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方法文章

利用流式细胞术测定重组离子通道的细胞表面相对表达量与总表达量

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DOI：

10.3791/54732

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2016年9月28日

 ,  ,  ,  , 
1Département de Physiologie Moléculaire et Intégrative, Montreal Heart Institute Research Centre, 2Département de Microbiologie, Infectiologie, Immunologie, Centre de recherche de l'Hôpital Maisonneuve-Rosemont

本文内容

摘要

遗传性心律失常通常由突变引起，这些突变会改变一种或多种离子通道在细胞表面的递送。本文中，我们改进了流式细胞术检测方法，用于定量分析在tsA-201细胞中表达的重组离子通道的总蛋白和细胞表面蛋白的相对表达水平。

摘要

遗传性或 从头合成 阳离子选择性通道的突变可能导致心源性猝死。这些多跨膜蛋白在细胞质膜上的转运异常，无论是否伴随通道门控行为的改变，通常被认为在此过程中起着重要作用。因此，建立一种能够大规模定量分析心脏离子通道相对细胞表面表达水平变化的方法变得至关重要。本文提供了一种详细方案，用于测定心脏L型钙通道CaV1.2 及膜相关亚基在 tsA-201 细胞中的表达，采用双色荧光流式细胞术检测。与基于显微镜或免疫印迹的定性方法相比，流式细胞术实验具有快速、可重复和高通量的特点，可对大量活细胞样本（数量范围从 104 至 106 具有相似细胞特性的细胞）在单次流式检测中进行分析。构建的质粒设计为在细胞内C末端组成型表达mCherry（从而可快速评估总蛋白表达水平），同时在胞外区域表达血凝素（hemagglutinin, HA）表位，以便利用抗HA荧光标记抗体评估膜蛋白的细胞表面表达。为避免假阴性结果，还对透化处理的细胞进行实验，以确认HA表位的可及性及正确表达。本方法详细介绍了以下步骤：（1）带标签DNA（脱氧核糖核酸）质粒的构建设计，（2）通过脂质体介导将质粒转染至tsA-201细胞，（3）非透化与透化细胞的培养、收集及染色，（4）荧光信号的采集与分析。此外，文中还解释了流式细胞术的基本原理，并深入讨论了实验设计，包括荧光染料的选择、HA抗体的滴定以及对照实验的设置。该方法可对离子通道的总表达量及细胞表面表达量进行客观的相对定量，且可拓展应用于离子泵和质膜转运蛋白的研究。

引言

本文提供了一种可靠的检测方法，利用现有的流式细胞术技术，报告在重组细胞中表达的膜蛋白（如离子通道）的相对细胞表面表达水平。离子通道是一类形成孔道的膜蛋白，通过调控离子跨细胞膜的流动来控制电信号。根据其激活机制、通过孔道的离子种类的性质及选择性，可对离子通道进行分类。在细胞和组织水平上，离子通道介导的宏观离子流是其生物物理特性（门控与通透）、生化特性（磷酸化）以及生物合成特性（合成、糖基化、转运和降解）共同作用的结果1。这些过程对每种离子通道具有特异性，并经过优化以实现其特定的生理功能。因此，任何这些精细调控过程因遗传或基因突变而发生改变——通常称为“通道病”——都可能破坏细胞稳态。需要特别强调的是，将适量的离子通道递送至细胞表面对于维持细胞稳态至关重要。离子通道功能的轻微增强（功能获得）或轻微减弱（功能丧失）均有可能在一生中引发严重的病理后果。成熟离子通道向细胞表面递送的缺陷是多种通道病的重要决定因素，例如囊性纤维化（CFTR离子通道）2 和长QT综合征型心律失常（心脏钾离子通道）3。

