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方法文章

在麻醉大鼠中同步记录视网膜电图和视觉诱发电位

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DOI：

10.3791/54158

⸱

2016年7月1日

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Optometry and Vision Sciences, University of Melbourne

本文内容

摘要

本方案描述了在麻醉大鼠中同时记录视网膜电图和视觉诱发电位的方法。

摘要

视网膜电图（ERG）和视觉诱发电位（VEP）常用于评估视觉通路的完整性。ERG 测量视网膜对光刺激产生的电反应，而 VEP 则测量同一光刺激事件后，从视网膜到初级视皮层的视觉通路相应功能的完整性。ERG 波形可分解为多个成分，分别反映不同视网膜神经元和胶质细胞类群的反应。VEP 波形的早期成分代表视神经及更高级皮层中枢的完整性。这些记录可根据具体应用单独或联合进行。本文所述方法可同时评估双眼及双半球的视网膜和皮层视觉诱发电生理活动。这种方法有助于更全面地评估视网膜功能，以及视网膜功能改变对视觉诱发电皮层功能所产生的上游影响。

引言

视网膜电图（ERG）和视觉诱发电位（VEP）的测量为视觉通路完整性的定量评估提供了有用的方法。ERG测量视网膜对光刺激产生的电反应，而VEP则测量同一光刺激事件后从视网膜至初级视皮层的视觉通路相应功能完整性。本文描述了一种在常用实验动物模型——大鼠中记录和分析ERG与VEP反应的实验方案。

视网膜电图（ERG）通过量化视网膜对闪光刺激产生的总体电反应，提供多种关键视网膜细胞类别功能完整性的指标。光刺激的开启与关闭引发一系列协调的离子流动，从而产生可检测的电压变化，这些变化可通过置于眼球外部的表面电极进行测量。所记录的波形由一系列特征明确的成分组合而成，各成分在幅度、时间及频率上有所不同。大量研究表明，这些成分在多种脊椎动物的视网膜中相对保守，且彼此之间可被分离。通过审慎选择刺激条件（如闪光刺激、背景光、刺激间间隔）并分析复合波形中的特定特征，可可靠地获得特定视网膜细胞群的功能测量结果1,2。这些特性构成了ERG作为无创性视网膜功能评估工具的实用基础，因而使其得到广泛应用。本文重点介绍测量ERG及其特征分析的方法学，以获取有关视网膜中主要细胞类群的信息，即光感受器细胞（PIII成分）、双极细胞（PII成分）以及视网膜神经节细胞（暗视阈值反应正相成分，pSTR）。

视觉诱发电位（VEP）用于检测皮层对光的反应，其信号最初起源于视网膜，随后通过视神经、视束、丘脑（外侧膝状体核，LGN）和视辐射逐级传递至大脑皮层的V1区3。在啮齿类动物中，每只眼睛的大部分（90 - 95%）视神经纤维发生交叉4，并支配对侧中脑。与视网膜电图（ERG）不同，目前尚无法将VEP的不同成分归因于特定的细胞类型5，因此视觉通路中任何部位的变化都可能影响VEP波形。尽管如此，VEP仍是一种评估视觉功能和视觉通路完整性的有效非侵入性指标。当VEP与ERG联合使用时，可对视觉系统（即 视网膜/视觉通路）进行更全面的评估。

可根据具体应用单独或联合进行ERG和VEP记录。本文所述方法能够在麻醉大鼠中同步评估双眼及双半球的视网膜和皮层视觉诱发电生理反应。该方法有助于更全面地评估视网膜功能，以及视网膜功能改变对视觉诱发电皮层功能所产生的上游影响。

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方案

所有实验程序均按照澳大利亚国家卫生和医学研究委员会（National Health and Medical Research Council）发布的《科学用途动物护理与使用实践规范》进行。伦理批准由墨尔本大学理学院动物伦理委员会（批准编号 0911322.1）获得。

