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方法文章

猪长期心血管运动测试用导管的手术植入

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DOI：

10.3791/53772

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2016年2月9日

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Experimental Cardiology and Neonatology, Erasmus MC, 2Experimental Cardiology, Erasmus MC, 3Neonatology, Erasmus MC

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本文介绍了一种用于评估清醒状态下猪在静息及分级跑步机运动期间心肺功能的实验方案。通过慢性仪器化处理，可进行重复的血流动力学测量，且不受心肌抑制性麻醉药物的影响。

摘要

本方案描述了对猪进行慢性置入仪器的外科手术，以及在电机驱动的跑步机上使猪进行运动的步骤。早期心肺功能障碍难以诊断，尤其是在动物模型中，因为心肺功能的测量通常具有侵入性，并需要使用麻醉。由于许多麻醉药物具有心脏抑制作用，心血管功能的细微变化可能被掩盖。相比之下，慢性置入仪器技术可在清醒状态下测量心肺功能，从而在安静休息条件下获取数据，避免麻醉和急性手术创伤的影响。此外，当动物经过适当训练后，还可于分级跑步机运动过程中获取测量结果。

将血流探头放置于主动脉或肺动脉周围，用于测量心输出量；放置于左前降支冠状动脉周围，用于测量冠状动脉血流量。将充满液体的导管植入主动脉、肺动脉、左心房、左心室和右心室，用于压力测量和血液采样。此外，将一根20 G 导管置于前室间静脉内，以实现冠状静脉血液采样。

经过一周的恢复后，将猪置于电机驱动的跑步机上，导管连接至压力和流量计，猪接受五阶段渐进式运动方案，每个阶段持续3分钟。在整个运动过程中连续记录血流动力学信号，并在每个运动阶段的最后30秒采集血样。

研究慢性置入仪器动物的主要优势在于，不仅可以在静息状态下，还可以在运动等生理应激条件下，对心肺功能进行连续评估。此外，可在疾病发展过程和慢性治疗期间重复评估心肺功能，从而提高统计效能，进而减少研究所需的动物数量。

引言

充足的 cardiopulmonary 功能对于为机体提供氧气和营养物质至关重要，尤其是在运动等代谢需求增加的情况下1运动时的心肺反应表现为心脏功能的多种适应性变化， 即心率、收缩力和每搏输出量增加，以及微血管功能改善， 即， 运动肌肉血供血管床及肺血管系统的血管扩张，以及胃肠道系统和非活动肌肉血供血管床的血管收缩1运动能力下降是心肺功能障碍的早期特征，心肺运动试验被用作一种有效方法，用于区分运动能力受损患者的心脏功能障碍、血管功能障碍和/或肺功能障碍2早期心肺功能障碍难以诊断，尤其是在动物模型中，因为心肺功能的评估通常需要通过侵入性方法进行，且需实施麻醉，而许多麻醉剂具有心脏抑制作用。3.

慢性仪器植入技术可在动物清醒状态下测量心肺功能，当动物完全适应实验室环境后，可在安静休息状态下获取数据，从而避免麻醉和急性手术创伤的影响。此外，经过适当训练的动物还可进行分级跑步机运动时的测量4,5。更具体而言，可评估左心室和右心室功能，并将其与心肌灌注相关联，同时可测定冠状动脉、体循环和肺循环微循环中血管舒缩张力的调节情况。使用充液导管不仅可测量压力，还可采集血样，而不会对动物造成额外应激。研究慢性仪器植入动物的另一优势在于，可重复进行心肺运动测试，使动物自身作为对照，无论是在疾病发展过程中还是在慢性治疗期间，从而提高统计效能，进而减少研究所需的动物数量。

猪的心肺解剖结构与人类非常相似，且可诱导产生多种形式的心肺疾病，例如糖尿病6、心肌梗死7、肺动脉高压8,9以及起搏诱导的心力衰竭10,11。此外，猪的体型允许进行慢性仪器植入操作，并可反复采集足量血液样本，不仅可用于血气分析，还可用于神经激素水平测定和/或疾病生物标志物的检测。