通道病与心脏性猝死相关4目前全球范围内所有心脏离子通道病的患病率估计至少为1:2,000至1:3,000。5 并导致约一半的突发性心律失常性心脏死亡病例6心脏电压门控钠离子、钾离子和钙离子选择性离子通道的功能障碍已知在此过程中起关键作用。L型CaV1.2 电压门控钙通道是启动心肌同步收缩所必需的。心脏L型CaV1.2 钙通道是由主要成孔亚基 CaVα1 亚基和 CaVß 和 CaVα2δ1 辅助亚基7-12请注意，需要全套的辅助亚基才能形成功能性的CaV1.2 钾通道在细胞膜上的定位以及这些亚基之间的动态相互作用对于维持心脏正常的电生理功能至关重要13. 钙Vß 促进 Ca 的细胞表面表达V1.2 通道通过非共价纳摩尔级疏水相互作用14共表达CaVα2δ1 亚基与 CaVß-结合的 CaVα1 增强峰值电流表达（5 至 10 倍），并促进通道在更负的电压下激活。孔道形成亚基 CaV1.2 已被证实与一种称为长QT综合征的心室性心律失常相关15 而构成L型Ca通道的三个主要亚基上存在大量点突变V已在患有短QT综合征型心律失常的患者中鉴定出1.2型通道16,17离子通道是膜蛋白，可从生物化学角度（蛋白质化学）或利用电生理学工具（电流检测装置）进行研究，通常需结合这两种互补的方法。电生理学，特别是全细胞膜片钳技术，是阐明离子通道功能的适宜方法。15 但无法区分蛋白质运输的改变与其生物物理特性变化之间的差异。然而，由于大型膜蛋白的表达量相对于较小的可溶性蛋白通常较低，蛋白质化学方法的应用往往受到限制。为了特异性地研究导致离子通道细胞表面表达改变的蛋白质生物合成缺陷，亟需开发基于荧光检测的稳健高通量方法。

流式细胞术是一种用于细胞计数、分选、生物标志物检测和蛋白质工程的生物物理技术18当含有活细胞或颗粒的样本溶液被注入流式细胞仪时，细胞会被排列成单一的液流，从而可被仪器的检测系统进行检测图1）。首台流式细胞仪于1956年问世19 仅能检测一个参数，但现代流式细胞仪配备多个激光器和荧光检测器，可同时检测超过30种荧光参数20,21滤光片和反射镜（发射光学元件）将细胞的散射光或荧光引导至电子网络（光电二极管和检测器），后者将光信号按其强度比例转换为电信号。数字数据通过专用软件进行分析，主要输出结果以散点图形式显示。21.

配备蓝光/红光激光器、光束整形装置及用于荧光检测的光电倍增管的流式细胞仪设置示意图
图1：流式细胞分选的生物物理原理。 单个细胞在高压作用下通过鞘液流经喷嘴，使其依次穿过一个或多个激光检测点。当细胞通过时会偏转激光束，前向散射的光信号（前向散射光，FSC）被收集并导向光电二极管，该信号强度与细胞大小成正比。同时，在与激光路径呈90°方向收集的光信号被送至检测器（也称为光电倍增管，PMT）。这些光信号通过二向色镜分光，用于检测侧向散射光（SSC），该信号反映细胞内部的颗粒度，以及在细胞内存在被激发荧光染料时产生的荧光发射信号。图中以绿色、黄色和红色三个检测通道表示，各通道配备不同波长的带通滤光片，从而实现多种荧光染料的同时检测。不同信号由外部计算机进行数字化处理，并转换为可用于定量分析细胞特征的数据。请点击此处查看该图的高清版本。

