神经肌肉接头（NMJ）的功能评估可提供有关肌肉与神经之间通信的关键信息。本文介绍了一种利用两种不同的肌肉-神经标本——即比目鱼肌-坐骨神经和膈肌-膈神经——全面评估NMJ及肌肉功能的实验方案。
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本文内容
摘要
摘要
在研究运动神经元与肌肉之间通信功能受损的疾病（如衰老和肌萎缩侧索硬化症，ALS）时，神经肌肉接头（NMJ）的功能起着关键作用。本文介绍了一种实验方案，可通过结合两种类型的电刺激——直接肌肉膜刺激和通过神经的刺激——来评估NMJ功能。比较肌肉对这两种不同刺激的反应，有助于在功能层面上明确NMJ中可能导致肌肉功能下降的潜在改变。
E离体 制备样品适用于严格控制的研究。本文介绍了一种用于腓肠肌-坐骨神经制备和膈肌-膈神经制备的强化方案，以测量肌肉及神经肌肉接头（NMJ）功能的多个参数。该方案持续约60分钟，通过定制装置不间断地进行。 用于测量肌肉收缩动力学特性、肌肉与神经刺激下的力-频率关系，以及神经肌肉接头（NMJ）功能特异性的两个参数，即神经传递衰竭和串内疲劳的软件。该方法学被用于通过 SOD1 检测腓肠肌和膈肌肌肉-神经标本的损伤情况G93A 转基因小鼠，一种ALS的实验模型，该模型普遍过表达突变的抗氧化酶超氧化物歧化酶1（SOD1）。
引言
神经肌肉接头（NMJ）是由肌纤维的运动终板与运动神经元轴突末梢连接形成的化学突触。研究表明，当肌肉与神经之间的通信受损时（如在衰老或肌萎缩侧索硬化症（ALS）中），NMJ发挥着关键作用。由于肌肉与神经之间存在双向通信1,2，能够将NMJ功能障碍与肌肉本身缺陷区分开来单独测量，可能有助于深入理解二者之间的病理生理相互作用。事实上，这种功能评估有助于判断形态学或生物化学的改变是否导致了神经传递信号功能的下降。
通过比较神经刺激引发的肌肉收缩反应与直接刺激同一肌肉膜所引发的收缩反应，已被提出作为神经肌肉接头（NMJ）功能的间接测量方法。事实上，由于膜刺激绕过了神经递质传递信号，因此两种收缩反应之间的任何差异均可归因于神经肌肉接头的变化。该方法已在大鼠中被广泛采用3,4,5,6,7，并同样用于获取小鼠模型的相关信息8,9,10,11,12。
在此，我们详细描述了一种切除并检测两种肌肉-神经标本的实验方法，即比目鱼肌-坐骨神经标本和膈肌-膈神经标本。使用定制的 软件，我们设计了一种连续测试方案，该方案结合了多个参数的测量，用以表征神经肌肉接头（NMJ）和肌肉功能，从而能够将NMJ损伤与肌肉损伤分别进行综合评估。具体而言，该方案测量了肌肉单收缩力、肌肉动力学参数、直接刺激与神经刺激下的力-频率曲线以及神经传递衰竭情况13 对于单次放电频率和强直性频率，以及阵内疲劳7.
