在 Drosophila 卵巢中研究线粒体结构与功能

摘要

要深入理解线粒体功能的调控机制，必须分析线粒体结构与功能之间的关系。本文描述并演示了在活体和固定处理的黑腹果蝇（Drosophila）卵巢中研究线粒体结构与功能的特定方法。

摘要

线粒体结构与功能关系的分析对于深入理解线粒体功能调控机制至关重要。荧光显微镜是直接评估活细胞中线粒体结构与功能、研究线粒体结构与功能关系不可或缺的工具，而线粒体结构与功能关系主要受调控线粒体分裂与融合事件的分子所调节。本文描述并演示了在模式生物中研究活体及固定组织中线粒体结构与功能的具体方法 黑腹果蝇首选的组织是 果蝇 卵巢，可被分离并处理以适用于 离体 活细胞共聚焦显微镜观察。此外，本文还描述了如何在遗传水平上操控线粒体分裂蛋白 Drp1 果蝇 卵巢以研究 Drp1 驱动的线粒体分裂在调控线粒体结构与功能关系中的作用。这些方法的广泛应用已在已发表的数据和新数据中得到证实。所述方法可进一步拓展用于理解营养物质和/或生长因子对线粒体特性的直接影响 离体鉴于线粒体功能失调是多种疾病病因的基础，本研究在一种遗传上易于操作的模式生物中开发了所述创新方法，果蝇有望显著促进对线粒体结构与功能关系的机制细节的理解，并推动靶向线粒体的治疗策略的开发。

引言

线粒体通常被称为细胞的“动力工厂”，因为它们是分化细胞中能量生成的主要场所。此外，线粒体在代谢、产热、脂质修饰、钙稳态和氧化还原稳态、细胞信号通路的协调等方面也发挥着关键作用等¹。线粒体还积极参与细胞死亡的诱导²以及细胞周期的调控³。这种多功能性引出了以下两个基本问题：a）线粒体如何同时执行这些多种功能？b）是否存在特定的线粒体亚群或亚区域，专门负责不同的功能？在此背景下，值得注意的是，线粒体在单个细胞内的形态、大小和结构具有动态性，且不同细胞类型的线粒体稳态形态可能存在差异。来自多个实验室数十年的研究表明，线粒体形态、大小和结构的改变（统称为线粒体动力学）对于维持多种线粒体功能至关重要^4,5,6_。 这些发现提示，线粒体可能正是凭借其结构上的动态变化来实现其多功能性的。

目前，人们正在大力研究线粒体结构与功能之间的关系。线粒体结构的动态特性主要依赖于它们相互之间发生分裂与融合的能力。大型线粒体的分裂将其转化为较小的线粒体单元，而两个较小线粒体之间的融合则使它们合并为更大的线粒体单元⁷此外，两个线粒体之间可能发生瞬时融合，以实现其内容物的混合。线粒体内膜和外膜的分裂与融合事件由特定的蛋白质组精确调控。核心分裂机制由动力相关蛋白1（Drp1）构成，该蛋白通过与某些因子相互作用，从细胞质中被招募至线粒体。 真正有效的 线粒体蛋白（例如， Fis1 或 Mff1），而 Drp1 的功能也可受到线粒体表面其他蛋白质的调控⁴尽管 Drp1 作用于外膜，但其分裂功能同样会影响内膜。目前，外膜与内膜分裂过程的协调机制尚不明确。另一方面，内膜融合主要由 Opa1 的活性核心调控，而外膜融合则由线粒体融合蛋白（mitofusins）调控。⁵线粒体分裂与融合事件之间的平衡决定了细胞中线粒体稳态下的形态。例如，抑制线粒体分裂将导致完全且无对抗的融合，而线粒体分裂过度活跃则会引起线粒体碎片化。³.

