖段短轴部分。中前壁、中下外侧壁、中前外侧壁、心尖前壁及心尖侧壁节段的灌注差异清晰可见。所示数值代表Hounsfield单位的节段均值±标准差。（B）心肌灌注图未划分为17个节段。图中心对应心脏心尖（节段17）的部分未显示。

舒张末期和收缩末期心脏示意图，用于分析血流动力学。
图 4. 无心肌梗死小鼠（小鼠 4）舒张末期和收缩末期心肌灌注的代表性周向极坐标图显示（Bulls Eye 极坐标图）。 （A）根据 17 节段 AHA 模型25，将左心室划分为基底段、中段和心尖段短轴部分。各节段的灌注情况相似。所示数值表示以 Hounsfield 单位表示的节段平均值 ± 标准差。 （B）心肌灌注图未划分为 17 个节段显示。图中对应心脏心尖（节段 17）的中心部分未显示。

细胞结构的荧光显微镜图像，显示细胞活动比较的示意图
图 5. 心肌梗死小鼠心脏（小鼠 1）舒张末期（A）和收缩末期（B）的代表性代谢摄取短轴横截面图像。图像采集于左前降支冠状动脉闭塞后 6–7 小时，对比剂注射后 3–4 小时。白色箭头所示的负性对比是由于梗死区域缺乏对比剂的代谢摄取所致。

MRI扫描结果，A和B部分之间的比较分析，医学影像，组织细节
图6. 无心肌梗死小鼠心脏（小鼠4）的代表性代谢摄取短轴舒张末期（A）与收缩末期（B）横断面图像。图像采集于假手术后6-7小时，对比剂注射后3-4小时。所有切片均可见心肌对对比剂的代谢摄取分布均匀。

心脏功能分析；舒张末期/收缩末期压力图；用于研究比较的示意图。
图7. 心肌梗死小鼠心肌代谢摄取的代表性舒张末期和收缩末期周向极坐标图显示（牛眼极坐标图）。 (A) 根据17节段AHA模型25，左心室被划分为基底部、中腔部和心尖部短轴部分。在中段前外侧、心尖前部、心尖下部以及心尖外侧节段中，代谢摄取的差异清晰可见。所示数值表示以Hounsfield单位表示的节段均值±标准差。(B) 显示的心肌代谢摄取图未划分为17个节段。图中心对应心脏心尖（节段17）的部分未显示。

心脏MRI靶心图；舒张末期和收缩末期相位；定量评估。
图8. 无心肌梗死小鼠心肌代谢摄取的代表性舒张末期和收缩末期周向极坐标图显示（靶心极坐标图）。 （A）根据17节段AHA模型25，将左心室划分为基底部、中腔部和心尖部短轴部分。中侧壁、心尖前壁、心尖下壁及心尖侧壁节段的代谢摄取差异清晰可见。图中数值表示以Hounsfield单位表示的各节段均值±标准差。（B）显示的心肌代谢摄取图未划分为17个节段。图中未显示对应于心尖（第17节段）的中心区域。

心脏 MRI 分析；室壁运动、室壁增厚、射血分数的牛眼图；下方为热图。
图 9. 心肌梗死小鼠的心肌节段性室壁运动（mm）、室壁增厚率（%）及局部射血分数（%）的环周极坐标图显示（牛眼图）。（A）根据 17 节段 AHA 模型25，将左心室划分为基底段、中间段和心尖段短轴部分。中间段和心尖段出现运动减弱、无运动及矛盾运动区域，提示存在广泛的心肌功能障碍。（B）区域心肌测量图未进一步划分为 17 个节段。图中心对应心脏心尖部（节段 17），未予显示。

心脏 MRI 数据分析；靶图、心壁运动、增厚、射血分数结果。
图 10. 无心肌梗死小鼠的心肌壁运动（mm）、壁增厚（%）和局部射血分数（%）的周向极坐标图显示（靶极图）。 （A）根据 17 节段 AHA 模型25，将左心室划分为基底段、中腔段和心尖短轴部分。未检测到明显异常。（B）显示的心肌区域测量图未进一步划分为 17 个节段。图中对应心脏心尖（节段 17）的中心未显示。