利用流式细胞仪的高通量能力，定量分析在活细胞中表达的重组野生型及膜转运缺陷型电压门控L型CaV1.2通道及其相关亚基的相对膜表达水平。编码目标蛋白的cDNA构建体采用双重标记策略，使其同时携带一个可被不可渗透性荧光标记抗体识别的胞外非荧光表位，以及一个组成型荧光的胞内荧光蛋白。该胞外表位插入蛋白的胞外环区域，而胞内荧光蛋白则插入蛋白C末端之后，两者均随目标蛋白一同翻译表达。在本系列实验中，CaVα2δ1蛋白经基因工程改造，表达一个位于胞外的血凝素（HA）表位（YPYDVPDYA），该表位可由不可渗透性的FITC（异硫氰酸荧光素）标记抗HA抗体识别，同时以mCherry作为内源性胞内荧光蛋白。为测定mCherry-CaVα2δ1-HA标记蛋白的相对细胞表面表达水平，转染后收集表达融合蛋白的重组细胞，并用FITC标记的小鼠单克隆抗HA表位抗体进行染色（图2）。FITC是一种有机荧光化合物，其分子尺寸显著小于酶类报告分子，因此对生物功能的干扰可能性较小。在tsA-201细胞中过表达的mCherry-CaVα2δ1-HA蛋白，在二维荧光图谱中可产生明显的3个数量级的FITC荧光与mCherry荧光增强22。由于HA表位位于蛋白的胞外区域，因此在完整细胞条件下测得的FITC荧光强度反映了HA标记蛋白在细胞表面的相对表达水平。通过在细胞透化后检测FITC信号，系统验证了构建体中HA表位的可及性。该检测还可用于验证归一化的总蛋白表达水平，因为在透化细胞中估算的FITC相对荧光强度，与在透化和非透化条件下测得的mCherry相对荧光值在定性上具有可比性22,23。需特别注意的是，透化后内源荧光光谱会向更高值偏移，但报告的唯一数值是相对于对照构建体的荧光强度变化。测试构建体的荧光强度相对变化通过各荧光染料（mCherry或FITC）的Δ平均荧光强度（ΔMFI）值进行估算。实验设计旨在测量测试构建体相对于在相同条件下表达的对照构建体的荧光强度，以减少荧光标记抗体自身荧光在实验中的变异。本方法已成功用于研究两种膜蛋白：L型电压门控钙通道的成孔亚基CaV1.214,22，以及另一系列实验中的胞外辅助亚基CaVα2δ122,23。以下实验方案用于测定心脏L型CaV1.2通道CaVα2δ1亚基在对照条件及影响离子通道翻译后修饰的突变条件下的细胞表面表达水平。在标准化实验条件下，FITC的细胞表面荧光强度随编码mCherry-CaVα2δ1-HA蛋白的cDNA表达量呈准线性增加（参考文献22中的图5）。

细胞转染过程示意图；通透化、染色、流式细胞仪、数据分析。
图2：流式细胞术实验方案中总表达与膜表面标记的示意图。该示意图概述了通过流式细胞术定量分析重组离子通道的总表达量及细胞表面表达量所需的一些关键步骤。将双标签构建体 mCherry-CaVα2δ1-HA 转染至 tsA-201 细胞中（1），随后在通透化处理前或后进行染色（2）。在流式细胞仪中获取多参数数据（3），用于多变量分析（4）。请点击此处查看本图的放大版本。

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方案

1. 双标记DNA构建体

  1. 通过定点突变法将HA表位（YPYDVPDYA）插入CaVα2δ1胞外连接区D676与R677之间（图3B）20。使用正向引物gccggattatgcgGGAAAACTCCAAACAACC和反向引物acatcatacggataTCAATAAATTCATTGAAATTTAAAAGAAATTC。
  2. 将标记HA的CaVα2δ1 cDNA序列亚克隆至哺乳动物表达载体pmCherry-N1中，使蛋白在SacI和SalI位点之间与mCherry的N端融合表达（图3B）20。
    注意：需使用对照质粒并通过标准电生理方法检测通道功能是否正常24。

2. 脂质体介导的瞬时转染（30 分钟，所有步骤均在层流罩内进行）

  1. 第1天：在35 mm培养皿中接种50万个tsA-201细胞（或HEKT细胞），加入2 mL添加了10%胎牛血清（FBS）和1%青霉素-链霉素（PS）的高糖Dulbecco改良必需培养基（DMEM-HG）。使用标准血细胞计数板对细胞进行计数，并用台盼蓝染色法检测部分细胞样本的活力。接种足够数量的细胞，以确保转染时细胞融合度达到90%。
  2. 第2天：更换培养基，加入2 mL新鲜预热（37 °C）的不含青霉素-链霉素的培养基。
  3. 针对每个转染样本，准备两个1.5 mL离心管。在第1管中，将4 µg DNA溶于250 µl低血清培养基中；在第2管中，将10 µl脂质体介导的转染试剂与250 µl低血清培养基混合。使用前轻轻混匀转染试剂。
  4. 室温孵育5分钟。
  5. 将第1管和第2管的内容物混合，轻轻混匀后，于室温下孵育至少20分钟。
  6. 将脂质体/DNA复合物加入培养细胞中，并轻轻摇动培养皿以混匀。
  7. 在37 °C、5% CO2条件下孵育24小时。