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方案
所有动物实验均经罗马第一大学组织学与医学胚胎学系伦理委员会批准，并依照现行的意大利动物保护法进行。
1. 实验设置
- 设置由1个执行器/换能器、2个刺激器和1个组成的实验系统 体外 肌肉装置，1个组织浴槽，1个吸电极，1台数字示波器，1台体视显微镜，1个冷光源照明器，1块数据采集板，1个连接块和1台个人计算机。
注意：此处的控制软件采用 LabView 编程，旨在确保刺激的高度灵活性、准确性和可重复性。对于每次刺激，用户可选择脉冲宽度、频率和持续时间，并决定刺激施加于膜上或通过神经传递。用户还可选择每次刺激前的休息时长。
2. 腘绳肌和膈肌神经肌肉接头收缩特性的评估
- 系统预热
- 配制 Krebs Ringer 缓冲液14 将其放入固定装置的浴槽和组织预处理浴槽中。在组织预处理浴槽中放置一个已加入4 ml硅油的60 mm培养皿。
- 打开循环水浴锅并将温度设定为 30 °C 用于比目鱼肌以及 27 °C 膈肌。
- 允许 95% O2 - 5% CO₂2 使混合物流入两个浴槽中。
- 打开驱动器/换能器以及两个脉冲刺激器，将膜刺激的电流值设为 300 mA，神经刺激的电流值设为 5 mA。
注意：当在溶液中加入D-筒箭毒碱时，已有研究表明300 mA的电流值不会在神经分支上引发任何显著的收缩反应155 mA 的电流值对应于通过神经刺激肌肉所需的电流大小，同时避免与通过溶液诱导的膜刺激产生重叠。由于吸吮电极与肌肉之间的距离取决于神经长度，因此必须在每次实验前仔细调整该电流值，如下所述。
- 腓肠肌与膈肌解剖
- 通过颈椎脱位处死小鼠以最大限度减少其痛苦，并立即按如下步骤剥离肌肉用于检测。
- 腓肠肌-坐骨神经标本制备、解剖与装置搭建
- 用70%乙醇喷洒小鼠腿部，去除覆盖腿部的皮肤。用剪刀在腿部上端做一切口，然后用力拉下皮肤。分离跟腱与胫骨，再用剪刀剪断跟腱。
- 用镊子紧紧夹住肌腱，轻柔地将腓肠肌与比目鱼肌一同拉起。当比目鱼肌的近端肌腱暴露后，继续握住跟腱，用剪刀将整个小腿部分剪下。立即将组织样本放入预备好的组织浴槽中。
- 将预备浴置于体视显微镜下，使用直径为0.20 mm的不锈钢针将小牛固定在硅胶培养皿中。用镊子夹住比目鱼肌的近端肌腱，轻轻牵拉以暴露坐骨神经支配区域。
- 一旦神经支配暴露后（图1），小心去除周围组织，暴露约5 mm的神经。用精细剪刀剪断神经。用镊子紧紧夹住比目鱼肌近端肌腱的同时，再次牵拉，并用剪刀切断跟腱以切除该肌肉。
- 将尼龙丝穿过驱动器/换能器杠杆臂上的孔，在尼龙丝末端打一个结形成环套，钩住跟腱，然后将尼龙丝向后拉，直至肌肉到达固定装置的浴槽位置。将肌肉近端肌腱固定在固定夹中，并将尼龙丝绑在杠杆臂上。让肌肉在溶液中平衡。
- 确定初始最优长度（L0).
- 首先，将肌肉拉伸至预负荷10 mN（该数值可确保获得最大单收缩张力（基于经验））。随后，轻柔地进一步拉伸肌肉以调整预负荷，并用一系列单脉冲刺激肌肉。当测得最大单收缩张力时，即达到最适长度。
- 膈肌-膈神经标本制备、解剖与装置搭建
- 用70%乙醇喷洒小鼠皮肤。用剪刀在胸骨处做切口，然后用力拉扯皮肤，去除覆盖膈肌的皮肤。
- 用剪刀在胸骨下方水平剪开腹部，然后用镊子轻轻取出肠道及其他器官。使用一把厚剪刀剪断脊柱。
- 在胸骨上方约1 cm处切断肋骨，并进行水平切割。用镊子轻轻移除外侧器官，切断脊柱，以获得包含膈肌的环形肋骨组织。
- 用 Krebs Ringer 缓冲液在培养皿中清洗组织样本，然后将其转移至预备组织浴槽内的硅胶培养皿中，上侧朝上，胸骨朝前放置。
- 使用体视显微镜，小心移除肺脏及其他残留器官；右侧可见膈神经（图 2A).