小鼠心血管指标表格，结扎LAD动脉与假手术组对比，显示体重、心率、LVEDV、LVESV、LVSV、LVEF、CO、LVMM和LVMIMI。
表1. 在LAD冠状动脉结扎后3小时的三只小鼠及假手术小鼠中测得的左心室容积和整体功能指标。 *BPM，每分钟心跳次数；LVEDV，左心室舒张末期容积；LVESV，左心室收缩末期容积；LVSV，左心室每搏输出量；LVEF，左心室射血分数；CO，心输出量；LVMVTOTAL ，左心室心肌总体积；LVMM，左心室心肌质量；LVMMI，左心室心肌质量指数；LVMVMI ，左心室心肌梗死体积；%LVMIS，左心室心肌梗死面积百分比。

讨论

近年来，显微计算机断层扫描（MicroCT）已成为许多研究者用于表征小型动物心脏结构与功能的常用手段26-29,30。然而，先前研究所使用的仪器多为自行搭建，或已不再 commercially available。因此，本研究旨在提供一种简单且全面的操作方案，利用具备内置心肺门控功能的高速 MicroCT 系统，对作为人类心脏病模型的小型动物，进行心脏整体与区域功能、心肌灌注及心肌存活性的评估。

研究心脏结构和功能最重要的要求之一是扫描仪能够校正生理状态下心脏的运动。为此，可采用基于心电图（ECG）的前瞻性门控和回顾性门控技术。然而，前瞻性门控（步进式扫描）依赖于预先设定的心动周期时相（例如舒张期，此时心脏运动最少），每个心动周期仅获取一幅图像，且只能重建心动周期的单一时相。因此，除了生成过程耗时外，前瞻性门控重建仅能提供一个数据集，缺乏功能信息。相比之下，回顾性门控可在心动周期的各个时相重建多个数据集，从而实现左心室整体及局部功能的分析。

本研究采用了具有内在回顾性门控的心肺重建技术。内在回顾性门控利用专有的基于图像的软件，无需专用的呼吸和心脏监测设备，即可重建心脏舒张末期和收缩末期相位29,31,32。Dinkel 等29的研究已证明，在研究小鼠和大鼠心脏功能时，内在回顾性门控与外在心电图依赖性回顾性门控具有极好的一致性。在本研究过程中，内在回顾性门控不仅显著缩短了扫描准备所需的时间，而且消除了对监测硬件（如心电图导联和呼吸气动传感器）的依赖，同时也无需操作者具备设置这些设备所需的额外技能。

重建后，发现舒张末期和收缩末期数据集的图像质量均满足心脏分析的要求。在图像检查过程中，特别关注了麻醉深度不足时可能出现的运动伪影、高呼吸频率动物因投影缺失而产生的条纹伪影、通常由骨性结构引起并可能模拟灌注缺损的低衰减伪影，以及因探测器校准不当或一个或多个探测器元件失效而产生的环形伪影。

MicroCT 获取心脏结构和功能信息的能力还依赖于合适的血管内对比剂的可获得性。目前市面上大多数商用 MicroCT 对比剂通常可分为颗粒状非代谢性巨噬细胞特异性对比剂和多分散性可代谢碘基对比剂23,33-36。尽管由于颗粒状试剂具有较高的原子序数（钡，Z=56；金，Z=79）而能提供更强的X射线不透性，但它们不能用于代谢评估。此外，这些试剂被视为对机体有害，并被肝脏巨噬细胞（库普弗细胞）——网状内皮系统（RES）的清除细胞——所清除。由于其不可代谢的特性，这些试剂会引起肝脏微循环的改变，并伴随肝脏损伤37。