本方案描述了用于对猪进行慢性仪器植入的手术操作，以及使用电机驱动的跑步机对猪进行运动训练的方案。

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方案

涉及动物受试者的操作程序已获得荷兰鹿特丹伊拉斯姆斯医学中心动物护理委员会（NL）的批准。使用本方案已成功对体重在6至80公斤之间的猪进行手术置入器械。

1. 动物对人类操作的适应

  1. 动物到达设施后，应单独饲养，但允许它们相互接触。
  2. 通过每天至少一次、持续一周的人工接触，使猪适应人员操作以及从动物设施转运至实验实验室的过程。
  3. 在手术前至少进行三次电动跑步机训练，使动物适应跑步机上的运动实验。
  4. 手术前应禁食过夜，以防止恶心、呕吐及可能发生的胃内容物误吸。

2. 手术准备

  1. 镇静
    1. 用10 ml注射器准备镇静药物。预处理药物包括替来他明/唑拉西泮（5 mg/kg）、赛拉嗪（2.25 mg/kg）和阿托品（1 mg）。
    2. 使用19 G 1.5''针头将药物注射至猪的斜方肌，进行肌肉注射以实现镇静。
    3. 等待约10分钟，检查肌肉松弛和意识丧失情况，以确认达到适当且稳定的镇静水平。
    4. 在耳缘静脉放置一根20 G外周安全导管，用于后续麻醉药物和/或液体的静脉给药。
  2. 插管与通气
    1. 将动物仰卧位放置于手术台和/或推车上。
    2. 使用口腔撑开器打开动物的口腔。
    3. 若下颌松弛不足或存在吞咽反射，影响插管操作时，可通过耳缘静脉导管静脉注射硫喷妥钠（10 mg/kg）。或者，也可使用异氟烷面罩诱导镇静。
    4. 使用带有光源和Miller喉镜片的传统喉镜，使操作者能够直接观察喉部结构。若出现喉痉挛，可在声带和喉部喷洒2%利多卡因以减轻痉挛，便于插管。
    5. 将插管导丝插入气管插管中，使导管更贴合上呼吸道解剖结构，并将导管经口腔通过声门送入气管。
    6. 使用10 ml注射器充气使气囊套囊膨胀，以固定导管位置，防止呼吸气体泄漏，并保护气道免受胃液误吸的风险。
    7. 将导管连接至呼吸过滤器（温湿交换器）和机械呼吸机。
    8. 将动物置于手术台上，左侧朝上（右侧卧位）。
    9. 为维持动脉血氧分压（pO₂）在100–120 mmHg，使用氧气与氮气混合气体（体积比1:2）进行通气，呼吸机设置如下：压力控制模式：呼气末正压（PEEP）4 cmH2O；吸气峰压16–18 cmH2O；呼吸频率根据动物体型调整（对于20 kg动物，随体重增加而降低频率），潮气量应维持在约10 ml/kg，通过二氧化碳监测仪持续监测通气状况。
    10. 使用直肠温度计监测体温，并通过加热灯或加热垫将体温维持在37–39 ºC之间。同时，通过心电图监测心率。
  3. 麻醉
    1. 首选通过向通气气体混合物中加入2.0%异氟烷（v/v）来诱导并维持麻醉；也可选择通过耳缘静脉导管持续静脉输注芬太尼（10 μg/kg/h）。
    2. 在手术开始前，通过夹捏后肢脚趾测试疼痛反射，评估麻醉深度是否足够。必要时追加麻醉药物或等待数分钟。手术过程中应定期检查疼痛反射。
  4. 液体与抗生素
    1. 通过耳缘静脉导管静脉注射首剂阿莫西林（25 mg/kg）。
    2. 将输液装置连接至耳缘静脉导管，以便术中缓慢输注10%葡萄糖溶液（500 ml）。
  5. 手术部位消毒
    1. 剃除并清洁动物皮肤，范围约为从脊柱向左腋窝方向延伸25 cm宽的区域。
    2. 用聚维酮碘清洗液（75 mg/ml）擦洗湿润的皮肤，持续约5分钟。
    3. 使用湿的无菌纱布清除皮肤上的聚维酮碘皂液，随后使用聚维酮碘涂抹液（100 mg/ml）对皮肤进行消毒。
    4. 用无菌手术巾覆盖动物身体，以减少细菌传播，防止手术部位污染。