- 修剪肋骨，使膈肌周围保留约 2 mm 的环状结构。
- 使用镊子将一根直径为0.20 mm的不锈钢针固定在膈肌中心腱上对应膈神经支配的位置，另一根针固定在同轴的肋骨上，以确定目标膈肌条。
- 在中心腱上固定另外两个针，在所选条带两侧的肋骨上再各固定两个针，以展开膈肌。如有必要，使用镊子清除膈神经周围的结缔组织。
- 使用弯刀在神经支配区域两侧切割膈肌，以识别肌腱-肌肉-肋骨条带，如图所示 图2B.
- 将尼龙丝穿过驱动器/换能器杠杆臂上的孔。在尼龙丝末端打一个圈套，套住肌腱后将尼龙丝向后拉动，直至肌肉到达安装装置的浴槽中。
- 将肋骨夹在固定夹具中，并用尼龙线绑住杠杆臂。
- 让肌肉在溶液中平衡，并测定初始最适长度（L0）。
- 将肌肉拉伸至5 mN的预负荷。轻轻拉伸肌肉以调整预负荷，并用一系列单脉冲刺激肌肉。当测得最大单收缩力时，即达到最佳长度。
图 1 - 比目鱼肌-坐骨神经标本制备。功能测试手术过程中暴露比目鱼肌-坐骨神经。使用一对镊子暴露坐骨神经。 请点击此处查看该图的放大版本。
图 2 - 膈肌-膈神经标本制备。图片显示了膈肌-膈神经标本切除过程中的一个阶段（A），以及用于功能测试的组织条（B）。请点击此处查看该图的放大版本。
- 分别测量神经肌肉接头特性与肌肉收缩力
- 设定通过神经刺激的最佳电流强度，并验证通过吸电极传递的电流脉冲不会因电流在浴液中的扩散而引发肌肉收缩。
- 将吸电极靠近肌肉并吸入神经。在逐渐增加电流强度（从 5 mA 开始）的同时，使用一系列单脉冲刺激肌肉。当抽搐力达到最大时，确定最佳电流值。
- 将神经推出电极，并施加数个单脉冲。确保肌肉不会因溶液介导的膜刺激重叠而发生收缩。再次将神经吸入电极内。
- 启动程序并选择输入文件以运行所需的测试方案。
注：输入文件包含运行整个方案所需的所有刺激参数。尽管两种肌肉使用相同的方案结构，但刺激参数根据所针对的是比目鱼肌还是膈肌而有所不同。- 比目鱼肌-坐骨神经刺激（见表 1）
- 所有电刺激使用以下脉冲宽度：坐骨神经刺激为 1.4 ms，直接比目鱼肌刺激为 0.1 ms。完整方案持续约 65 分钟。
- 膈肌-膈神经刺激（见表 2）
- 所有电刺激使用以下脉冲宽度：膈神经刺激为 1.8 ms，直接膈肌刺激为 0.2 ms。完整方案持续约 55 分钟。
- 实验方案结束后，分别使用精度为 0.05 mm 的模拟游标卡尺和精度为 0.1 mg 的精密天平测量肌肉长度和湿重。
- 通过将肌肉质量除以最佳肌纤维长度（Lf）与哺乳动物骨骼肌密度（1.06 mg/mm3）的乘积，计算横截面积（CSA）16。
注：Lf 通过 L0 乘以肌纤维长度/肌肉长度比值获得（比目鱼肌为 0.7116，膈肌为 117）。
- 通过将肌肉质量除以最佳肌纤维长度（Lf）与哺乳动物骨骼肌密度（1.06 mg/mm3）的乘积，计算横截面积（CSA）16。
- 比目鱼肌-坐骨神经刺激（见表 1）
- 设定通过神经刺激的最佳电流强度，并验证通过吸电极传递的电流脉冲不会因电流在浴液中的扩散而引发肌肉收缩。
| 实验类型 | 频率 | 持续时间 | 重复次数 | 肌肉或神经刺激 | 目的 |
| (Hz) | (s) | ||||