另一方面，可代谢的碘基对比剂不会被靶向网状内皮系统（RES）特异性清除，因此应具有更好的安全性，并避免肝毒性。除了更高的安全性外，这些对比剂可被代谢活跃的组织摄取，因此可用于评估组织活性22,23。基于此目的，本研究选用了碘化对比剂。该对比剂以单次静脉推注方式给药，剂量为每克动物体重5或10 µl。尽管两种剂量均产生了满意的增强效果，但在注射10 µl/g剂量时，左心室和心肌中的对比剂水平呈现剂量依赖性升高。值得注意的是，使用较高剂量时，血液池显影时间延长，心肌对比剂摄取峰值延迟。其中一只动物（小鼠1）在手术后随访了10周，在此期间每两周进行一次成像。根据观察经验，在监测期间，该小鼠未出现与对比剂（共5次注射）或X射线暴露（共10次MicroCT扫描）相关的任何不良反应。长期碘暴露最常见的不良反应之一是甲状腺功能紊乱，但在死后解剖的宏观检查中未观察到此类异常。Mannheim et al. 在连续三次给予对比剂后检测了甲状腺素水平，发现与对照组相比无显著差异37。利用相同的MicroCT数据集，该动物未发现放射性肺纤维化的迹象（数据未显示），进一步证实了该操作的安全性。

对整体及局部心室心脏功能的评估被认为是判断心脏功能最强的决定因素，在预后评估和治疗干预选择方面具有重要意义38,39。整体左心室功能指标包括左心室舒张末期容积（LVEDV）、左心室收缩末期容积（LVESV）、左心室每搏输出量（LVSV）、左心室射血分数（LVEF）以及心输出量（CO）。早期的MicroCT研究已证实，在小鼠心血管疾病模型中对整体心脏功能进行定量评估是可行的，并且在LAD冠状动脉闭塞后不久即出现整体心脏功能的显著下降。这些发现与既往报道一致，即在闭塞后第1天，LVSV、LVEF和CO已出现明显降低29,40-43。值得注意的是，心脏功能的表现依赖于麻醉的类型和深度，因此为了获得准确的测量结果，在图像采集期间应尽可能保持心率处于生理状态44。

左心室心肌质量（LVMM）的定量评估对于诊断左心室肥厚具有重要意义， traditionally 主要通过磁共振成像（MRI）进行11,43,45,46左心室心肌质量（LVMM）通常根据体重进行校正，并表示为左心室心肌质量指数（LVMMI），以便在不同年龄和体型的小鼠之间对心脏重量进行标准化。准确估算这些参数非常重要，因为心肌梗死小鼠会出现显著的左心室肥厚。47左心室质量（LVMM）、左心室质量指数（LVMMI）及左心室几何结构的评估对于诊断心肌肥厚和心肌发育异常同样具有重要意义。11因此，测定这些参数将有助于进一步区分同心性肥厚、离心性肥厚或同心性重构等不同病理状态。在本研究中，对接受左前降支（LAD）冠状动脉结扎的小鼠以及假手术动物均测定了左心室质量（LVMM）和左心室质量指数（LVMMI）。随后，确定心肌梗死范围，并据此计算梗死面积百分比。尽管手术过程中对LAD冠状动脉的结扎位置保持一致，但所导致的梗死区域存在一定变异性：分别为13.3%、15.8%和22.4%（表1）。这种变异性的可能解释之一可能源于动物之间冠状动脉解剖结构及其供血区域的差异，这与既往报道一致。48评估小鼠心肌梗死模型梗死面积的最常用方法是 离体 氯化三苯基四氮唑（TTC）染色，该技术无法实现对同一动物个体进行疾病进展的纵向监测。在阿什顿早期研究的背景下 等22 值得注意的是，目前微型计算机断层扫描（MicroCT）结合碘化对比剂可提供一种纵向测定梗死面积的替代性且非破坏性方法。

MicroCT 技术的另一个优势在于能够非常精确地确定区域性缺血。与人类相似，小鼠的左冠状动脉分为前降支（LAD）和回旋支（LCX）。然而，在小鼠中，LAD 和 LCX 的侧支血管解剖结构在不同个体之间存在显著差异48。LCX 的较大分支有时与 LAD 走行非常接近，而且由于小鼠的冠状动脉位于心肌内，因而无法直接观察，因此在小鼠心肌梗死手术过程中，LCX 的侧支血管有时会不可避免地被意外纳入冠状动脉结扎范围。因此，MicroCT 检查后获得的环周极坐标图可用于精确判断哪些冠状动脉被结扎：由于第 2、3、8 和 9 区域的灌注和对比剂摄取受 LCX 影响，而第 7、10、11、12、13、15、16 和 17 区域由 LAD 供血，通过极坐标图可明确区分。因此，极坐标图对于准确判定被结扎的动脉具有重要价值，从而在正确解读心肌梗死对心脏功能及疾病进展的影响方面起到关键作用。