3. 流式细胞术细胞染色（3 小时）

  1. 准备细胞样品
    1. 第3天：小心移除培养皿中的培养基，并用400 µl预热（37 °C）的0.05%胰蛋白酶-1x EDTA（乙二胺四乙酸）洗涤细胞。
    2. 加入400 µl胰蛋白酶-EDTA，于37 °C、5% CO2条件下孵育5分钟，使细胞从培养皿表面脱落。
    3. 加入1 ml不含PS的冷培养基以终止酶消化，并轻轻吹打4–5次，将所有细胞从表面洗脱。避免过度消化和过度吹打，以减少细胞死亡。
    4. 将细胞收集至1.5 ml离心管中，立即置于冰上。使用预冷溶液并将细胞保持在4 °C，以防止表面抗原内化。降低光照强度以减少荧光信号的光漂白。
    5. 在4 °C下以400 × g离心5分钟。小心吸除并弃去上清液。
    6. 用1 ml 1×磷酸盐缓冲液（PBS）重悬沉淀，制备单细胞悬液。
    7. 轻轻短暂涡旋振荡管子，并重复步骤3.1.5和3.1.6，以彻底去除残留培养基。
    8. 用600 µl 1× PBS重悬沉淀，并将细胞浓度调整至至少3 × 106 个细胞/ml。
    9. 将细胞分装至两个新的1.5 ml离心管中，用于胞外和胞内染色。设置适当的对照，以区分特异性染色与非特异性染色。
      注意：同型对照抗体有助于评估背景染色水平，应尽可能与每种一抗的宿主物种、同型和荧光染料相匹配。同型对照抗体和偶联抗体应使用相同的蛋白浓度。

细胞转染抗体染色图；HA蛋白表达分析的对照及颜色结果。
表 1：非通透化与通透化细胞流式细胞术实验的对照样本。 每项实验需包含以下阴性对照：（1）未转染细胞（不加抗体、加同型对照抗体或加偶联抗体）；（2）转染了目的蛋白的细胞，该蛋白亚克隆于不含组成型荧光蛋白的质粒中（pCMV- CaVα2δ1-HA），或带有双标签的构建体（pmCherry-CaVα2δ1），且不加抗体、加同型对照抗体或加偶联抗体。单色对照用于校正荧光染料发射光谱的重叠。每组实验中，非通透化与通透化条件均需运行相同的对照。