| 单收缩 | 单脉冲 | 1 | 肌肉 | 单收缩力及动力学 | |
| 休息 | 30 | ||||
| 单收缩 | 单脉冲 | 1 | 神经 | ||
| 休息 | 30 | ||||
| 单收缩 | 单脉冲 | 1 | 肌肉 | ||
| 休息 | 30 | ||||
| 单收缩 | 单脉冲 | 1 | 神经 | ||
| 休息 | 120 | ||||
| 不完全强直收缩 | 40 | 0.8 | 1 | 神经 | 神经与肌肉刺激的力-频率曲线 |
| 休息 | 180 | ||||
| 不完全强直收缩 | 60 | 0.8 | 1 | 肌肉 | |
| 休息 | 180 | ||||
| 完全强直收缩 | 80 | 0.8 | 1 | 神经 | |
| 休息 | 180 | ||||
| 不完全强直收缩 | 20 | 0.8 | 1 | 肌肉 | |
| 休息 | 180 | ||||
| 不完全强直收缩 | 60 | 0.8 | 1 | 神经 | |
| 休息 | 180 | ||||
| 完全强直收缩 | 80 | 0.8 | 1 | 肌肉 | |
| 休息 | 180 | ||||
| 不完全强直收缩 | 20 | 0.8 | 1 | 神经 | |
| 休息 | 180 | ||||
| 不完全强直收缩 | 40 | 0.8 | 1 | 肌肉 | |
| 休息 | 300 | ||||
| 疲劳范式 | 35 | 0.8 | 1次肌肉刺激后接14次神经刺激，每次间隔休息1.2 s，重复20次 | 神经传递衰竭（NF） | |
| 休息 | 900 | ||||
| 疲劳范式 | 80 | 0.8 | 1次肌肉刺激后接14次神经刺激，每次间隔休息1.2 s，重复20次 | 神经传递衰竭（NF）和峰内疲劳（IF） | |
表1 - 比目鱼肌-坐骨神经刺激方案。 该表格列出了构成比目鱼肌-坐骨神经标本测试完整方案的各测试步骤顺序。
| 实验类型 | 频率 | 持续时间 | 重复次数 | 肌肉或神经刺激 | 目的 |
| (Hz) | (s) | ||||
| 单收缩 | 单次脉冲 | 1 | 肌肉 | 单收缩力及动力学 | |
| 休息 | 30 | ||||
| 单收缩 | 单次脉冲 | 1 | 神经 | ||
| 休息 | 30 | ||||
| 单收缩 | 单次脉冲 | 1 | 肌肉 | ||
| 休息 | 30 | ||||
| 单收缩 | 单次脉冲 | 1 | 神经 | ||
| 休息 | 120 | ||||
| 不完全强直收缩 | 60 | 0.5 | 1 | 神经 | 神经与肌肉刺激的力-频率曲线 |
| 休息 | 120 | ||||
| 完全强直收缩 | 100 | 0.5 | 1 | 肌肉 | |
| 休息 | 180 | ||||
| 不完全强直收缩 | 40 | 0.5 | 1 | 神经 | |
| 休息 | 120 | ||||
| 不完全强直收缩 | 20 | 0.5 | 1 | 肌肉 | |
| 休息 | 120 | ||||
| 不完全强直收缩 | 80 | 0.5 | 1 | 神经 | |
| 休息 | 150 | ||||