1. 慢性视觉诱发电位电极的植入前准备

注意：如果需要同时采集ERG和VEP信号，则必须至少在信号采集前1周通过手术将VEP电极植入动物体内。

  1. 实验前使用氯己定（0.5% 溶于 70% 乙醇）清洁手术台面进行消毒。所有手术器械使用前均需高压灭菌。用无菌手术巾覆盖动物。确保所有实验人员佩戴外科口罩、手术服和无菌手套。
  2. 以 3 - 3.5% 异氟烷与氧气（O2）混合，氧流量为 3 L/min，诱导麻醉。术中维持麻醉浓度为 1.5%，氧流量为 2 L/min。通过检测后肢足垫夹捏反射是否消失，确认麻醉深度足够。
  3. 在角膜上涂抹 1% 羧甲基纤维素钠，防止眼睛干燥。
  4. 剃除眼睛后方、耳前方、大小约为 30 mm × 30 mm 的额部区域毛发。
  5. 将动物置于 37 ˚C 的加热垫上以维持体温，并使用立体定位仪固定动物头部。
  6. 用 10% 聚维酮碘对剃毛区域进行三次消毒。避免在眼部附近使用含酒精的消毒剂，应符合外科技术人员协会（Association of Surgical Technologists）制定的操作规范。
  7. 使用手术刀在头部正中矢状方向做一切口，并由此切除直径约 20 mm 的皮肤组织，暴露颅骨。
  8. 刮除并用纱布擦干骨膜，暴露冠状缝和矢状缝。
  9. 使用连接在钻机上的牙科钻头，在立体定位坐标双侧半球处（前囟后方 7 mm，中线外侧 3 mm）钻两个孔（直径 0.7 mm，深度约 1 mm）穿透颅骨。
  10. 将不锈钢螺钉（直径 0.7 mm，长度 3 mm，经氯己定灭菌）旋入预先钻好的两个孔中，深度约 1 mm（螺钉外露 2 mm），以实现牢固固定。螺钉接触硬脑膜，但不损伤下方的皮层组织。
  11. 用纱布擦干颅骨，为牙科银汞合金填充做准备，并在约 4 点和 8 点钟位置使用两根 3-0 缝线牵拉固定松动的皮肤。
  12. 将牙科银汞合金涂抹于暴露的颅骨表面，以固定螺钉电极（即步骤 1.10 中所述的不锈钢螺钉），确保螺钉约 1.5 mm 部分外露，用于记录信号。
  13. 拆除牵拉用的缝线。
  14. 皮下注射 0.5% 卡洛芬（5 mg/kg）用于镇痛，以及皮下注射生理盐水（0.9% 氯化钠溶液，1.5 ml）用于补液。
  15. 让动物在单独的笼子中恢复。在动物恢复足够意识、能够维持胸卧位之前，不得无人看管。
  16. 在动物完全从手术中恢复之前（至少 5 天），不得将其放回其他动物群中。
  17. 继续每天皮下注射 0.5% 卡洛芬（5 mg/kg）用于镇痛，持续 4 天。
  18. 术后 1 周进行视网膜电图（ERG）和视觉诱发电位（VEP）记录。