3. 手术

  1. 开胸术（胸廓切开术）
    1. 在皮肤上做切口，起始于左侧肩胛骨下角远端1 cm处，向下延伸至左侧腋窝（图1）。使用电刀凝固皮肤中的血管，以防止大量出血。
    2. 使用电刀的切割模式切开锯齿肌和胸大肌。同时使用电刀凝固肌肉层中的血管，以防止大量出血。
    3. 使用钝性分离法，借助蚊式钳小心地分离左侧第四肋间隙的肋间肌。此时应暴露出被脏层和壁层胸膜覆盖的左肺肋面。
    4. 为进入胸膜腔，小心刺穿胸膜的两层结构，并将其撕开。
    5. 使用胸腔牵开器分离伤口边缘和肋骨，并强力撑开组织，以充分暴露胸膜腔。
    6. 将左肺向尾侧推开，并用湿纱布固定其位置。此时心脏和大血管应清晰暴露。
  2. 导管和流量探头的放置（图1）
    1. 使用钝性分离法去除降主动脉周围约2 cm2的结缔组织。
    2. 在主动脉壁上使用不可吸收的USP3-0编织丝线（Ø0.2 mm）进行三针荷包缝合。
    3. 在荷包缝合的中央位置，用不锈钢16 G针头穿刺主动脉管壁。
    4. 将充液导管的尖端（至环状标记处）插入主动脉，拉紧荷包缝合线并打结固定。
    5. 为固定导管，将缝线在环上方绕导管缠绕3圈，再次打结固定。另在插入点头侧约1 cm处用新的缝线进一步固定导管。
    6. 将充液导管连接至已校准的压力换能器，该换能器连接至计算机，用于术中监测平均动脉压。采集动脉血气样本，以验证或调整通气参数设置。
    7. 采用十字切口打开心包。注意保护走行于心包表面的膈神经，避免损伤。
    8. 辨认肺动脉，使用Farabeuf牵开器将其轻微向尾侧牵拉。此时升主动脉和主动脉弓应暴露清楚。牵拉肺动脉时持续监测平均动脉压。
    9. 使用Metzenbaum剪刀在升主动脉与肺动脉之间的结缔组织上做一个小切口（约1 cm），以便使用大弯蚊式钳分离升主动脉或肺动脉，为放置流量探头做准备。
    10. 将流量探头的橡胶带环绕血管。为便于操作，可将缝线穿过橡胶带一端，将该缝线绕过血管后牵拉，直至橡胶带完全包绕血管。
    11. 将流量探头测量装置固定在橡胶带上。将流量探头连接至计算机，并在计算机上检查心输出量信号，以确认流量探头位置正确。
    12. 以与主动脉充液导管相同的方法（3.2.2–3.2.5）在肺动脉、右心室、左心室和左心房放置充液导管。注意：在这些结构上进行荷包缝合前无需去除结缔组织。
    13. 首先用镊子提起组织，使用Metzenbaum剪刀做一小切口（2–3 mm），再用棉签小心剥离组织，暴露并分离左前降支冠状动脉近端。使用小型直角蚊式钳从动脉下方穿过，以确认冠状动脉完全游离。