| 不完全强直收缩 | 80 | 0.5 | 1 | 肌肉 | |
| 休息 | 150 | ||||
| 不完全强直收缩 | 20 | 0.5 | 1 | 神经 | |
| 休息 | 120 | ||||
| 完全强直收缩 | 100 | 0.5 | 1 | 肌肉 | |
| 休息 | 150 | ||||
| 完全强直收缩 | 100 | 0.5 | 1 | 神经 | |
| 休息 | 180 | ||||
| 不完全强直收缩 | 60 | 0.5 | 1 | 肌肉 | |
| 休息 | 300 | ||||
| 疲劳范式 | 35 | 0.33 | 1次肌肉刺激后接14次神经刺激，每次间隔0.67 s，重复20次 | 神经传递衰竭（NF） | |
| 休息 | 900 | ||||
| 疲劳范式 | 80 | 0.33 | 1次肌肉刺激后接14次神经刺激，每次间隔0.67 s，重复20次 | 神经传递衰竭（NF）和峰内疲劳（IF） | |
表2 - 膈肌-膈神经刺激方案。 该表格列出了构成完整膈肌-膈神经制备测试方案的测试顺序。
3. 数据分析
注意：在实验方案结束时，按以下方式计算所有需要的参数。
- 从单脉冲刺激
- 计算抽搐力（mN；抽搐期间产生的最大主动张力）和比抽搐力（mN/mm）2）。通过将肌肉产生的最大力减去初始预负荷值来计算。将抽搐力除以肌肉的横截面积（CSA）来计算比抽搐力。
- 计算达到峰值张力的时间（TTP，ms），即从脉冲释放到出现抽搐力之间的时间。
- 将半衰期（1/2RT）（ms）计算为从颤搐力降至其50%所需的时间。
- 将收缩期力导数的最大值计算为 dF/dt（mN/ms）。
- 将舒张阶段力导数的最大值计算为 -dF/dt（mN/ms）。
- 从脉冲串刺激
- 计算未融合力（mN）和比未融合力（mN/mm）2）。通过从肌肉产生的最大力中减去初始预负荷值来计算。将非融合力除以肌肉的横截面积（CSA）来计算特异性非融合力。
注：未融合力是指在频率低于强直频率的脉冲串中产生的最大主动收缩力。 - 计算强直收缩力（mN）和比强直收缩力（mN/mm²）；最大收缩力是指在强直频率刺激下肌纤维串收刺激期间产生的最大主动收缩力。通过从肌肉产生的最大收缩力中减去初始预负荷值来计算强直收缩力。比强直收缩力等于强直收缩力除以肌肉的横截面积（CSA）。
- 计算力-频率曲线。将每次刺激所获得的力（或比力）值相对于刺激频率的递增进行作图。通常从单脉冲刺激开始，直至强直收缩频率结束。
- 计算未融合力（mN）和比未融合力（mN/mm）2）。通过从肌肉产生的最大力中减去初始预负荷值来计算。将非融合力除以肌肉的横截面积（CSA）来计算特异性非融合力。
- 从疲劳范式
- 按以下公式计算神经传递失败率（NF）：
其中，MF 为肌肉刺激后的力量下降，F 为神经刺激后的力量下降，均在肌肉刺激后的第一个脉冲串中测得。 - 将内爆疲乏（IF）计算为：
其中 Flp 是肌肉在最后一次刺激脉冲时产生的力，以及 Fm 是肌肉在相同脉冲串期间产生的最大力。关于神经刺激，在直接刺激结束后立即计算第一个脉冲串期间的串内疲劳。
- 按以下公式计算神经传递失败率（NF）：
4. 统计学分析