2. 视网膜电图与视觉诱发电位记录 

  1. 数据采集准备
    1. 使用计算机软件同步触发刺激并采集数据2 根据下文推荐的设置。
      1. 放大信号3 （ERG： ×1,000，VEP：×10,000），增益由独立的前置放大器和放大器内部设定，并确保双眼阻抗匹配。
      2. 将ERG的采样率设置为4 kHz，记录时间窗为650毫秒（2,560个点）。操作方法为点击标签页中的 "时间基线" 在数据采集软件中（软件名称和版本详见材料表），选择 "2,560" 用于样本，以及 "500 毫秒" 用于时间，将返回一个650毫秒的记录窗口。
        1. 使用相同的方法将 VEP 的采样率设置为每 250 毫秒时段 10 kHz。为 ERG 和 VEP 记录均设置 10 毫秒的刺激前基线。为此，请点击 "设置" 标签；选择 "刺激器" 弹出一个新对话框；在该对话框中选择 "脉冲" 从下拉列表中选择 "模式"；并设置值为 "延迟" 到 "10 ms".
      3. 将ERG带通滤波设置为0.3 - 1,000 Hz（-3 dB）。此操作通过点击 "生物放大器" 在数据采集软件中。然后设置数值为 "高通" 至 "0.3 Hz"，以及该值 "低通" 至 "1 kHz".
      4. 使用上述2.1.1.3节中的方法，将视觉诱发电位（VEP）带通滤波设置为0.1 - 100 Hz（-3 dB），该参数符合国际临床视觉电生理学会（ISCEV）对人类VEP记录的推荐标准。6.
  2. 电极制备
    1. 通过将银丝或鳄鱼夹分别连接到电极导线上，定制制作ERG的活性/非活性电极和VEP的活性/非活性电极2. 购买商用接地电极。
    2. 对于4个自制电极，剪下电极导线延长线的公端。用手术刀片去除1 cm外层聚四氟乙烯绝缘涂层，注意不要损伤内部金属丝。
    3. 通过截取一段70 mm长、0.3 mm厚的银丝，将其弯成直径约8 mm的环形，以环绕大鼠眼球，预先制备ERG无源电极。可将环形在1 ml移液器吸头表面塑形，以获得均匀的圆形。
    4. 通过截取一段70 mm长的银丝并将其弯曲成长度方向直径约8 mm的椭圆形，预先制作用于VEP的非活动电极，以钩住大鼠门齿。
    5. 通过截取一段30 mm长的银丝并弯成小环，预先制备ERG的活性电极，以轻柔接触大鼠角膜（直径约1-2 mm）
    6. 将电极（2 个 ERG 活性电极、2 个 ERG 无效电极、1 个 VEP 无效电极）通过将银丝与暴露的内层导线缠绕，牢固地连接至电极导线。
    7. 用遮蔽胶带包裹暴露的多余金属部分，以减少光伏伪影。
    8. 在ERG的非活性电极上粘贴一小块钩毛搭扣（约5 mm） × 20 mm）固定到遮蔽胶带上，以实现稳定地连接到啮齿类动物的颈带。
    9. 将鳄鱼夹连接到电极导线的内芯上，以制备VEP的有源电极。
    10. 记录前，对暴露的银线表面进行电镀即， 使用9 V直流电源对惰性环和活性尖端进行20秒的氯化处理，以改善信号传导。
      1. 为此，将ERG电极导线的银尖端（作为原电池的阳极）浸入生理盐水中；将该电极导线的另一端连接至9 V电池的正极。
      2. 将另一根导线（阴极）连接到电池的负极，并将另一端也浸入盐水中。20秒后断开连接，观察ERG电极导线的银尖端是否均匀地覆盖上白色物质。
        注意：每次实验（约持续8小时）均需准备新的ERG电极，以确保氯化物涂层的通畅性。
  3. 动物准备
    1. 实验前夜（≥8小时）在完全避光的房间内对动物进行暗适应。为确保充分暗适应，需关闭房间照明，关紧所有门窗，并在门窗接缝处使用遮光材料密封，同时将计算机屏幕置于厚实的黑色窗帘之外，以最大限度减少光线泄漏。
    2. 在暗室中借助微弱的红色发光二极管（LED；17.4 cd·m⁻²）进行动物准备-2, λ最大 = 600 nm）以维持视杆细胞敏感性。
    3. 通过肌肉注射氯胺酮/赛拉嗪（60 : 5 mg/kg）对大鼠进行麻醉。通过夹捏足掌无反射反应确认麻醉深度足够。
    4. 必要时，50分钟后给予追加麻醉剂（初始剂量的50%）以维持镇静状态。
    5. 为加强局部麻醉，每眼滴入一滴0.5%丙美卡因，然后眨眼去除多余液体。
