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方法文章

DNA纳米管作为研究半柔性聚合物的多功能工具

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DOI：

10.3791/56056

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2017年10月25日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Fraunhofer Institute for Cell Therapy and Immunology, 2Institute of Experimental Physics I, Universität Leipzig

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

半柔性聚合物展现出独特的力学特性，这些特性在生命系统中被广泛应用。然而，由于聚合物刚性等性质难以测量，目前对生物聚合物的系统性研究仍然有限。本文描述了如何利用可编程的DNA纳米管克服这一限制，从而实现对丝状结构刚性影响的实验研究。

摘要

诸如细胞或生物聚合物网络等复杂的聚合物基软物质的力学特性，无法用柔性聚合物或刚性杆的经典理论框架来解释。其内部的纤维由于具有不可忽略的骨架刚度而保持伸展状态，这种刚度通过持久长度（lp）进行量化，但同时也会受到强烈的热涨落影响。有限的弯曲刚度导致了体相网络独特且非平凡的集体力学行为，使其能够在低体积分数下形成稳定的支架结构，同时具备较大的网孔尺寸。这一基本原理在自然界中广泛存在（例如，在细胞或组织中），可最小化高分子含量，从而促进扩散性或主动运输过程。由于其在生物学上的重要意义以及在生物相容性水凝胶中的潜在技术应用，半柔性聚合物已成为大量研究的对象。然而，以往的可理解性研究一直面临挑战，因其依赖于如肌动蛋白纤维等天然聚合物，而这些天然聚合物无法自由调节。尽管存在这些局限性，且由于缺乏可机械调控的合成型半柔性聚合物，肌动蛋白纤维仍被确立为通用的模型体系。一个主要限制在于，核心参数 lp 无法自由调节，因而难以研究其对宏观体相结构的影响。这一限制已通过使用结构可编程的DNA纳米管得以解决，实现了对纤维刚度的可控调节。这些纳米管通过基于“瓦片”（tile）的设计形成，其中一组部分互补的短链在特定周长的环状结构中杂交。这些环具有黏性末端，能够有效聚合成长达数微米的纤维，并表现出与天然生物聚合物相似的聚合动力学。由于其力学性能可编程，这些纳米管成为研究 lp 在单分子尺度和体相尺度上影响的多功能新型工具。与肌动蛋白纤维相比，它们可稳定保持数周而不发生明显降解，且操作相对简便。

引言

由于其独特的机械性能所赋予的复杂行为，半柔性聚合物是生命物质的基本组成单元。与柔性聚合物不同，半柔性聚合物因其不可忽略的骨架刚性而倾向于伸展构型，但仍受到强烈的热涨落影响。1因此，不能将纯粹的随机模型应用于它们的行为研究，就像完全柔韧或刚性聚合物的极端情况一样。所谓的蠕虫状链模型2,3,4 通过该方法可量化这种刚度 lp，即沿纤维的切线-切线相关性的衰减常数4。如果 lp 与轮廓长度相当（lc丝状物的聚合物被视为半柔性聚合物1类似于帐篷的支撑杆，它们在低体积分数下以网络或束状排列，能够稳定整个集体系统，从而产生异常的黏弹性特性5,6,7,8,9这些结构在大网孔尺寸下仍能提供高弹性10，保持机械完整性的同时促进扩散和主动运输过程。这一特性特别适用于细胞骨架或细胞外基质等生物系统，同时也广泛应用于食品工程领域1,11,12.

除了其对生命物质的重要性之外，全面研究这些结构的物理特性对于开发仿生材料或新型水凝胶至关重要。就半柔性聚合物而言，这意味着需要系统地确定由单根纤维的特性所决定的网络集体性质，例如 lp 以及描述性理论框架的建立。在早期研究中，细胞生物聚合物肌动蛋白被确立为半柔性聚合物的模型体系，至今仍被广泛视为金标准5,13,14,15,16,17然而，针对该体系的详尽研究较为有限，因为这些研究受限于该蛋白质固有的特性。多种理论方法致力于构建对单根纤维水平上非平凡力学行为的描述，并在关于线性弹性平台区剪切模量的标度依赖性方面得出了显著不同的预测结果。 G0 (即， 的 "弹性" 网络的）与浓度的关系（c）和 lp6,7,13,14,15,18,19,20,21,22,23尽管在基于肌动蛋白或其他模型系统的实验中浓度标度关系易于获取，并且理论预测已得到严格验证13,16,24,25，相对于的缩放关系 lp 一直难以通过实验手段进行研究。然而，这是一个主要的局限性，因为 lp 也是一个定义半柔性聚合物的独立变量。