    14. 使用连接冠状静脉导管的缝线，在前室间冠状静脉旁平行缝合一针。
    15. 用冠状静脉导管的20 G针头穿刺冠状静脉，并将导管套管经静脉插入。
    16. 拔出针头，用已打好的缝线（3.2.14）固定导管。另在初始穿刺点约1 cm处用新的缝线进一步固定导管。
    17. 将冠状动脉流量探头环绕先前已分离的左前降支冠状动脉。当动脉收缩且难以辨认时，可使用10%利多卡因喷雾松弛血管，以更好暴露。在计算机上检查冠状动脉血流信号，以确认流量探头位置正确（图2）。
  3. 导管隧道化
    1. 使用大弯蚊式钳，将各流量探头分别经左侧第三肋间隙、肌肉下方和肋骨上方穿行隧道。
    2. 通过穿刺肋间肌，将充液导管经左侧第三或第五肋间隙穿行隧道。夹闭充液导管，并移除三通旋塞，以减小穿刺面积，防止隧道化过程中导管漏液。
    3. 使用不可吸收的USP2-0编织丝线（Ø0.3 mm）在肋间肌上做荷包缝合，固定流量探头和充液导管。该缝合还可防止恢复胸腔负压后发生漏气。
    4. 在脊柱左侧约2 cm处，做三个长约3 cm、彼此相距约3 cm、与脊柱平行的皮肤切口。
    5. 使用套管针，从前方切口经左侧背阔肌下方穿至背部切口。将流量探头和液体导管经此套管针引至背部。
    6. 在充液导管上安装旋塞，并移除夹子。回抽血液以清除血凝块和气泡，然后用1,000 IU/ml肝素冲洗并填充充液导管。冠状静脉导管应使用5,000 IU/ml肝素填充。
  4. 关闭胸腔
    1. 在距第一切口尾侧8 cm处，做一长约1.5 cm、与第一切口平行的切口。
    2. 使用大弯蚊式钳将胸膜腔引流管经皮下穿过第六肋间肌引至该切口。将引流管连接至吸引装置，以清除残留液体，并在关胸过程中恢复胸膜腔负压。
    3. 通过吸气末屏气法使肺复张并充气。通过肉眼观察确保肺充分膨胀。
    4. 使用不可吸收的USP6编织聚酯线（Ø0.8 mm）在两个不同位置缝合第四肋间隙的肋骨，以关闭胸腔。
    5. 使用连续缝合法缝合锯齿肌和胸大肌，使用不可吸收的USP2-0编织丝线（Ø0.3 mm）行皮下连续缝合关闭皮肤。
    6. 在导管之间使用不可吸收的USP2-0编织聚酯线（Ø0.3 mm）缝合背部切口。首先在皮肤上直接打结关闭切口，然后在距皮肤1 cm处用结扎线固定导管。对于流量探头，使用可吸收的USP2-0编织聚乳酸-乙醇酸共聚物线（Ø0.3 mm）缝合，以防止缝线被流量探头导线割断（图1）。
    7. 在切口头侧施加压力的同时小心拔除引流管，以维持胸膜腔负压。使用不可吸收的USP2-0编织聚酯线（Ø0.3 mm）行荷包缝合关闭切口，并用凡士林密封伤口。