    6. 为散瞳，每只眼睛滴入一滴0.5%托吡卡胺，然后擦去多余的液体。
  4. ERG与VEP电极定位
    1. 将动物放置于法拉第笼内全视野刺激器前方的ERG记录平台上。避免使用电加热垫，因其可能引入电生理记录中的电噪声。注意：该平台连接有循环加热水装置，用于维持动物体温。
    2. 使用一条钩毛搭扣将动物固定在平台上，搭扣应牢固但不过紧地环绕动物颈背部。
    3. 将非活动性 VEP 电极钩在麻醉大鼠的下门齿处。
    4. 将ERG的无源电极非侵入性地环绕于眼球赤道部的巩膜环周围进行定位。通过将电极固定在颈后部的钩环固定带上以保持稳定。对对侧眼重复相同操作。
    5. 通过将鳄鱼夹连接到预先植入颅骨的不锈钢螺钉上，固定 VEP 活性电极。
    6. 在放置ERG引导电极前，于角膜上滴加一滴1%羧甲基纤维素钠，以提高信号质量。注意：该黏性液体还可在实验过程中维持角膜的水分，减少啮齿类动物出现干燥型白内障的风险。7.
    7. 在下门牙处放置一滴1%的羧甲基纤维素钠，以改善视觉诱发电位（VEP）非活性电极的接触，从而提高信号质量。
    8. 使用固定在定制立体定位臂上的显微操作器，将视网膜电图（ERG）的有源电极定位至轻触中央角膜表面。
    9. 将接地针电极（不锈钢）的2 - 5 mm部分皮下插入尾部。
    10. 必要时，在记录前将下眼睑多余的液体擦干，以提高信号质量。
    11. 将载物台移近全视野刺激碗，确保动物的眼睛与碗的开口对齐，以实现双眼视网膜的均匀照明（参见步骤 2.4.1）。
    12. 关闭法拉第笼以减少外部噪声。
  5. 数据采集
    1. 使用微弱的测试闪光（-0.52 log cd·s·m⁻²）-2以评估电极放置位置是否合适2在对照条件下，这将产生约 800 的 ERG 振幅 μV，且双眼间的变异率不超过10%。必要时重新调整电极位置。
    2. 测试闪光后，让动物在完全黑暗中暗适应10分钟，然后再进行记录。
    3. 使用全视野刺激器呈现闪光刺激，同时在约500毫秒的时间窗口内同步采集ERG和VEP信号。按照从弱到强的顺序逐步增加光刺激强度，以确保特定波形具有足够的暗适应条件。
    4. 在一系列光能强度下采集信号，以诱发出ERG的STR、b波以及a/b波波形。在较暗的光刺激水平下增加信号平均次数（20次重复），在较亮的光能水平下减少平均次数（1次重复）。从最暗到最亮的光刺激强度，逐步延长刺激间间隔，范围从1秒至180秒。参见 表1 示例方案。
    5. 为了分离视网膜电图的视杆细胞和视锥细胞反应，采用配对闪光范式8. 以 1.52 log cd.s.m⁻² 的强度启动四次闪光-2 刺激间隔为 500 毫秒2 之间。从锥体波形（3rd 或 4th 闪光）从混合波形（1st 闪光）以推导出假定的视杆细胞反应。
    6. 为记录 VEP 信号，在较亮的光刺激强度下，对 20 次重复进行平均即，-0.52 至 1.52 log cd·s·m⁻²-2，5秒刺激间隔）。注意，此序列中的第一个闪光对应于传统的暗适应ERG反应。
    7. 根据光能强度，在完成（20次）VEP扫描后，让受试者重新适应1至3分钟，然后再进行下一个更亮的ERG刺激步骤。
    8. 数据采集完成后，通过心内注射戊巴比妥钠（325 mg/ml，3 ml）处死麻醉动物。
波形刺激光能量 (log cd·s·m-2)重复次数刺激间间隔 (秒)
STR-6.24202
STR-5.93202
STR-5.6202
STR-5.33202
视杆b波-4.99102
视杆b波-4.55102
视杆b波-4.0655
视杆b波-3.5155
视杆b波-3.03115
视杆b波-2.6115
视杆b波-1.98115
混合a-/b波-1.38130
混合a-/b波-0.94130
闪光1：混合a-/b波，平均20次：VEP-0.52205
(下一次前90秒)
闪光1：混合a-/b波，平均20次：VEP0.04205
(下一次前120秒)
闪光1：混合a-/b波，平均20次：VEP0.58205
(下一次前180秒)
闪光1：混合a-/b波，平均20次：VEP1.2205
(下一次前180秒)
闪光1：混合a-/b波，平均20次：VEP1.52205
(下一次前180秒)
视锥a-/b波 1.5240.5