这种由肌动蛋白或胶原蛋白等生物来源聚合物固定的lp所导致的核心自然限制，最近已通过基于瓦片结构的DNA纳米管得以解决，这类DNA管的力学性能具有可调性9,26,27,28。通过轻微改变纳米管的结构（例如，构成单元环的DNA链数目不同），可获得不同的lp值，这些值可通过荧光显微镜进行评估，评估方法包括分析单根波动的纳米管，或分析多根贴附纳米管的弯曲构型，具体方法如前所述9,28。这些分析表明，不同纳米管群体的lp值差异超过一个数量级，且不同评估方法所得结果具有一致性9,28。

令人意外的是，线性弹性平台区剪切模量 G0 随浓度和 lp 的整体标度关系被报道与此前所有理论方法均不一致9，尤其表现出比预测更强的对 lp 的依赖性。这些发现凸显了建立新型模型体系以研究半柔性聚合物核心特性的价值。采用 n-螺旋 DNA 管可极大地拓展此类研究的范围。不仅可以在不改变基本材料的前提下自由调节 lp，而且 DNA 固有的可编程性还能实现对其他要素（如交联结构或动力学开关过程）的系统性研究。此外，这些管状结构在水中可溶，且与大多数蛋白质不同，在适当的 pH 和离子条件下可稳定存在数周而无明显降解9。

组装这些纳米管时，使用一组特定的DNA寡核苷酸，每条寡核苷酸包含两个结构域，其碱基序列分别与相邻两条链互补（由于特定序列设计，单条链无法形成发夹等结构）。这些互补序列以循环方式杂交，形成由n个相互连接的双螺旋片段构成的封闭、半重叠环状结构（图1A 和B）。这些环具有确定的直径（图1C），其半重叠构型暴露出轴向的黏性末端，可与另一环上的黏性末端互补。通过选择性地加入匹配的寡核苷酸，触发环之间的堆叠，从而实现长度为n的丝状DNA螺旋纳米管（nHT）的有效聚合。其轮廓长度通常可达数微米，长度分布与肌动蛋白丝相似9,26,27,28。已有研究表明，类似的DNA纳米管确实表现出与肌动蛋白丝和微管相似的聚合动力学特征29。根据构成基本环结构的DNA链数目n的不同，nHT的结构、周长和直径均可被精确调控。增加DNA链的数量会增大环/管的周长，相应的结构变化使其力学性能向更高的lp值转变（图1C），即刚性增强。在介观尺度上，这些更高的lp值由于刚度增加，表现为更少弯曲的构象（图1D 和E）。

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方案

1. 制备 n HTs

注意：此处 n 表示参与形成特定尺寸螺旋管的不同单链DNA的数量。当 n=8 时，由八种不同的单链DNA组成一个单元环。

  1. 从合适的DNA合成服务提供商处购买DNA序列（HPLC纯度等级或更高），或自行进行高质量的合成与纯化（示例序列见于 表1).
  2. 将冻干的寡核苷酸溶于纯化水中，并按照公司提供的相应说明书进行后续重悬步骤。调节加水量，使终浓度为 200 µM。
  3. 测定单链DNA的浓度，以验证供应商提供的数值例如， 通过在260 nm处进行紫外-可见光谱分析（UV-Vis spectroscopy）测定浓度，因为精确的化学计量比对于组装过程至关重要。根据每条单链DNA寡核苷酸的特定摩尔质量及其消光系数，计算寡核苷酸的浓度。
    注意：不同序列的消光系数值 inherently 存在差异，具体数值可参见商业购买的 DNA 产品说明文件。也可通过多种免费的在线工具，依据最近邻模型（nearest-neighbor model）进行计算。为符合分光光度计的线性检测范围，建议对用于浓度测定的样品进行稀释。
  4. 使用微量移液器将浓度相同的DNA链在适用于PCR仪的容器中混合例如， 一个200 µL的PCR管）以形成所需的 nHTs（最终缓冲液条件：1xTE（10 mM Tris 和 1 mM EDTA，pH 8）以及 12.5 mM MgCl₂）2).
    注意：最终DNA nHT 样本包含 n- 1 条链，U1− Un−1，以及一个Tn 链。每条链的浓度可根据用户需求从亚微摩尔级到超过10 µM不等，例如， <1 µm 每条链，用于后续稀释以观察单根丝状结构，或使用更高浓度以检测致密网络的力学特性。
  5. 杂交 nHTs 在热循环仪中进行（90 °C 下变性 10 分钟，随后迅速降至 65 °C；从 65 °C 缓慢降温至 55 °C，以每步 -0.5 K 共 20 步，每步退火 30 分钟，实现互补碱基配对；最后从 55 °C 快速降至 20 °C）；参见 图2A.
    注意：从65 °C开始的缓慢降温步骤可适当延长，以增加微管的平均长度；然而，随后快速降温至20 °C对于防止聚合微管发生聚集至关重要。
  6. 储存杂交后的 n在4 °C下可保存长达3周而无明显降解。
    注意：对于荧光显微镜，标记的 nHTs 通过（部分）用修饰的 U1-Cy3 取代 U1 进行杂交（表1对于更长的观察时间，建议添加已知的抗淬灭剂。
  7. 小心地将样品稀释至所需的最终浓度（例如， 4 µM（用于网络结构）或20 nM（用于单丝观察），必要时使用样品缓冲液配制。为尽量减少潜在误差来源，应将样品配制成所需的最终浓度后进行组装。