所使用的心肌梗死小鼠模型高度模拟了人类临床情况，即冠状动脉因急性斑块破裂而突然闭塞，因此对于研究梗死心脏的疾病发展具有重要意义49。在发达国家，对心肌梗死患者的主要治疗目标是尽快恢复冠状动脉的血流再通；然而在许多情况下，特别是在心肌梗死发病率迅速上升的发展中国家，往往无法及时解除血管闭塞1,50。这会导致大面积心室梗死，通常最终发展为慢性心力衰竭，给公共卫生带来巨大负担。因此，采用永久性冠状动脉闭塞并形成大面积心室梗死的动物模型，结合纵向、非侵入性的诊断方法，对于开发针对该疾病的新治疗策略具有重要意义。

心肌CT灌注成像是一种快速发展的技术，可对区域性冠状动脉血流异常进行定量评估，并分析其与心脏功能及心肌存活性的相关性。近期的小动物研究表明，该技术已显著缩小了MicroCT与SPECT之间的差距，而SPECT目前仍是灌注与存活性评估的首选成像方式。22为评估左前降支冠状动脉（LAD）闭塞所致区域血流受损程度，还对MicroCT数据进行了心肌灌注信息分析。已知结扎的LAD动脉为左心室游离壁、部分室间隔及心尖区域供血。小鼠1的心肌灌注缺损（低增强区域）以极坐标系统显示，在中前壁、中下外侧壁、中前外侧壁、心尖前壁及心尖外侧壁节段表现明显，这些发现与LAD冠状动脉的供血分布一致图3）。在同源节段中，舒张末期和收缩末期图像所得灌注缺损之间未发现差异。假手术动物的舒张末期和收缩末期心肌灌注极坐标图显示于 图4. 对照动物各节段心肌血流的微小差异在舒张末期和收缩末期图像上均无显著意义。有趣的是，灌注减低区域在短轴横截面图像上可被直观观察到。图1）并且可以轻松定量，如图所示 图3这在Befeda的研究中是不可能的 等 并且可能归因于所用MicroCT仪器的噪声较大22为了能够被视觉识别，信号差异必须至少比图像中的噪声（标准差）大三到五倍。51本研究使用的MicroCT噪声水平较低，能够检测到灌注受损心肌与正常灌注心肌之间微小的信号差异（127 HU±23 HU vs. 217 HU±29 HU），从而成功评估心肌灌注模式的缺损情况。

使用碘化对比剂的一个主要优势是能够评估心肌存活性和代谢情况，这是由于对比剂引起的心肌强化效应。据我们所知，Detombe 等23 首次描述了该对比剂增强心肌的能力，而Ashton 等22 首次报道了其在心肌梗死成像中的应用。尽管该研究组指出，心肌梗死小鼠中灌注正常的心肌表现出与对照组相似的强化，而梗死区域的心肌则无强化，但并未报告对节段性心肌强化的定量评估结果。为了进一步探讨心肌强化是否可进行定量评估，所有小鼠在注射对比剂后3至4小时（此时心肌相对于心腔的强化程度达到最大）采用相同的成像方案再次进行成像。

在心肌梗死小鼠心脏的短轴舒张末期和收缩末期横断面图像上可直观观察到心肌对比剂摄取缺损（图5），而在假手术动物中则未见此类缺损（图6）。通过舒张末期和收缩末期重建图像，对每个心肌节段的心肌摄取情况进行定量评估，并以极坐标系统展示（图7 和 图8）。同一动物在舒张末期和收缩末期获得的对应节段摄取值之间无显著差异。然而，周向极坐标图显示了节段特异性的异常（图7），其模式与心肌灌注图所示结果相似（图2）。在假手术小鼠的周向极坐标图中未见对比剂摄取缺损（图8）。所获得的心肌摄取数据质量足以进行左心室整体功能分析以及心肌质量和梗死面积的定量评估（未展示）。尽管该结论不适用于当前采用的永久性左前降支冠状动脉闭塞模型，但我们认为心肌对比剂摄取不仅与局部心肌血流的变化有关，还可能与心肌细胞的状态相关（例如 瘢痕化、顿抑和冬眠心肌）。为验证这一假设，未来的研究将采用短暂心肌缺血与再灌注的动物模型。