表1. 使用不同刺激能量的ERG和VEP记录方案。 刺激呈现从弱光（顶部）到强光（底部）闪光依次进行，刺激间间隔足够长以确保暗适应。在方案结束时，以短间隔重复呈现四次闪光，以诱发由视锥细胞介导的反应。

3. 视网膜电图（ERG）波形的分析 

注：ERG 和 VEP 分析此前已有详细描述3,9,10。以下部分提供简要概述。

  1. 以数字电压-时间格式导出信号至电子表格软件进行数据分析。
  2. 视杆光感受器功能
    1. 用延迟高斯函数（公式1）对a波PIII的前沿进行建模11.
      PIIIi,t) = RmPIII∙ [1 - exp(-i∙ St - td)2)] 对于 t > td （公式 1）
    2. 优化对两个最亮光能的集合拟合12,13 (即，1.22 和 1.52 log cd·s·m⁻²-2).
    3. 将 a 波振幅建模至多 90%，以避免后感受器成分的干扰14.
      注意：该模型返回饱和振幅（RmPIII, µV），敏感度（S，m2.cd-1。-3）和潜伏期（td，毫秒）的光感受器反应。
  3. 视杆双极细胞功能
    1. 将PIII模型（见上文）从混合波形中进行数字相减，以还原出叠加有振荡电位的混合PII。
    2. 为从混合的PII中提取视杆细胞PII，需从混合PII中数字减去视锥细胞反应（3rd 或 4th 1.52 log cd·s·m⁻² 闪光-2) 来自混合的 PII (1st 1.52 log cd·s·m⁻² 闪光-2).
    3. 然后，对波形应用低通滤波器（46.9 Hz，-3 dB，Blackman 窗口），以去除振荡电位。剩余的波形即为视杆细胞 PII 反应。10.
    4. 提取视杆细胞 PII 峰幅值，并将其随所有刺激强度（低于 -2 log cd.s.m⁻²）作图-2 以及在1.52 log cd·s·m⁻²条件下分离出的视杆细胞PII波-2 )10.
    5. 使用双曲线函数（公式2）对这些数据进行建模，以评估内层视网膜细胞的完整性。
      Vi) = V最大 (in/(in + kn)) （公式 2）
      注：该方程返回最大 PII 反应（V）最大, µV）、敏感度的倒数（k，log cd·s·m⁻²）以及函数的斜率（n）15.
  4. 视锥双极细胞功能
    注意：由于视锥细胞反应在单一强度下（1.52 log cd.s.m⁻²）进行记录，-2）该光照强度下的振幅和潜伏期被重新确定。
    1. 提取最大锥细胞PII反应2,16.
    2. 提取该最大反应所对应的隐含时间2,16.
  5. 神经节细胞功能
    1. 由于STR信号较弱，应对波形应用截止频率为50 Hz的陷波滤波器，以消除高频干扰和电源线噪声（46.9 Hz，-3 dB，Blackman窗）。
    2. 提取最大pSTR反应3,17.
    3. 提取该最大反应所对应的隐含时间3,17.

4. VEP 波形分析

  1. 提取视觉诱发电位（VEP）的最大和最小成分（P1、N1 和 P2）。详见参考文献3,6。
  2. 以波谷到波峰的幅度表示其相对于前一个波峰或波谷的振幅（P1N1 和 N1P2）3,6。
  3. 提取该最大反应所对应的潜伏时间（it）（P1it、N1it、P2it）3,6。

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结果

ERG a波（> -1.38 log cd·s·m⁻²-2），b波（> - 4.99 log cd·s·m⁻²-2短串联重复序列（STRs）< - 4.99 log cd.s.m-2）以及视觉诱发电位（VEPs）> - 0.52 log cd·s·m⁻²-2) 被同时记录（图1和图3）。在极微弱的闪光刺激下，闪光后约110毫秒出现正向STR（pSTR），约220毫秒出现负向STR（nSTR）（图1和图2）。一个具有大b波的视网膜电图，在中等强度闪光刺激开始后50至100毫秒之间达到峰值，可对其PII反应进行分析（图1和图2）。在此刺激能量下，峰前的负向a波可忽略不计。在更高亮度的能量刺激下，负向偏转的a波变得更加显著，可通过PIII反应进行量化。图2）。暗视VEP波形表现为一个负向反应（P1N1；15–70毫秒窗口），随后是一个...