猪心血管外科手术装置；导管放置；血流动力学测量示意图。

图1. 手术概览。左上方图示：动物体上的无菌区域，该区域应剃毛并消毒，位于蓝色线条之间。切口位置以红色虚线表示。左下方图示：导管和血流探头的实物图：充液导管（A）、主动脉/肺动脉血流探头（含橡胶环）（B）、冠状静脉导管（含20 G针头）（C）以及冠状血流探头（D）。右上方图示：导管和血流探头放置位置的示意图。MAP，平均动脉压；Cor venous，冠状静脉导管；LAP，左心房压；LVP，左心室压；RVP，右心室压；PAP，肺动脉压；CO，心输出量；CBF，冠状血流量。右下方图示：导管从背部穿出并经皮下隧道引出，通过缝线固定，缝合线上每隔约1 cm打一个结以加强固定。请点击此处查看该图的放大版本。

  1. 麻醉终止与术后恢复
    1. 当所有切口部位缝合完毕后，停止麻醉。
    2. 通过在缝匠肌内肌内注射布托啡诺（0.015 mg/kg）提供镇痛。
    3. 当动物能够自主呼吸时，停止通气，并将气管插管从呼吸机上断开。定期检查动物呼吸是否充分。
    4. 在导管外置部位之间放置纱布垫，以吸收伤口渗出液。
    5. 为保护导管的外露部分，给动物穿上弹性背心，并将导管包裹在两片人造羊皮之间。
    6. 当动物恢复吞咽反射后，放空气管插管的气囊并拔管。
    7. 使用芬太尼缓释贴剂（20 kg 猪使用 12 µg/hr；根据体重调整剂量）提供长期镇痛。将贴剂置于皮肤较薄的区域（如下腹部），以确保镇痛药物充分释放。
    8. 在整个术后期间将动物单独饲养。术后第一周提供加热灯，以保持动物体温。
    9. 如果动物不能自主饮水，应给予足够的静脉补液。
    10. 每日冲洗充满液体的导管：首先回抽血液以清除血凝块，然后用生理盐水重新充满，最后用肝素化生理盐水（1,000 - 5,000 IU/ml）填充，以防止血栓形成。冲洗导管时注意避免注入任何气泡。
    11. 术后每日静脉注射阿莫西林（25 mg/kg），持续6天，以预防术后感染。
    12. 在开始跑步机实验前，让动物恢复一周时间。

4. 跑台实验（图2）

  1. 按照描述的方法冲洗充满液体的导管（3.5.10），并将已冲洗的导管连接至压力传感器。测量直肠温度，以便获得经温度校正的血气值。
  2. 用生理盐水冲洗压力传感器，防止因气泡导致信号阻尼。将压力传感器固定在背侧的弹性背心上。
  3. 将压力传感器和流量探头连接至放大器。在计算机程序中开始记录，并使用大气开放（与动物断开）作为0 mmHg、使用压力计设定为100 mmHg，对压力传感器和流量探头进行校准。
  4. 调整三通旋塞阀，使液体导管与压力传感器连通。此时可获取血压信号。检查信号的波形和幅度（图2）。
  5. 如有需要，可将延长管连接至任一液体导管，用于采集混合静脉血和动脉血样本。
  6. 在动物静卧以及安静站立于跑步机上时测量血流动力学参数。平均动脉压测量持续时间为10秒。
  7. 采集动脉和混合静脉血样时，先用10 ml注射器抽出5 ml血液，再用肝素化1 ml注射器获取1 ml纯血液样本。对于冠状静脉血样，使用2 ml注射器代替10 ml注射器，抽出1 ml血液即可获得纯血样本。
  8. 将密封的1 ml注射器置于冰上保存，待使用血气分析仪处理血液样本，以评估动物的代谢和通气状态。
  9. 让猪在跑步机上进行五阶段运动实验，每阶段速度持续3分钟，速度范围为1–5 km/h（约达到最大心率的85%）。在每个速度下运动1.5–2分钟后，如同静息状态一样，采集血流动力学数据和血气参数。
  10. 运动实验结束后，关闭旋塞阀，检查0 mmHg校准点是否发生漂移，并记录此次校准情况。拆除液体导管上的压力传感器，断开流量探头连接。
  11. 用生理盐水和肝素（1,000–5,000 IU/ml）冲洗液体导管。将导管和流量探头置于弹性背心下方、两片人造羊皮之间加以保护。随后可将动物送回笼中。

猪的心血管研究装置及生命体征监测仪；包含血流和压力数据分析。
图2. 跑台实验。 左侧图：在跑台上的仪器化猪。充满液体的导管连接至压力传感器，并置于猪的背部。右上方图：整个实验装置的概览，包括跑台、放大器和记录用计算机。右下方图：典型的记录血流动力学数据示例。从上到下依次为：主动脉压力（AoP，蓝色）和左心室压力（LVP，红色）；左心房压力（LAP，蓝色）和左心室压力（红色）；肺动脉压力（PAP，蓝色）和右心室压力（RVP，红色）；主动脉血流/心输出量（AoF，蓝色）；冠状动脉血流（CBF，红色）。请点击此处查看该图的放大版本。