线粒体结构与功能关系的研究主要涉及两种互补的方法：a）在线粒体分裂/融合蛋白的遗传操作后，分析细胞和生物体的表型；b）对线粒体结构与功能进行直接评估。值得注意的是，遗传学分析并不总能揭示目标分子（此处为线粒体分裂/融合蛋白）的直接功能，因为所观察到的表型可能源于间接或继发效应。因此，开发并使用能够直接研究线粒体结构与功能的工具至关重要。对线粒体结构的任何评估均需借助多种显微技术。活细胞荧光显微镜的应用极大地推动了线粒体动态的研究，因为借助适当的荧光显微镜工具与技术，线粒体的动态行为可实现定性与定量的同步监测。⁸基于荧光显微镜的技术已被开发用于研究活细胞和固定细胞中线粒体的结构与功能 黑腹果蝇 组织，阐明线粒体动态的重要性 体内⁹这些及相关方法在此描述，旨在研究线粒体的结构与功能 果蝇 卵巢

果蝇 卵巢由生殖系和体细胞系组成，它们分别起源于位于生殖囊中的成体干细胞^10,11。16个合胞体生殖细胞（GCs）被体细胞滤泡细胞（FCs）包裹，形成独立的卵室，这些卵室从生殖囊中依次产生（图1）。在16个GCs中，其中一个被指定为卵细胞，其余15个GCs则发育为滋养细胞，支持卵细胞室的生长，促进卵子在产出前的成熟过程。大多数FCs在退出有丝分裂细胞周期并最终分化为具有特定模式的上皮细胞层之前，会经历9轮有丝分裂，该上皮层包括前端滤泡细胞（AFCs）、后端滤泡细胞（PFCs）和主体细胞（MBCs）。连续的卵室由 stalk 细胞连接，这些stalk细胞是分化细胞，也在发育早期由FCs衍生而来。线粒体裂变蛋白Drp1调控的线粒体形态在果蝇卵巢滤泡细胞层正常发育过程中的分化阶段发挥重要作用^9,12。本文描述了这些研究中用于鉴定Drp1在果蝇滤泡细胞层发育中作用的方法。

方案

1. 准备 果蝇 （所需工具如图2A所示）

1. 对于所述的任何实验，均需收集 果蝇 （室温或25℃下保存） ºC) 羽化后5天内将其放入装有5 - 7 mL的试管中 果蝇 食物（参见 材料表），每管不超过25只果蝇；保持雌雄比例为2:1。
2. 撒入少量颗粒状酵母以激活 果蝇 产卵。在2至4天内进行实验操作。

2. 解剖 黑腹果蝇 卵巢（所需工具如图 2A 所示）

1. 温热的昆虫解剖液（参见 材料表）至室温，25 °C. 在八孔玻璃解剖皿中填充三个孔，每孔加入200 µ每孔加入 L 培养基。
2. 麻醉 黑腹果蝇 与 CO₂ 通过将吹管的针头置于小瓶塞下方，将果蝇放置于蝇垫上。在解剖显微镜下挑选出5只雌蝇，并将其放入解剖皿的第一个孔中。每次操作一只 果蝇 进行活细胞显微成像时
3. 通过解剖显微镜的目镜观察，使用两对镊子将胸部与腹部切断分离。用镊子小心地将腹部转移至培养皿的第二个孔中。
4. 用一对镊子夹住腹部后端，用另一对镊子缓慢将卵巢（连同其他腹部内容物）推出。若此操作失败，可将镊子插入前端，小心去除腹部外骨骼，以释放卵巢。
5. 使用镊子夹住单个卵巢的不透明后端即， 将充满卵黄的晚期卵子小心转移至培养皿的第三个孔中，用于分离处理，以进行活体显微观察（步骤3）或固定后进行免疫染色（步骤7）。
6. 用镊子夹住卵巢后端，同时用解剖针轻轻从每个卵巢的后端向前端扫动，仔细将卵巢周围的保护鞘剥离。
   注意： 为尽量减少解剖过程中的损伤，应弯曲针尖，并通过提高显微镜放大倍数来放大每个卵巢进行操作图2A解剖时应施加足够的力以撕开滤泡鞘，但操作需谨慎，以保持卵管的完整性。