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讨论

ERG 和 VEP 分别是视网膜和皮层视觉功能的客观测量指标。同步记录的优势在于能够更全面地评估整个视觉通路。具体而言，通过同时评估所获得的互补信息，有助于更清晰地确定视觉通路中损伤的部位。例如， 对于具有重叠的视网膜电图（ERG）表现但视觉诱发电位（VEP）特征 distinct 的疾病18，当视神经病变可能与原发性脑萎缩共存时19,20，或当视觉通路多个部位损伤的表现可能混淆VEP丢失情况时21,22通过同时测量ERG和VEP，还可推导出视网膜与皮层反应之间的增益指数，这可能为检测细微的病理变化提供一种有用的工具。本方案适用于常用实验大鼠的ERG和VEP测量，但也可 easily 适应用于其他哺乳动物物种。23-25啮齿类动物的ERG和VEP波形为人类眼部观察到的反应提供了合理的临床前替代指标26-28.

通过设计特定的刺激方案，可在单次记录过程中同时获得ERG和VEP反应。表1展示了一系列光强度梯度，并充分考虑了连续...

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披露

作者无与本工作相关的披露事项。

致谢

本项目由国家健康与医学研究理事会（NHMRC）1046203（BVB，AJV）和墨尔本神经科学研究所研究员项目（CTN）资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
鳄鱼夹通用品牌HM3022用于连接VEP螺钉电极与导线的不锈钢26 mm夹子
生物放大器ADInstrumentsML 135用于放大ERG和VEP信号
1.0% 羧甲基纤维素钠AllerganCAS 0009000-11-7改善有源ERG电极信号质量的黏性液体
卡洛芬 0.5%辉瑞动物健康集团CAS 53716-49-7商品名：Rimadyl 注射液（50 mg/ml）。用于术后镇痛，用生理盐水稀释至 0.5%（5 mg/ml）
氯己定 0.5%Orion Laboratories27411, 80085用于外科器械的消毒
循环水浴Lauda-Kö尼格斯霍芬MGW Lauda用于在手术和电生理记录期间维持麻醉动物的体温
银汞合金DeguDent GmbH64020024为了加固电极-颅骨组件，对其进行包埋处理
牙科钻头Storz Instruments，博士伦#E0824A用于在每个半球颅骨上钻孔以植入视觉诱发电位（VEP）螺钉的直径约0.7 mm的微型钻头
钻孔博世Dremel 300 系列一种用于环钻的自动钻孔装置
电极导线草类遥测因子 F-E2-30连接银丝电极与放大器的铂金导线
法拉第笼定制确保避光以维持暗适应状态。封闭全视野刺激装置以提高信噪比
纱布拭子Multigate Medical Products Pty Ltd57-100B用于手术过程中干燥手术切口和暴露的颅骨表面
均匀光照积分球Photometric Solutions International定制设计的光刺激器：直径36 mm，孔径尺寸13 cm