注意：统计分析模型的选择必须根据是在同一动物模型内还是比较两种不同动物模型中肌肉对神经和膜刺激的反应来决定18,19。
- 若仅比较肌肉对直接刺激与间接刺激的反应，使用 Student's t 检验分析 TTP、1/2RT、dF/dt 和 -dF/dt。若比较来自两种不同小鼠品系的肌肉标本，采用双因素方差分析（2-way ANOVA），以刺激类型和小鼠品系作为固定因子。当双因素方差分析结果显著时，使用多重比较检验以查找统计学差异。
- 对于力-频率曲线（若仅比较肌肉对直接与间接刺激的反应），采用双因素方差分析，以刺激类型和刺激频率作为固定因子。如需进一步分析，使用多重比较检验。
- 若比较来自两种不同小鼠品系的肌肉标本，采用三因素方差分析（3-way ANOVA），以刺激类型、刺激频率和小鼠品系作为固定因子。
- 当三因素方差分析显示动物品系和刺激类型存在显著效应时，使用双因素方差分析逐次识别两组之间的显著差异。例如，可评估两组间对膜刺激的肌肉反应差异，或同一组内对直接与间接刺激的肌肉反应差异。
- 若比较来自两种不同小鼠品系的肌肉标本，采用三因素方差分析（3-way ANOVA），以刺激类型、刺激频率和小鼠品系作为固定因子。
- 阵内疲劳（Intratetanic fatigue）
注：由于该实验方案设计为即使在对照组小鼠中也能通过神经刺激诱导疲劳，因此该参数仅可用于比较两种小鼠品系之间的差异；在单个组内进行统计分析将始终得出显著差异。- 为比较两组，采用三因素方差分析，以刺激类型、时间点和小鼠品系作为固定因子。当三因素方差分析显示动物品系和刺激类型具有显著效应时，采用双因素方差分析逐次识别两组间的显著差异，方法同力-频率曲线分析。
- 对于神经传导衰竭分析，采用双因素方差分析，以动物品系和时间作为固定因子。若结果显著，则使用多重比较检验查找统计学差异。
注：由于该参数对每种小鼠品系仅提供一个数值，因此可用于比较不同的小鼠模型。 - 对于肌肉重量、长度和横截面积（CSA），在比较不同动物模型的肌肉-神经标本时，使用 Student's t 检验分析差异。
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结果
本方案可提供关于多种神经肌肉疾病或衰老相关肌肉减少症中功能性去神经支配的信息。该方案可用于确定肌肉的改变是否由肌肉本身或神经肌肉传递过程中的选择性变化引起，以及（若存在）发生在哪个层面。下图所示数据来自我们课题组此前的一项研究18，研究对象为肌萎缩侧索硬化症（ALS）的SOD1G93A转基因小鼠模型，在疾病终末期进行检测20。SOD1G93A转基因小鼠全身性地过表达突变型抗氧化酶超氧化物歧化酶1（SOD1）。图3和图4分别展示了比目鱼肌-坐骨神经（左）和膈肌-膈神经（右）标本的dF/dt值和强直收缩力值。这些结果表明，本研究所提出的技术能够区分转基因肌肉中与神经肌肉接头（NMJ）相关的功能缺陷和仅与肌肉本身相关的功能缺陷。事实上，无论是dF/dt还是强直收缩力，SOD1G93A比目鱼肌在直接刺激时的收缩反应均低于对照组肌肉，而通过神经刺激时则进一步降低。相比之下，当膈肌条通过膜直接刺激时，这两项参数仅表现出轻微改...