心肌的主动收缩会导致心肌壁运动和增厚，这些是评估收缩功能和心肌存活性的重要指标。对节段性室壁运动、增厚程度及射血分数的评估有助于区分被动的收缩期室壁运动与主动的心肌收缩。为了实现对病变范围和严重程度的标准化定量分析，通常将室壁运动、室壁增厚和节段射血分数绘制成极坐标图（polar maps）。节段性心室壁运动异常是心肌缺血的重要标志，最常通过磁共振成像（MRI52）进行评估。带有和不带有心肌梗死的小鼠各节段的左心室（LV）壁运动、增厚及节段射血分数评分分别显示在图9和图10中。正如预期，左前降支（LAD）冠状动脉结扎导致左心室节段功能指数显著降低（图9），而在假手术小鼠中未观察到任何影响（图10）。这些结果与先前报道的数据一致。

综上所述，本研究首次成功应用高速显微CT系统，对健康小鼠及心肌梗死小鼠模型的心肌整体与局部功能参数进行了全面测定，同时评估了心肌灌注和存活性。该方法可进一步拓展用于其他心血管疾病模型的表征，从而实现对心脏功能及病理生理变化的精确、无创性评估，并可用于新型预防和治疗策略的效果评价。

披露

E.D. van D.、R. R.、J. E. 宣布他们没有竞争性财务利益。S. B. 是 PerkinElmer 的带薪雇员，该公司生产成像仪器。  本视频文章的出版费用由 PerkinElmer 支付。

致谢

本工作由Lijf en Leven基金会资助，项目名称为动脉扩张性疾病与狭窄性动脉疾病。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
Quantum FX 微型CT成像系统PerkinElmer, Hopkinton, MA, USA微型计算机断层扫描系统
XGI-8 麻醉系统PerkinElmer, Hopkinton, MA, USA货号：118918气体麻醉系统
Analyze 12.0 软件Analyze Direct, Overland Park, KS, USA成像可视化与分析软件
eXIA160 微型CT造影剂Binitio Biomedical, Ottawa, ON, CANADA货号：eXIA160-01; eXIA160-02; eXIA160-03; eXIA160-04; eXIA160-05基于碘的微型CT放射造影剂
异氟烷Pharmachemie BV,
Haarlem, Netherlands		货号：45.112.110吸入性麻醉剂
1/2CC U-100 28G1/2 胰岛素注射器Becton Dickinson and Company,
USA		货号：329461内腔无菌的胰岛素注射器
Leica 显微镜 M80 型Leica Microsystems BV, Eindhoven, Netherlands体视变倍显微镜