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结果

运动速度达到5 km/hr时，心输出量从4.3 ± 0.3升/分钟增加至8.5 ± 0.7升/分钟，即增加了一倍，这主要是由于心率从每分钟137 ± 7次增加到256 ± 8次，同时每搏输出量略有增加，从32 ± 2毫升增至36 ± 3毫升（图3）。每搏输出量的增加得益于左心室收缩力的增强，表现为左心室压力一阶导数最大值（dP/dtmax）升高，左心室舒张速率加快，以及作为左心室充盈压的左心房压力升高（图3）。心输出量的增加，结合血红蛋白浓度升高（从8.5 ± 0.4 g/dl增至9.2 ± 0.4 g/dl）以及全身氧摄取率从45 ± 1%上升至71 ± 1%，使得全身耗氧量增加了近两倍（图3）。体循环血管发生扩张，表现为体循环血管导纳增加和体循环血管阻力降低，几乎完全容纳了心输出量的增加，因此平均主动脉压仅轻微升高（图3）。运动还导致肺循环出现轻度血管扩张，表现为肺血管导纳增加了33 ± 8%。然而，心输出量增加了101 ± 8%，同...

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讨论

本研究描述了对猪进行慢性仪器植入的手术方法，以及在电动跑步机上让已植入仪器的猪进行运动的同时，监测血流动力学并采集动脉血、混合静脉血和冠状静脉血样本以测定血氧含量的实验方案。

方案中的关键步骤
本方案中存在多个关键步骤，这些步骤从插管操作开始即需注意。硫喷妥钠（2.1.5）具有抑制呼吸的作用，因此在给药后必须迅速完成插管。此外，在操作过程中需密切监测呼吸机参数。当打开胸腔（步骤 3.1.4）时，会导致胸内负压丧失。为补偿这一压力损失并防止肺泡塌陷，通气过程中需使用呼气末正压（PEEP）。同时，应调整呼吸机设置（峰压吸气压），以维持潮气量约为 10 ml/kg。还需注意，当左肺被推开时（3.1.6），由于仅有部分左肺参与通气，潮气量可能下降。呼吸机参数的调整应依据血气分析结果进行。