3. 活体组织显微镜观察的准备工作

注意： 所需工具如图2A所示。

1. 在进行Drosophila解剖前，需准备聚-L-赖氨酸（polyL-Lysine）包被的腔室。具体操作如下：在玻璃底培养皿（35 mm）的盖玻片（14 mm，No. 0）上，滴加两滴20 µL的聚-L-赖氨酸溶液（0.1 mg/mL），两滴之间保持适当距离，以防液滴融合。将培养皿置于37 ºC下空气干燥1小时，并用可擦除标记笔在培养皿底部标记白色聚-L-赖氨酸薄膜的边缘位置。
   注意：聚-L-赖氨酸包被的腔室可在4 °C下保存一周。若使用预先包被的腔室，应在开始Drosophila解剖前将其恢复至室温。
2. 在共聚焦显微镜上设置扫描参数，确保样品在完成解剖和封片后可立即进行成像，具体如下。
3. 将一个已解剖并分离的卵巢（按步骤2操作，如需染色则按步骤5操作）置于标记好的聚-L-赖氨酸包被区域上，用解剖针轻轻展开卵巢以分离卵管。在卵巢上方加入10 µL昆虫解剖液，确保完全覆盖聚-L-赖氨酸包被区域。盖上培养皿盖。
4. 立即在室温下对封片后的样品进行共聚焦显微镜观察。
   注意：每次应仅解剖、处理并成像一只Drosophila。此外，不应在37 °C下进行显微观察，因为该温度会模拟Drosophila组织的热激环境。

4. 评估线粒体基质连续性的光漂白荧光丢失（FLIP）实验

注意： 融合线粒体结构中，线粒体基质连续性的建立发生在内膜和外膜完全融合之后，此过程需经历一系列中间步骤。线粒体分裂可能遵循相同的步骤，但方向相反。图3A）。FLIP 是一种基于延时显微镜的半定量方法，可用于评估线粒体在最终融合状态下的基质连续性 离体 线粒体（步骤 3 和 4） 图3A在活体中 果蝇 卵巢⁹. FLIP 实验通过定期对线粒体基质中表达荧光分子的线粒体特定兴趣区域（ROI）进行光漂白来实施（FLIP ROI 在 图3A）。因此，任何与FLIP ROI（实验ROI）相连的周围线粒体区域（ 图3A）会因持续的线粒体基质分子交换而失去信号。此处展示的FLIP实验是在转基因个体上进行的 果蝇 表达 mitoYFP，该蛋白包含人细胞色素氧化酶 VIII 亚基的线粒体靶向序列，并与 YFP 标记融合，以游离扩散形式靶向定位至线粒体基质。类似实验也可使用此前报道的 mito pUASP-mito-GFP 转基因进行。⁹. 可采用类似的FLIP方案，使用靶向线粒体膜间隙的探针，以检测因线粒体外膜融合而产生、但内膜未融合所导致的连续性（步骤2） 图3A).

1. 打开共聚焦显微镜的图像采集软件，并在其中设置适当的扫描参数 "采集" 标签表1）。检查 "时间序列，" "漂白，" 和 "区域" 打开各个选项卡。在每个选项卡中输入相应的采集参数值（表1).
   注意： 针孔应保持开放，因为本实验旨在监测单个细胞中整个线粒体群体的总体信号。
2. 使用目镜快速定位载片上活体组织中的目标区域。
   注意： 选择在玻璃底培养皿中充分铺展的卵巢管，因为悬浮的卵巢管无法进行共聚焦显微镜观察。
3. 点击 "活体" 获取所选感兴趣区域的实时图像。点击 "停止" 停止实时扫描。
4. 如有必要，调整采集参数，使检测到的荧光信号低于饱和水平（以不存在红色像素为标志，当 "范围指示器" 选项被选中时），以通过调节偏移值设定的定义背景为准。
5. 使用贝塞尔绘图工具绘制一个小的感兴趣区域（ROI） "区域" 使用标签在活体扫描获取的图像上标定光漂白区域。
   注意： ROI 的大小应约为细胞内总荧光线粒体信号的 20 - 50%。
6. 点击以执行图像采集 "开始实验。"
7. 使用专有软件或开源软件量化荧光强度（参见 材料表）。记录重复漂白目标区域的平均信号（FLIP）；同一细胞内未进行漂白的区域（实验组）；同一视野中另一个未漂白细胞的区域，用于评估实验期间的整体漂白效应（漂白）；以及背景区域的平均信号（背景）。用其他各区域的平均信号减去背景平均信号。将各细胞的荧光信号以其漂白前的初始信号进行归一化处理。
8. 使用任何标准绘图软件绘制归一化数据。

5. 使用荧光线粒体染料进行活体染色

注意： 可使用特异性进入活细胞和组织中线粒体的染料来评估线粒体的稳态结构和膜电位。可对活体果蝇（Drosophila）卵巢进行离体（ex vivo）荧光线粒体染色，以观察线粒体形态，评估线粒体活性氧（mito-ROS）的产生水平，以及单位质量线粒体的膜电位。该方法可通过联合染色实现：使用线粒体膜电位染料四甲基罗丹明乙酯（TMRE）与一种可兼容的、用于标记线粒体质量的活细胞线粒体染料（具体染料见材料表）共同染色。