  1. 完整活细胞的细胞表面染色
    1. 将 1 × 106 个细胞/100 µl 分装至 1.5 ml 离心管中。
    2. 加入终浓度为 5 µg/ml 的 FITC 标记单克隆抗 HA 抗体，混匀后在 4 °C 避光条件下，于摇床上（200 rpm）孵育 45 分钟。
      注：抗体的最佳浓度已在初步的滴定实验中确定（图 4）。
    3. 从避光环境中取出细胞，每管加入 900 µl 1× PBS，于 4 °C 以 400 × g 离心 5 分钟。
    4. 吸除上清液，将沉淀重悬于 1 ml 1× PBS 中，充分涡旋混匀，于 4 °C 以 400 × g 离心 5 分钟。
    5. 重复洗涤步骤（步骤 3.2.4）两次，以去除未结合的抗体。若使用未标记的一抗，则需加入相应的二抗进行孵育。
    6. 最后一次洗涤后，将细胞重悬于 500 µl 1× PBS 中，并将单细胞悬液转移至 5 ml 流式细胞管中。将细胞置于 4 °C 避光保存，直至上机检测。
    7. 将样品上机进行流式细胞分析。为获得最佳结果，应尽快在染色后 24 小时内完成检测。
  2. 胞内染色：固定、通透与染色
    1. 将 1 × 106 个细胞/100 µl 分装至 1.5 ml 离心管中，于 4 °C 以 400 × g 离心 5 分钟。
    2. 弃去上清液，将细胞直接用 100 µl 原液固定-通透溶液重悬。
    3. 于 4 °C 避光孵育 20 分钟。
    4. 加入 100 µl 新鲜配制的 1× 通透洗涤缓冲液（将 10× 通透洗涤缓冲液用去离子 H2O 稀释至 1×），涡旋混匀后，使用台式离心机于 4 °C 以 400 × g 离心 5 分钟。
    5. 吸除并弃去上清液。
    6. 重复步骤 3.3.4 和 3.3.5 一次。
    7. 在 100 µl 1× 通透洗涤缓冲液中加入终浓度为 5 µg/ml 的 FITC 标记单克隆抗 HA 抗体，混匀后于 4 °C 避光孵育 30 分钟。
      注：胞内染色的操作流程与细胞表面染色基本相同。然而，皂苷介导的细胞通透过程是快速可逆的，因此在胞内染色过程中必须使用 1× Perm/Wash 缓冲液替代 1× PBS，以确保细胞始终处于含皂苷的环境中。
    8. 从避光环境中取出细胞，加入 100 µl 通透洗涤缓冲液，于 4 °C 以 400 × g 离心 5 分钟。
    9. 小心吸除上清液，将沉淀重悬于 100 µl 通透洗涤缓冲液中，充分涡旋混匀，于 4 °C 以 400 × g 离心 5 分钟。
    10. 再重复洗涤一次（步骤 3.3.9），以彻底去除未结合的抗体。
    11. 最后一次洗涤后，将细胞重悬于 500 µl 1× PBS 中，并将单细胞悬液转移至 5 ml 流式细胞管中。将细胞置于 4 °C 避光保存，直至上机检测。
    12. 将样品上机进行流式细胞分析。固定后的样品应尽快检测，最迟不超过染色后 1 周。非通透与通透处理的细胞应在同一天内完成检测。