参考文献

  1. Finegold, J. A., Asaria, P., Francis, D. P. Mortality from ischaemic heart disease by country, region, and age: statistics from World Health Organisation and United Nations. Int J Cardiol. 168, 934-945 (2013).
  2. Briaud, S. A., et al. Leukocyte trafficking and myocardial reperfusion injury in ICAM-1/P-selectin-knockout mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 280, H60-H67 (2001).
  3. Heymans, S., et al. Inhibition of plasminogen activators or matrix metalloproteinases prevents cardiac rupture but impairs therapeutic angiogenesis and causes cardiac failure. Nat Med. 5, 1135-1142 (1999).
  4. Kaijzel, E. L., et al. Multimodality imaging reveals a gradual increase in matrix metalloproteinase activity at aneurysmal lesions in live fibulin-4 mice. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 567-577 (2010).
  5. MacLellan, W. R., Schneider, M. D. Genetic dissection of cardiac growth control pathways. Annu Rev Physiol. 62, 289-319 (2000).
  6. Michael, L. H., et al. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol. 269, H2147-H2154 (1995).
  7. Zhang, D., et al. TAK1 is activated in the myocardium after pressure overload and is sufficient to provoke heart failure in transgenic mice. Nat Med. 6, 556-563 (2000).
  8. Feldman, M. D., et al. Validation of a mouse conductance system to determine LV volume: comparison to echocardiography and crystals. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279, H1698-H1707 (2000).
  9. Kolwicz, S. C., Tian, R. Assessment of cardiac function and energetics in isolated mouse hearts using 31P NMR spectroscopy. J Vis Exp. , (2010).
  10. Kubota, T., et al. End-systolic pressure-dimension relationship of in situ mouse left ventricle. J Mol Cell Cardiol. 30, 357-363 (1998).
  11. Lorell, B. H., Carabello, B. A. Left ventricular hypertrophy: pathogenesis, detection, and prognosis. Circulation. 102, 470-479 (2000).
  12. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).
  13. Buckberg, G. D., et al. Some sources of error in measuring regional blood flow with radioactive microspheres. J Appl Physiol. 31, 598-604 (1971).
  14. Krueger, M. A., Huke, S. S., Glenny, R. W. Visualizing regional myocardial blood flow in the mouse. Circ Res. 112, e88-e97 (2013).
  15. Vivaldi, M. T., Kloner, R. A., Schoen, F. J. Triphenyltetrazolium staining of irreversible ischemic injury following coronary artery occlusion in rats. Am J Pathol. 121, 522-530 (1985).
  16. Johnson, K. Introduction to rodent cardiac imaging. ILAR J. 49, 27-34 (2008).
  17. Buonincontri, G., et al. MRI and PET in mouse models of myocardial infarction. J Vis Exp. , e50806(2013).
  18. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. J Vis Exp. , (2010).
  19. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).
  20. Stillman, A. E., Wilke, N., Jerosch-Herold, M. Myocardial viability. Radiol Clin North Am. 37, 361-378 (1999).
  21. Lahoutte, T. Monitoring left ventricular function in small animals. J Nucl Cardiol. 14, 371-379 (2007).
  22. Ashton, J. R., et al. Anatomical and functional imaging of myocardial infarction in mice using micro-CT and eXIA 160 contrast agent. Contrast Media Mol Imaging. 9, 161-168 (2014).
  23. Detombe, S. A., Dunmore-Buyze, J., Drangova, M. Evaluation of eXIA 160 cardiac-related enhancement in C57BL/6 and BALB/c mice using micro-CT. Contrast Media Mol Imaging. 7, 240-246 (2012).
  24. Prajapati, S. I., Keller, C. Contrast enhanced vessel imaging using microCT. J Vis Exp. , (2011).
  25. Cerqueira, M. D., et al. Standardized myocardial segmentation and nomenclature for tomographic imaging of the heart. A statement for healthcare professionals from the Cardiac Imaging Committee of the Council on Clinical Cardiology of the American Heart Association. Circulation. 105, 539-542 (2002).
  26. Badea, C. T., Fubara, B., Hedlund, L. W., Johnson, G. A. 4-D micro-CT of the mouse heart. Mol Imaging. 4, 110-116 (2005).
  27. Bartling, S. H., et al. Retrospective motion gating in small animal CT of mice and rats. Invest Radiol. 42, 704-714 (2007).
  28. Clark, D., Badea, A., Liu, Y., Johnson, G. A., Badea, C. T. Registration-based segmentation of murine 4D cardiac micro-CT data using symmetric normalization. Phys Med Biol. 57, 6125-6145 (2012).