1. 将染料储备液用温热的昆虫解剖液稀释至以下终工作浓度：线粒体染料，250 nM；TMRE，50 nM；线粒体ROS染料，5 μM。
2. 完成第2步的解剖并分离卵巢后，将卵巢转移至解剖皿的孔中，加入200 µL特定染色液。将解剖皿用铝箔包裹的合适盒子覆盖以避光，孵育10分钟。用镊子小心地将染色后的卵巢依次转移至3个盛有不含染料的解剖液的孔中，进行清洗。
3. 若需使用TMRE与兼容的总线粒体染料进行共染色，请先按照上述方案用TMRE染色，随后立即加入总线粒体染料进行染色（中间无需洗涤步骤）。
4. 按照第3步操作，将卵巢置于多聚-L-赖氨酸包被的玻璃底培养皿上，并根据相应的扫描参数（表1）准备共聚焦显微镜观察，执行步骤4.2–4.4。
   注意： 尝试将染色样本封片于封片剂中时，染料的信号无法持久保持。
5. 勾选Z轴层扫设置框以打开选项卡。在样本实时扫描过程中，转动焦距调节轮至样本底部，点击"设置起始点"以确定最底部的Z层面。随后将焦距轮向相反方向转动，以同样方式确定最顶部的Z层面。
6. 点击"开始实验"以开始图像采集。
7. 对选定区域（ROI）的荧光强度进行背景校正，分别获取背景信号和单个细胞的荧光值（如步骤4.7所述），并使用任意绘图软件对数据进行作图分析。

6. Drp1 缺失嵌合体的制备

注意： 此处使用的克隆策略会在绿色荧光蛋白（GFP）阳性、表型为野生型但基因型为 Drp1 空白突变杂合的遗传背景下，产生 GFP 阴性的 Drp1 空白克隆⁹。通过热激诱导的翻转酶-翻转酶识别靶位点（FLP-FRT）介导的特异性有丝分裂重组，可生成功能上为空白的 drpKG03815 等位基因的纯合克隆。Drosophila 中携带 Drp1 突变体的基因型为 drpKG03815 FRT40A/CYO，而携带热激诱导型 FLP（hsFLP）和 UbiGFP 克隆标记的基因型为 hsflp; ubiquitin nls-GFP（UbiGFP）FRT 40A/CyO。上述两种基因型杂交后所选子代的基因型为 hsFLP/+; drpKG03815FRT40A/UbiGFPFRT40A。

1. 同步 果蝇 每隔2至3天将果蝇转移至装有新鲜培养基的新离心管中以收集处女蝇。每天观察化蛹的离心管，以便收集新羽化的处女雌蝇。
2. 每天早晚各一次，收集 Drp1 突变型中红眼、卷翅的处女雌蝇，放入单独的培养瓶中。同时，收集雄蝇 黑腹果蝇 具有深红色眼睛和直翅，携带 hsflp 和 UbiGFP，羽化后5天内。
3. 以2:1的雌雄比例将雄性个体与处女雌性个体配对进行杂交。
4. 撒入少量颗粒状酵母以促进产卵。
   注意： 小心移动 果蝇 每2至3天将果蝇转移至装有新鲜培养基的新管中，以增加子代数量并减少管内拥挤。
5. 麻醉、筛选并收集羽化后5天内的直翅红眼雌性子代。
6. 对于热激处理，将收集的 果蝇 转移到含有少量颗粒状酵母和一小片柔软擦拭纸（用于在热激过程中吸收水分）的空离心管中。将该离心管与 黑腹果蝇 在38℃水浴中 ºC下孵育1小时，以主要生成卵泡细胞克隆，并在37 º每天两次，每次37°C热激1小时（两次热激间隔至少5小时），连续两天，以诱导生殖系和滤泡细胞克隆的产生。
   注意： 确保小瓶完全浸入水中，直至瓶塞处。
7. 热激可能会使 果蝇 不活动。让热激后的 果蝇 在室温下恢复1小时，直至重新恢复活动能力。
8. 将雄性以与杂交时相同的比例重新加入雌性中，并转移至装有撒上少量颗粒状酵母的培养基的新试管中。维持培养 果蝇 至少 5 天。
9. 根据活体或固定实验的需要解剖卵巢。
   注意： 从亲本分离的卵巢 果蝇 表达UbiGFP的样本应作为阴性对照，以确认热激能够有效诱导产生GFP阴性克隆。