4. 流式细胞术

  1. 流式细胞仪分选仪每日设置
    1. 打开流式细胞术软件。实验前，校准并设置流式细胞分选仪，以确保仪器性能处于最佳状态（即 使用仪器校准微球验证激光与光学元件是否达到规格要求，以及激光与流动池是否正确对齐。
    2. 使用 100 µm 20 psi鞘液压力的喷嘴
      注意：台式流式细胞仪无需更换喷嘴。
    3. 根据制造商的规格设置流式细胞仪的流速。过高的流速会降低检测荧光变化的灵敏度。
    4. 选择蓝色激光（488 nm，用于激发异硫氰酸荧光素或 FITC）和黄绿色激光（561 nm，用于激发 mCherry）。分别使用 530/30 nm 和 610/20 nm 带通滤光片收集 FITC 和 mCherry 的荧光信号。
    5. 获取未染色细胞的前向散射（FCS）与侧向散射（SSC）点图，使用线性刻度。调节每个检测器的放大倍数，使细胞显示在点图的左下象限。
  2. 完整未透化的细胞样本读取
    1. 通过在待分析细胞周围绘制自由形状区域，排除细胞碎片和细胞聚集体，从而将荧光信号限定于完整细胞，为活的非通透处理细胞设定P1门。
      注意：可使用活/死细胞排除性染料以辅助在活细胞门控P1中设置圈门。设定记录事件数为10,000个，必要时可增加事件数量。
    2. 获取 mCherry 与 FITC 双参数等高线图，以检测未染色细胞的基线自发荧光。采用双对数坐标以显示负值，并提高细胞群体间的分辨能力25调节每个检测器的电压，使未染色的阴性细胞位于对数荧光强度图前十个单位的较低区域。
    3. 使用在4.1.5和4.1.6中设定的参数，采集所有完整未破膜样本的FSC、SSC及荧光检测器中的信号。
    4. 导出并保存 *.fcs 文件，用于流式细胞术分析软件进行分析。
  3. 透化细胞的样本读取
    1. 将P1门移动至破膜样本中以选择活细胞，并根据4.1.5和4.1.6所示调整FSC和SSC电压。
    2. 获取所有透化处理的样本，收集前向散射（FSC）、侧向散射（SSC）以及荧光检测器中的信号。
    3. 导出并保存用于流式细胞术分析软件进行分析的 *.fcs 文件。
  4. 数据分析
    1. 启动流式细胞术分析软件，并导入 4.2.4 和 4.3.3 步骤中保存的 *.fcs 文件。
    2. 单击工作区窗口中列出的第一个样本。一个以管编号（tube I.D.）命名的新窗口将自动打开。在SSC对FSC的散点图中开始设门过程。使用椭圆图标围绕活细胞绘制门（P1），排除那些与活细胞在前向散射和侧向散射特性上不同的碎片、死细胞或聚集体
    3. 绘制活细胞的 mCherry（y 轴）与 FITC（x 轴）荧光强度双参数等高线图时，首先点击 x 轴并选择 FITC-A 通道，然后点击 y 轴并选择 PE-mCherry-A 通道。点击“Quad”图标，将象限标记置于各荧光通道中自发荧光细胞边缘处。
      注意：围绕 FITC 和 mCherry 阳性细胞的设门为 P2 门。荧光阴性细胞群体称为 P3 门。参见 图5 本文所采用的代表性设门方法。
    4. 选择 P2 和 P3 门，然后在原始工作区窗口中点击“Add Statistics”图标。从选项列表中点击“Count”（阳性细胞数量），以及“Mean”（每种荧光染料的平均荧光强度）或“Median”（每种荧光染料的中位荧光强度）统计项。再次点击“Add Statistics”图标。所有这些数值将自动传输至原始工作区窗口。
      注意：仅当荧光强度符合正态分布时，才使用“均值”（Mean）。在所有其他情况下，点击“中位数”（Median）选项卡。因此，MFI 可指平均荧光强度（Mean Fluorescence Intensity）或中位荧光强度（Median Fluorescence Intensity）。
      注意：下一步是将门控参数和统计结果应用于流式细胞仪检测的所有样本。
    5. 在工作区窗口中，使用鼠标将门控和统计参数拖放到标记为 ALL SAMPLES 的行上。
    6. 生成非透化和透化细胞的二维轮廓图（mCherry 对 FITC）及直方图（细胞数 对 荧光强度）的批次报告图6A-B).
    7. 根据步骤 4.4.4 生成的统计数据，计算各荧光染料在染色细胞中的平均荧光强度（MFI）。从该数值中减去未染色细胞测得的 MFI 值，以定量目标蛋白的表面表达与总表达水平。
    8. 报告每种荧光染料（mCherry 和 FITC）的 ΔMFI 值（图6C-D）。对测得的 Ca ΔMFI 进行归一化处理V将α2δ1构建体突变体的ΔMFI值与野生型（WT）构建体的FITC和mCherry ΔMFI值进行比较。
      注意：荧光强度的绝对值可能因抗体批次以及各实验室操作人员的技术水平不同而出现显著差异，因此需要使用野生型（WT）构建体对突变体构建体的荧光强度进行归一化处理。

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结果

本文介绍了一种可靠的双色流式细胞术检测方法，用于定量表达于tsA-201细胞中的重组离子通道的总蛋白及细胞表面蛋白含量。以CaVα2δ1亚基为例，对其细胞表面与总蛋白的相对表达水平进行了定量分析。为实现双色流式细胞术检测，CaVα2δ1被双重标记：其一为可被抗HA-FITC偶联抗体识别的细胞外非荧光表位HA；其二为组成性表达的细胞内荧光蛋白mCherry。FITC与mCherry的激发和发射光谱显示，FITC在488 nm激光激发下效率达88%，而在561 nm激光激发下效率降至0%；mCherry在561 nm激光激发下可达到其最大荧光强度的63.9%，而在488 nm激光激发下仅为7.6%（图3）。两种荧光染料的激发与发射光谱均表现出对所选激光器和滤光片组合的最优光信号收集效果及最小光谱重叠。只要特定荧光染料的平均荧光强度（MFI）与单个细胞中CaVα2δ1蛋白的表达量呈直接正比关系而非仅反映荧光阳性细胞数量，流式细胞术即可提供大量细胞群体中膜蛋白相对表达的定量信息。这...