  29. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography: a robust ECG-less paradigm for deriving cardiac phase information and functional imaging. Circ Cardiovasc Imaging. 1, 235-243 (2008).
  30. Drangova, M., Ford, N. L., Detombe, S. A., Wheatley, A. R., Holdsworth, D. W. Fast retrospectively gated quantitative four-dimensional (4D) cardiac micro computed tomography imaging of free-breathing mice. Invest Radiol. 42, 85-94 (2007).
  31. Boileau, C., et al. TGFB2 mutations cause familial thoracic aortic aneurysms and dissections associated with mild systemic features of Marfan syndrome. Nat Genet. 44, 916-921 (2012).
  32. Kachelriess, M., Sennst, D. A., Maxlmoser, W., Kalender, W. A. Kymogram detection and kymogram-correlated image reconstruction from subsecond spiral computed tomography scans of the heart. Med Phys. 29, 1489-1503 (2002).
  33. Boll, H., et al. Comparison of Fenestra LC, ExiTron nano 6000, and ExiTron nano 12000 for micro-CT imaging of liver and spleen in mice. Acad Radiol. 20, 1137-1143 (2013).
  34. Ford, N. L., et al. Time-course characterization of the computed tomography contrast enhancement of an iodinated blood-pool contrast agent in mice using a volumetric flat-panel equipped computed tomography scanner. Invest Radiol. 41, 384-390 (2006).
  35. Hainfeld, J. F., Smilowitz, H. M., O'Connor, M. J., Dilmanian, F. A., Slatkin, D. N. Gold nanoparticle imaging and radiotherapy of brain tumors in mice. Nanomedicine (Lond). 8, 1601-1609 (2013).
  36. Willekens, I., et al. Time-course of contrast enhancement in spleen and liver with Exia 160, Fenestra LC, and VC. Mol Imaging Biol. 11, 128-135 (2009).
  37. Mannheim, J. G., Schlichthärle, T., Pichler, B. J. Possible toxicological side effects after i.v. administration of iodine CT contrast agents. World Molecular Imaging Conference. Dublin, , P400(2012).
  38. White, H. D., et al. Left ventricular end-systolic volume as the major determinant of survival after recovery from myocardial infarction. Circulation. 76, 44-51 (1987).
  39. Sheehan, F. H., et al. Advantages and applications of the centerline method for characterizing regional ventricular function. Circulation. 74, 293-305 (1986).
  40. Nahrendorf, M., et al. High-resolution imaging of murine myocardial infarction with delayed-enhancement cine micro-CT. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292, H3172-H3178 (2007).
  41. Sheikh, A. Y., et al. Micro-CT for characterization of murine CV disease models. JACC Cardiovasc Imaging. 3, 783-785 (2010).
  42. Young, A. A., Barnes, H., Davison, D., Neubauer, S., Schneider, J. E. Fast left ventricular mass and volume assessment in mice with three-dimensional guide-point modeling. J Magn Reson Imaging. 30, 514-520 (2009).
  43. Young, A. A., et al. Reperfused myocardial infarction in mice: 3D mapping of late gadolinium enhancement and strain. J Cardiovasc Magn Reson. 8, 685-692 (2006).
  44. Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., Ross, J. Jr Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282, H2134-H2140 (2002).
  45. Dall'Armellina, E., et al. Improved method for quantification of regional cardiac function in mice using phase-contrast MRI. Magn Reson Med. 67, 541-551 (2012).
  46. Shapiro, E. P. Evaluation of left ventricular hypertrophy by magnetic resonance imaging. Am J Card Imaging. 8, 310-315 (1994).
  47. Michael, L. H., et al. Myocardial infarction and remodeling in mice: effect of reperfusion. Am J Physiol. 277, 660-668 (1999).
  48. Salto-Tellez, M., et al. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
  49. van Deel, E. D., et al. Extracellular superoxide dismutase protects the heart against oxidative stress and hypertrophy after myocardial infarction. Free Radic Biol Med. 44, 1305-1313 (2008).
  50. Forouzanfar, M. H., et al. Assessing the global burden of ischemic heart disease, part 2: analytic methods and estimates of the global epidemiology of ischemic heart disease in 2010. Glob Heart. 7, 331-342 (2012).
  51. Rose, A. The sensitivity performance of the human eye on an absolute scale. J Opt Soc Am. 38, 196-208 (1948).
  52. Befera, N. T., Badea, C. T., Johnson, G. A. Comparison of 4D-microSPECT and microCT for murine cardiac function. Mol Imaging Biol. 16, 235-245 (2014).

重印与许可

标签

CT Quantum FX
体内 心肌结构、功能、灌注及存活性的定量评估：基于心脏微型计算机断层扫描技术
联系我们
向图书馆推荐

隐私

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。