魔术贴VELCRO 澳大利亚有限公司VELCRO 品牌可重复使用绑带用于固定电极和动物在记录平台上的钩环扣带
异氟烷 99.9%Abbott Australasia Pty LtdCAS 26675-46-7商品名：Isoflo(TM) 吸入用麻醉剂。用于视觉诱发电位（VEP）电极植入手术的药用级吸入麻醉剂与氧气混合气体
氯胺酮 Troy Laboratories伊里乌姆·凯塔米爾商品名：Ketamil注射液，品牌：Ilium。药用级麻醉剂，用于电生理记录
Luxeon LED飞利浦照明公司用于光刺激的光源为二十个5 W和一个1 W的LED。
显微操作仪哈佛仪器公司BS4 50-2625记录过程中固定ERG有源电极
针电极草类传送因子 F-E2-30皮下植入尾部，作为ERG和VEP的接地电极
去甲肾上腺素 2.5% 最小剂量装 博士伦CAS 61-76-7滴加托吡卡胺以实现最大瞳孔扩张，便于进行视网膜电图记录
聚维酮碘 10%赛诺菲-安万特CAS 25655-41-8商品名：Betadine，用于手术前剃毛皮肤消毒的10%抗菌剂，500 ml
Powerlab 数据采集系统ADInstrumentsML 785控制LED
0.5% 丙美卡因爱尔康实验室 CAS 5875-06-9视网膜电图记录期间角膜麻醉的处理
生理盐水Gelflex不可注射，用于电镀银丝电极
Scope 软件ADInstruments版本 3.7.6通过 Powerlab 系统同步触发刺激并采集数据
银（细圆丝）A&金属 A 和 E0.3 mm用于制备活动性和非活动性ERG电极，以及非活动性VEP电极
不锈钢螺丝 MicroFasterners0.7 mm 轴直径，3 mm 长度，用于植入初级视皮层并作为有源视觉诱发电位（VEP）电极
立体定位仪David KopfModel 900一种根据Paxinos定位小动物初级视皮层的立体定位仪 & Watson 2007年大鼠脑图谱坐标
手术刀片Swann-Morton Ltd.0206用于切开覆盖初级视皮层的皮肤区域以植入视觉诱发电位（VEP）电极
缝合上海浦东金环医疗用品有限公司3-0 丝线编织缝线（不可吸收），用于VEP电极植入手术期间皮肤牵拉
0.3% 妥布霉素眼膏爱尔康实验室 CAS 32986-56-4商品名：Tobrex。术后涂抹于皮肤切口周围的预防性抗生素软膏
0.5% 托吡卡胺爱尔康实验室 CAS 1508-75-4商品名：0.5% 托吡卡胺滴眼液，滴眼以实现视网膜电图记录所需的散瞳
赛拉嗪Troy Laboratories伊犁 Xylazil-100用于电生理记录的药品级麻醉剂
移液器吸头Eppendorf Pty Ltd0030 073.169Eppendorf epTIPS 100 - 5,000 ml，用于定制电极
Microsoft Office Excel微软版本 2010用于数据分析的电子表格软件
Lethabarb 安乐死注射液Virbac（澳大利亚）私人有限公司LETHA450325 毫克/毫升 戊巴比妥钠用于快速安乐死