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讨论

该基于流式细胞术的检测方法已成功应用于测量荧光标记的电压门控钙通道孔形成亚基及其相关亚基的相对总量和细胞表面水平14,22,26。该方法最适合用于研究基因突变的影响，因此要求荧光标记的野生型带标签构建体的本征荧光强度至少比荧光标记的无标签构建体的荧光强度高10至100倍。在本实例中，本文所述的mCherry-CaVα2δ1-HA构建体所产生的信噪比和动态范围均大于先前发表的CaV1.2-HA和CaV2.3-HA构建体所测得的结果。造成这一现象的原因可能有多种。可以推测，CaVα2δ1蛋白胞外域中HA表位的局部环境优化了FITC偶联抗HA抗体的信噪比。

此外，需要注意的是，该方法无法提供细胞表面蛋白质数量的绝对值。然而，通过在相同条件下平行进行膜片钳和流式细胞术实验（如参考文献22的图7所示），仍可获得为实现功能性通道表达所需的标记构建体的相对表达水平。根据这些数据可以估计，峰值电流密度（离子通道活性的整体性指标）通常随...

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披露

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

致谢

我们感谢 Serge Sénéchal 先生和 Jacques Thibodeau 博士分享他们的专业知识，并允许我们使用其流式细胞术和细胞分选平台。本研究工作得到了加拿大卫生研究院资助号为 130256 的运营基金、加拿大心脏与中风基金会的援助基金，以及蒙特利尔心脏病研究所基金会对 L.P. 的支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
Q5 定点突变试剂盒New England BiolabsE0554S可用 QuickChange 定点突变试剂盒（Agilent，#200523）替代。
1.5 ml 离心管Sarstedt72-690-001
15 ml 离心管 Sarstedt 62-554-002
一次性刻度移液管 VWR160001-192 
100 mm 培养皿Corning430167用于 HEKT 细胞的常规培养。
35 mm 培养皿Falcon353001用于 HEKT 细胞的常规培养。
1 ml 血清移液管Sarstedt86.1251.001
5 ml 血清移液管Sarstedt86.1253.001
10 ml 血清移液管Sarstedt86.1254.001
25 ml 血清移液管Sarstedt86.1285.001
DMEM 高糖培养基Life Technologies12100-046使用前于 37 °C 水浴中预热。
胎牛血清，经鉴定，热灭活，美国来源Life Technologies16140-071
青霉素-链霉素（10,000 U/ml）Life Technologies15140-122
Lipofectamine 2000 Life Technologies11668-019用于脂质体转染。可用磷酸钙转染法替代。
Opti-MEM I 低血清培养基Life Technologies31985-070使用前于 37 °C 水浴中预热。
胰蛋白酶-EDTA（1×）0.05%，含酚红Life Technologies25300-062
1.5 ml 微量离心管Sarstedt72.690.001
 磷酸盐缓冲液（1×）FisherBP661-10可自行配制""。
抗 HA-FITC 标记抗体SigmaH7411
IgG1−FITC 同型对照抗体SigmaF6397
BD Cytofix/Cytoperm 固定/通透试剂盒BD Biosciences554714用于固定/通透处理。通透/洗涤液需在 4 °C 保存。
血细胞计数板Fisher49105161
台盼蓝Fisher15250061用于检测细胞活力。
制冷型微量离心机，5430REppendorf A14H172200
Forma Steri-Cycle CO2 培养箱Fisher370
实验室平台摇床Fisher545034
水浴锅VWR89032-216
BD FACSARIA III BD Biosciences648282流式细胞仪。
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参考文献

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