使用充液导管进行血流动力学测量时，另一个重要注意事项是压力传感器与充液导管插入心血管系统部位之间存在静水压差。在动物手术过程中以及处死时，应估算压力传感器在弹性背心（4.2）上的位置与导管插入点之间的高度差，并通过数据预处理或后处理时的插...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本研究得到了荷兰心脏基金会资助项目2000T038（授予D.J. Duncker）、资助项目2000T042（授予D. Merkus）、欧盟委员会FP7-Health-2010资助项目MEDIA-261409（授予D.J. Duncker和D. Merkus）、荷兰心血管研究倡议：荷兰心脏基金会、荷兰大学医学中心联合会、荷兰健康研究与发展组织以及荷兰皇家艺术与科学学院 CVON-ARENA CVON 2011-11（授予D.J. Duncker）、CVON-PHAEDRA CVON2012-08（授予D. Merkus） 以及CVON-RECONNECT CVON 2014-11（授予D.J. Duncker和D. Merkus）、索菲亚基金会（授予D. de Wijs-Meijler、D. Merkus和I.K.M. Reiss）的支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
三通旋塞阀B. Braun16496
输注管路 PVC（无DEHP）150 cm/2.6 ml B. Braun8722960用于充液导管
“python “ 硅胶管Rubber BV1757 内径 1 mm，外径 2 mm用于充液导管
氯化钠 0.9%BaxterTKF7124
葡萄糖 10%BaxterWE0163
吸引装置
双按钮细线电外科笔ERBE ELEKTROMEDIZIN GMBH20190-066
呼吸机 SV900C Siemens-Elema AB 
喉镜Vererinary Technics Int.11.02.47
无菌外科手套
系带式外科口罩3M1818FS
外科帽Klinidrape621301
手术包Molnlycke Health Care97027809手术单、纱布垫、注射器、烧杯等
滴眼液Alcon288-28282-01
洗必泰擦洗液 75 mg/ml 聚维酮碘Meda Pharma BVRVG08939
洗必泰溶液 100 mg/ml 聚维酮碘Meda Pharma BVRVG01331
带气囊气管插管Emdamed尺寸根据动物体型而定
呼吸过滤器 Hyrdo therm 3HMEIntersurgical1560000
喉镜手柄 + Miller 4号刀片Kawe Germany
手动复苏器 - CombibagWeinmann6515-12-313-5596
血管周围血流探头 3PSTransonic用于冠状动脉；尺寸 2.5 - 4 mm，根据动物体型而定
Confidence 血流探头Transonic用于主动脉/肺动脉，16 - 20 mm；尺寸根据动物体型而定
Venflon-Venisystem 20 G x 32 mmBD393224用于冠状静脉导管
钝针 18 G用于冠状静脉导管
Tygon 管Rubber BV2802 内径 0.8 mm (1/32’’)，外径 2.4 mm (3/32’’)用于冠状静脉导管
吸引手柄 17 cm 6 6/8 " Coupland 18/8 马丁尼带管接头KLS Martin Group18-575-24
手术刀片 
手术刀柄 13.5 cm 5 3/8 " 不锈钢实心KLS Martin Group10-100-04
血管钳 20.2 cm 8 " De Bakey 不锈钢KLS Martin Group24-388-20± 14 cm
敷料钳 17 cm 6 6/8 " Cushing 不锈钢KLS Martin Group12-189-17± 18 cm
Halsted-蚊式直钳 12.5 cm - 5"Rudolf MedicalRU-3100-13± 12 cm
Halsted-蚊式弯钳 12.5 cm - 5"Rudolf MedicalRU-3101-12± 12 cm
解剖与结扎钳 13 cm 5 1/8 " Gemini 不锈钢KLS Martin Group13-451-13± 12 cm
解剖与结扎钳 18.5 cm 7 2/8 " Schnidt 不锈钢KLS Martin Group13-363-18
肋骨牵开器 Finochietto，婴儿型铝制 -KLS Martin Group24-162-01
持针钳 Mayo-Hegar 3 mm 18 cm - 7"Rudolf MedicalRU-6050-18
Metchenbaum 钝头弯钳 14.5 cm - 5(3/4)"Rudolf MedicalRU-1311-14M
Farabeuf 牵开器 12 cm - 4 (3/4)"Rudolf MedicalRU-4497-12
巾钳 Schrädel 弯型 9cm - 3.5"Rudolf MedicalRU-3550-09
钝头手术剪 13 cm - 5"Rudolf MedicalRU-1001-13
纱布 Cutisoft 10 x 10 cm 四层BSN Medical45846-00
纱布 Cutisoft 5 x 5 cm 四层BSN Medical45844-00
流量计 -CM2 / SF2 - 双气体（O₂ 和空气）UNO BV180000008
Tec 7 麻醉蒸发器Datex-Ohmeda
Acederm 伤口喷雾Ecuphar NV
白凡士林Bufa165313
silkam 3-0 天然丝线，不可吸收B. BraunF 1134043用于导管固定缝合
silkam 2-0 天然丝线，不可吸收B. BraunF 1134051用于肌肉层缝合
dagrofil 3-0 聚酯线，不可吸收B. BraunC 0842478用于导管皮下隧道化后的缝合
Vicryl rapide 3-0, 1 x 45 cm FS2, V2930GDaxtrio medische producten15560用于电极导管皮下隧道化后的缝合
Vitafil 6 USPSMI6080结扎线
注射器10 ml 和 2.5 ml
肝素 LEO（肝素钠） LEO Pharma A/S
ZoletilVirbac替来他明 / 唑拉西泮
SedazineAST farma108855赛拉嗪
TemgesicRB Pharmaceuticals5429丁丙诺啡
TensogripBSN Medical71522-00弹性背心

参考文献

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