参考文献

  1. Nguyen, C. T. O., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Dietary omega-3 fatty acids and ganglion cell function. Invest Ophthalmol Vis Sci. 49, 3586-3594 (2008).
  2. Weymouth, A. E., Vingrys, A. J. Rodent electroretinography: methods for extraction and interpretation of rod and cone responses. Prog Retin Eye Res. 27, 1-44 (2008).
  3. Tsai, T. I., Bui, B. V., Vingrys, A. J. Effect of acute intraocular pressure challenge on rat retinal and cortical function. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55, 1067-1077 (2014).
  4. Cowey, A., Franzini, C. The retinal origin of uncrossed optic nerve fibres in rats and their role in visual discrimination. Exp Brain Res. 35, 443-455 (1979).
  5. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  6. Odom, J. V., et al. Visual evoked potentials standard (2004). Doc Ophthalmol. 108, 115-123 (2004).
  7. Ridder, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of cataract development in anesthetized mice. Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Bui, B. V., et al. Using the electroretinogram to understand how intraocular pressure elevation affects the rat retina. J Ophthalmol. 2013, 262467(2013).
  10. Nguyen, C. T., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Dietary omega-3 fatty acids and ganglion cell function. Invest Ophthalmol Vis Sci. 49, 3586-3594 (2008).
  11. Hood, D. C., Birch, D. G. A quantitative measure of the electrical activity of human rod photoreceptors using electroretinography. Vis Neurosci. 5, 379-387 (1990).
  12. Birch, D. G., Hood, D. C., Locke, K. G., Hoffman, D. R., Tzekov, R. T. Quantitative electroretinogram measures of phototransduction in cone and rod photoreceptors - Normal aging, progression with disease, and test-retest variability. Arch Ophthalmol. 120, 1045-1051 (2002).
  13. Bui, B. V., Vingrys, A. J. Development of receptoral responses in pigmented and albino guinea-pigs (Cavia porcellus). Doc Ophthalmol. 99, 151-170 (1999).
  14. Robson, J. G., Saszik, S. M., Ahmed, J., Frishman, L. J. Rod and cone contributions to the a-wave of the electroretinogram of the macaque. J Physiol. 547, 509-530 (2003).
  15. Severns, M. L., Johnson, M. A. The care and fitting of Naka-Rushton functions to electroretinographic intensity-response data. Doc Ophthalmol. 85, 135-150 (1993).
  16. Bui, B. V., Fortune, B. Origin of electroretinogram amplitude growth during light adaptation in pigmented rats. Vis Neurosci. 23, 155-167 (2006).
  17. Bui, B. V., Fortune, B. Ganglion cell contributions to the rat full-field electroretinogram. J Physiol. 555, 153-173 (2004).
  18. Tremblay, F., Laroche, R. G., Debecker, I. The Electroretinographic Diagnosis of the Incomplete Form of Congenital Stationary Night Blindness. Vision Res. 35, 2383-2393 (1995).
  19. Bayer, A. U., Keller, O. N., Ferrari, F., Maag, K. P. Association of glaucoma with neurodegenerative diseases with apoptotic cell death: Alzheimer's disease and Parkinson's disease. Am J Ophthalmol. 133, 135-137 (2002).
  20. Wostyn, P., Audenaert, K., De Deyn, P. P. An abnormal high trans-lamina cribrosa pressure difference: A missing link between Alzheimer's disease and glaucoma. Clinical Neurology and Neurosurgery. 110, 753-754 (2008).
  21. Yucel, Y. H., Zhang, Q. A., Weinreb, R. N., Kaufman, P. L., Gupta, N. Effects of retinal ganglion cell loss on magno-, parvo-, koniocellular pathways in the lateral geniculate nucleus and visual cortex in glaucoma. Prog Retin Eye Res. 22, 465-481 (2003).
  22. Gupta, N., Yucel, Y. H. What changes can we expect in the brain of glaucoma patients. Survey of Ophthalmology. 52, 122-126 (2007).
  23. Kong, Y. X., et al. Impact of aging and diet restriction on retinal function during and after acute intraocular pressure injury. Neurobiol Aging. 33, 1115-1125 (2012).
  24. Bui, B. V., Sinclair, A. J., Vingrys, A. J. Electroretinograms of albino and pigmented guinea-pigs (Cavia porcellus). Aust N Z J Ophthalmol. 26, Suppl 1 98-100 (1998).
  25. Jobling, A. I., Wan, R., Gentle, A., Bui, B. V., McBrien, N. A. Retinal and choroidal TGF-beta in the tree shrew model of myopia: isoform expression, activation and effects on function. Exp Eye Res. 88, 458-466 (2009).
  26. Robson, J. G., Frishman, L. J. Dissecting the dark-adapted electroretinogram. Doc Ophthalmol. 95, 187-215 (1998).
  27. Robson, J. G., Frishman, L. J. The rod-driven a-wave of the dark-adapted mammalian electroretinogram. Prog Retin Eye Res. 39, 1-22 (2014).
  28. Hudnell, H. K., Boyes, W. K. The comparability of rat and human visual-evoked potentials. Neurosci Biobehav Rev. 15, 159-164 (1991).
  29. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS One. 8, e74172(2013).
  30. Hetzler, B. E., Berger, L. K. Ketamine-Induced Modification of Photic Evoked-Potentials in the Superior Colliculus of Hooded Rats. Neuropharmacology. 23, 473-476 (1984).

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