7. Cyclin E 与线粒体的共免疫染色

注意： 为了检测黑腹果蝇（Drosophila）Cyclin E（dCyclinE），我们使用了一种 commercially obtained（商业获取的）抗体，该抗体特异性针对 dCyclinE⁹（参见材料表）。作为线粒体标记物，我们使用了针对 ATP-B（线粒体 ATP 合酶复合物的一个亚基）的抗体⁹。

1. 将4%多聚甲醛（PFA）升温至室温（25 °C）。注意！ 多聚甲醛具有毒性。
   注意： 打开安瓿瓶后，PFA应于4 °C保存，并在7天内使用完毕。因为PFA储存过程中可能发生氧化生成甲醇，即使痕量存在也会在固定过程中显著改变线粒体膜结构。
2. 解剖后立即用200 µL新鲜PFA将解剖所得卵巢固定于玻璃解剖皿的孔中（此时无需分离组织）。将解剖皿置于通风橱中静置15分钟。用镊子小心地将固定后的卵巢依次转移至3个盛有200 µL 1×磷酸盐缓冲液（PBS）的孔中进行清洗。
   注意： 实验可在此步骤暂停，样品可在4 °C保存1天。
3. 在PBS中进一步仔细分离卵巢组织（操作方式类似于步骤2.6），以小心去除可能阻碍抗体接触抗原的保护性纤维外鞘。
4. 将分离后的卵巢置于含500 µL新鲜配制的0.5% PBS-Triton-X100（PBS-TX）的微量离心管中，于25 rpm振荡条件下孵育30分钟，以进行透化处理。
   注意： 振荡过程中应将离心管平行于振荡方向放置；若垂直放置，可能导致组织黏附于管盖，从而造成组织丢失。
5. 为去除PBS-TX，将微量离心管置于管架上，使组织自然沉降至管底。肉眼观察，必要时轻弹管壁，使漂浮的组织沉降至底部。从上方向外小心吸除液体，确保管底组织不受扰动。
6. 加入200 µL含2%牛血清白蛋白（BSA）的0.5% PBS-TX封闭液，于室温在摇床上孵育1小时。随后按照步骤7.5的方法去除封闭液。
7. 在200 µL新鲜封闭液中加入一抗：抗兔dCyclinE抗体（1:100）和抗鼠ATP-B抗体（1:100）。将组织于室温在摇床上孵育2小时。
8. 按照步骤7.5的方法，用PBS-TX清洗卵巢3次，每次15分钟。
9. 在200 µL新鲜PBS-TX中加入适当的二抗：抗鼠-CY3（1:1,000）和抗兔-CY5（1:500）。于室温在摇床上孵育1小时。
10. 按照步骤7.5的方法，用PBS-TX清洗卵巢3次，每次15分钟。
11. 为进行DNA染色，将Hoechst（1:1,000稀释）加入最后一次PBS-TX清洗液中。
12. 最后，将组织置于500 µL 1× PBS中保存。
13. 使用1 mL移液器将免疫染色后的卵巢从微量离心管转移至玻璃解剖皿的新孔中，孔内预先加入200 µL PBS。
14. 在载玻片上滴加一滴甘油基封片剂，然后将免疫染色的卵巢逐个加入封片剂中。
    注意： 确保卵巢确实被转移至封片剂中，否则将导致组织丢失。
15. 在解剖显微镜下，用解剖针轻轻从不透明的成熟卵室中分离出透明的卵管（较年轻阶段），同时用镊子夹住卵巢的不透明部分。将成熟卵室从封片剂中移除。
16. 将盖玻片（22 mm，No. 1）盖在载玻片上，轻轻按压，使封片剂在下方均匀铺展。
    注意： 按压盖玻片有助于组织在盖玻片下正确排列。若未充分按压，可能导致较小阶段的组织在封片剂中漂浮，影响显微观察效果。
17. 将样品在空气中干燥15分钟，然后用指甲油小心封固盖玻片边缘。
18. 根据实验需求进行共聚焦显微镜观察（表1）。