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讨论
上述实验方案为检测和区分肌肉本身直接发生或神经肌肉接头水平间接发生的功能改变提供了一种理想方法。由于该技术基于对神经肌肉接头功能的间接测量，因此无法用于确定任何功能缺陷是否与形态学变化或生物化学变化相关。然而，该方法能够有效判断任何形态学或生物化学改变是否导致了神经传递信号功能的下降。在完成力学测量后，可将肌肉从浴槽中取出，吸干，固定于最佳长度，周围包埋于包埋剂中，并在融化的异戊烷中快速冷冻。肌肉样品可在 -80 °C 下保存，以备后续进行免疫组织化学和形态学分析等评估。
本文提出的实验技术基于一种测试方案，该方案首次结合了对表征神经肌肉接头（NMJ）和肌肉功能的多个参数的测量。三个关键要点确保了该技术能够获得可靠的结果。
首先，尽管骨骼肌切除现在是一种相对常见的技术，但在进行手术操作时必须格外小心，以确保神经与肌肉保持完整连接。因此，在尝试任何其他实验模型之前，应先在对照小鼠上检验操作者的技术水平。在对照小鼠中，肌肉对直接刺激和间接刺激的收缩反应应相同，从而为操作者的手术能力提供对照依据。
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披露
作者无任何利益冲突需要披露。
致谢
作者实验室的工作得到了罗马基金会和特莱顿基金会（资助编号：GGP14066）的支持。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 双模式杠杆系统 | Aurora Scientific Inc. | 300B | 驱动器/传感器 |
| 高功率双相刺激器 | Aurora Scientific Inc. | 701B | 脉冲刺激器（神经） |
| 高功率双相刺激器 | Aurora Scientific Inc. | 701C | 脉冲刺激器（肌肉） |
| 离体肌肉实验装置 | Aurora Scientific Inc. | 800A | |
| 组织预处理浴槽 | Radnoti | 158400 | |
| 单极吸引电极 | A-M Systems | 573000 | 配自制参考电极 |
| 示波器 | Tektronix | TDS2014 | |
| 体视显微镜 | Nikon | SMZ 800 | |
| 冷光源照明器 | Photonic Optics | PL 3000 | |
| 数据采集板 | National Instruments | NI PCIe-6353 | |
| 连接器模块 | National Instruments | NI 2110 | |
| 个人计算机 | AMD Phenom II x4 970 | 处理器 3.50 GHz，搭载 Windows 7 操作系统 | |
| LabView 2012 软件 | National Instruments | ||
| Krebs-Ringer 碳酸氢盐缓冲液 | Sigma-Aldrich | K4002 | 生理缓冲液 |
| 碳酸氢钠 | Sigma-Aldrich | S5761 | |
| 氯化钙 CaCl2 | Sigma-Aldrich | C4901 | 无水，粉末，≥97% |
| HEPES 缓冲液 | Sigma-Aldrich | H3375 | ≥99.5%（滴定法） |
| 培养皿 60 mm × 15 mm | Falcon | 353004 | 聚苯乙烯 |
| 硅胶 | Sylgard | 184 硅胶 | 弹性体套件 0.5 kg |
| 恒温器 | Dennerle | DigitalDuomat 1200 | |
| 泵 | Newa Mini | MN 606 | 用于水族箱 |
| 耐热温控电缆 | Lucky Reptile | 61403-1 | 50/60 Hz 50 W |
| 桶 | 任意 10 升 | 聚丙烯 | |
| O2 + 5%CO2 | siad | 混合气体 | |
| #5 镊子 | Fine Science Tools | 11252-20 | 2 件 |
| 弹簧剪刀 - 8 mm 刀片 | Fine Science Tools | 15024-10 | 神经切除 |
| 锐利剪刀 | Fine Science Tools | 14059-11 | 肌肉剥离 |
| 精细剪刀 | Wagner | 02.06.32 | 动物体表操作 |
| 学生型手术刀柄 #3 | Fine Science Tools | 91003-12 | |
| 手术刀片 #10 | Fine Science Tools | 10010-00 | |
| 手术刀片 #11 | Fine Science Tools | 10011-00 | |
| 尼龙丝 Ø0.16 mm | 任意 |
参考文献
- Dadon-Nachum, M., Melamed, E., Offen, D. The "dying-back" phenomenon of motor neurons in ALS. J Mol Neurosci. 43 (3), 470-477 (2011).
- Dobrowolny, G., et al. Skeletal Muscle Is a Primary Target of SOD1G93A-Mediated Toxicity. Cell Metab. 8 (5), 425-436 (2008).
- Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Neurotrophins improve neuromuscular transmission in the adult rat diaphragm. Muscle Nerve. 29 (3), 381-386 (2004).