结果

所述方法可用于研究活体和固定果蝇（Drosophila）卵巢中的线粒体结构与功能（图2B）。以下提供了一些使用所述方法可预期获得的结果示例。

解剖 果蝇 卵巢：进一步解剖切断的腹部（图 3B）来自整体 黑腹果蝇 (图3A应释放腹腔内容物，包括每个个体的2个卵巢 果蝇完整的卵巢呈卵圆形、白色结构（图中箭头所示） 图3C 和 D）理想情况下应通过输卵管柄保持相互连接。每根卵巢中的卵巢管应由纤维鞘（放大图中的#）固定在一起。 图3C），通过仔细剥离去除（图中粗箭头所示 图 3D* 表示因过度分离导致滤泡附器脱落的受损卵巢）以暴露滤泡用于染色...

讨论

方案中的关键步骤

光漂白：为实现高效的共聚焦显微镜成像，必须严格防止荧光样品发生过度光漂白。因此，应尽量缩短通过目镜定位样品或通过实时扫描模式设置图像采集参数的时间，以最大限度减少光漂白的发生。

组织损伤：由于线粒体被认为是细胞健康的感应器，因此确保使用所述方法获得的数据具有生理相关性至关重要，这些数据不应反映因解剖Drosophila卵巢操作不当所造成的损伤。解剖过程应尽可能迅速，同时必须极度谨慎以最大限度减少组织损伤。在我们操作下，解剖并分离5个Drosophila卵巢的平均时间为5至7分钟。必须努力识别出显示组织损伤的卵室，并将其排除在分析之外。解剖引起的组织损伤可能包括异常的间隙（*见图9A，表现为信号缺失）、切口或撕裂（*见图9B，表现为信号缺失）或卵室的形变（*见图9C）。然而，由实验操作引起的任何显著卵室形变都应仔细评估。尽管在本...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
Grace's 培养基（昆虫解剖培养基）	Fisher Scientific	30611031-2
41 甲醛水溶液	Electronic Microscopy Sciences	50-259-99
Mitotracker Green（线粒体总体染色剂）	Life Technologies	m7514	重悬并分装
四甲基罗丹明乙酯高氯酸盐	Sigma Aldrich	87917-25MG	重悬并分装
MitoSox（Mito-Ros 染色剂）	Life Technologies	m36008	重悬并分装
多聚赖氨酸	MP Biomedicals	ICN15017625
果蝇培养管	Fisher Scientific	AS-515
果蝇锥形管	Fisher Scientific	AS-355
果蝇培养管塞	Fisher Scientific	AS273
果蝇锥形管塞	Fisher Scientific	AS 277
Jazzmix 果蝇饲料（Drosophila 饲料）	Fisher Scientific	AS153
牛血清白蛋白	Sigma Aldrich	A9647-50G
Cyclin E 抗体（d-300）	Santa Cruz	sc- 33748
ATPB 抗体 [3D5] - 线粒体标记物	AbCam	ab14730
Cy3 AffiniPure 山羊抗小鼠 IgG（H+L）	Jackson ImmunoResearch	115-165-146
Cy5 AffiniPure 山羊抗兔 IgG（H+L）	Jackson ImmunoResearch	111-175-144
Hoechst	Fisher Scientific	H3570
VectaShield	Fisher Scientific	H100
Azer Scientific EverMark Select 显微镜载玻片	Fisher Scientific	22-026-252
显微镜盖玻片	Fisher Scientific	12-542-B
Mat Tek Corp 玻璃底细胞培养皿	Fisher Scientific	P35G-0-14-C
活性干酵母	Fisher Scientific	ICN10140001
共聚焦显微镜	Carl Zeiss	LSM 700
Dumont #5 镊子	Fine Science Technologies	11251-20
Moria 镍镀针夹	Fine Science Technologies	26016-12
微型细针	Fine Science Technologies	26002-15
MYFP（w[*]; P{w[+mC]=sqh-EYFP-Mito}3）	Bloomington Stock Center	7194
果蝇操作垫	Fly stuff	59-118
吹管	Fly stuff	54-104
吹管针头	Flystuff	54-119
解剖显微镜	Carl Zeiss	Stemi 2000
分析软件	Carl Zeiss	Zen
分析软件	开源	Image J
研究用宏变焦显微镜	Olympus	MVX10
QICAM Fast 1394 冷却型数字相机，12 位，单色	QImaging	QIC-F-M-12-C
QCapture Pro 5.1	QImaging