- Prakash, Y. S., Miyata, H., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Inactivity-induced remodeling of neuromuscular junctions in rat diaphragmatic muscle. Muscle Nerve. 22 (3), 307-319 (1999).
- Sieck, D. C., Zhan, W. Z., Fang, Y. H., Ermilov, L. G., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Structure-activity relationships in rodent diaphragm muscle fibers vs. neuromuscular junctions. Respir Physiol Neurobiol. 180 (1), 88-96 (2012).
- Van Lunteren, E., Moyer, M. Effects of DAP on diaphragm force and fatigue, including fatigue due to neurotransmission failure. J Appl Physiol. 81 (5), 2214-2220 (1996).
- Van Lunteren, E., Moyer, M., Kaminski, H. J. Adverse effects of myasthenia gravis on rat phrenic diaphragm contractile performance. J Appl Physiol. 97 (3), 895-901 (2004).
- Lee, Y., Mikesh, M., Smith, I., Rimer, M., Thompson, W. Muscles in a mouse model of spinal muscular atrophy show profound defects in neuromuscular development even in the absence of failure in neuromuscular transmission or loss of motor neurons. Dev Biol. 356 (2), 432-444 (2011).
- Personius, K. E., Sawyer, R. P. Variability and failure of neurotransmission in the diaphragm of mdx mice. Neuromuscular Disord. 16 (3), 168-177 (2006).
- Röder, I. V., Petersen, Y., Choi, K. R., Witzemann, V., Hammer, J. A., Rudolf, R. Role of myosin Va in the plasticity of the vertebrate neuromuscular junction in vivo. PLoS ONE. 3 (12), e3871(2008).
- Chevessier, F., et al. A mouse model for congenital myasthenic syndrome due to MuSK mutations reveals defects in structure and function of neuromuscular junctions. Hum Mol Genet. 17 (22), 3577-3595 (2008).
- Farchi, N., Soreq, H., Hochner, B. Chronic acetylcholinesterase overexpression induces multilevelled aberrations in mouse neuromuscular physiology. J Physiol. 546 (1), 165-173 (2002).
- Kuei, J. H., Shadmehr, R., Sieck, G. C. Relative contribution of neurotransmission failure to diaphragm fatigue. J Appl Physiol (Bethesda, Md: 1985). 68 (1), 174-180 (1990).
- Del Prete, Z., Musarò, A., Rizzuto, E. Measuring mechanical properties, including isotonic fatigue, of fast and slow MLC/mIgf-1 transgenic skeletal muscle. Ann Biomed Eng. 36 (7), 1281-1290 (2008).
- Lynch, G. S., Hinkle, R. T., Chamberlain, J. S., Brooks, S. V., Faulkner, J. A. Force and power output of fast and slow skeletal muscles from mdx mice 6-28 months old. J Physiol. 535 (2), 591-600 (2001).
- Brooks, S. V., Faulkner, J. A. Contractile properties of skeletal muscles from young, adult and aged mice. J Physiol. 404, 71-82 (1988).
- Lynch, G. S., Hinkle, R. T., Faulkner, J. A. Force and power output of diaphragm muscle strips from mdx and control mice after clenbuterol treatment. Neuromuscul Disord. 11 (2), 192-196 (2001).
- Rizzuto, E., Pisu, S., Musar, A., Del Prete, Z. Measuring Neuromuscular Junction Functionality in the SOD1 G93A Animal Model of Amyotrophic Lateral Sclerosis. Ann Biomed Eng . 43, (2015).
- Soliani, L. Manuale di statistica per la ricerca e la professione statistica univariata e bivariata parametrica e non-parametrica per le discipline ambientali e biologiche. , (2004).
- Gurney, M. E., Pu, H., et al. Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation. Science (New York, N.Y). 264 (5166), 1772-1775 (1994).
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