2. 剪切流变学

  1. 选择适合的几何构型（平板-平板或锥板）用于动态剪切流变仪。对于小体积样品（即， 体积小于200 µL时，使用锥板几何结构。
  2. 将样品加载到动态剪切流变仪上。
  3. 采用以下步骤对样品和环境的气-液界面进行钝化，以防止潜在的蒸发效应。
    1. 用2.5 mL样品缓冲液浴包围样品。
    2. 在临界胶束浓度以下加入表面活性剂。
    3. 使用 Hamilton 注射器用脂质包围样品，以避免样品与空气直接接触。
  4. 用装有湿润海绵的盖子密封样品室，并在条件允许时，额外放置一个水浴（不与样品接触）以进一步抑制蒸发。
  5. 使用流变仪配套软件在室温下开始测量；或者，在不同温度下进行测量，例如37 °C（若需要生理条件）。
    注意：冷却样品时，周围空气中的水蒸气常会发生冷凝，而加热则会加剧蒸发。这两种效应都可能不可控地改变样品的浓度，因此同一系列测量应在恒定温度下进行。
  6. 让样品在室温下平衡2 h。可通过时间扫描监测其时间演变过程（每分钟采集一个数据点；应变） γ = 5%；频率 f = 1 Hz
  7. 使用所需的测试方案测量机械性能。首先进行一系列频率扫描（f-扫描）因为它们能够保持样品完整，并允许进行更多测量。
    注意：此外，短 f- 在进行较长时间的测量（如长时间测量）前后应执行-sweeps操作 f- 以更高分辨率进行扫描，以验证样品在整个完整测量过程中保持不变。
    1. 执行一个短暂的 f-扫描（例如， γ = 5% f 0.01 Hz 至 30 Hz；每十倍频程5个数据点。
    2. 执行长时间操作 f-扫描（例如， γ = 5% f 0.001 Hz 至 30 Hz；每十倍频程21个数据点）；若无需可省略低频区域以缩短测量时间。
    3. 执行一个短暂的 f-扫描
    4. 进行 γ 扫描（例如，f = 1 Hz； γ = 0.0125% 至 100%；每数量级 20 个数据点。
      注意：使用短的 f-首先进行扫描，因为它通常与之前的不一致 f-扫描，因为网络通常在γ扫描期间破裂或从平板上脱落。或者，使用γ斜坡（例如， = 0.025 s-1, t = 60 s）；然而，斜坡过程通常需要更改电机模式，因此后续的短暂 f-扫描结果将被篡改。
  8. 使用高斯核对原始数据进行分箱和/或平滑处理。

3. 荧光辅助的DNA退火分析

  1. 为每个样本准备8份12 µL的等分试样，每条链使用1–4 µM DNA，12.5 mM MgCl₂2 在1x TE缓冲液中，并加入来自10,000x DMSO储备液的1x核酸凝胶染料。设置不含DNA的阴性对照，但需包含核酸凝胶染料。
  2. 将等分试样转移至实时荧光定量PCR板中，并用粘性封板膜密封（例如， 96孔反应板
    注意：热退火程序中使用的高温会导致样品蒸发。因此，务必使用封口膜将孔板密封严密，以防止水分蒸发和浓度升高，尤其是在长期实验中。
  3. 将培养板在室温下以100 × g离心1分钟，以去除气泡；若气泡膨胀，则无法对孔进行分析。
  4. 将密封好的反应板放入实时定量PCR系统中。
  5. 运行退火程序。在 90 °C 下变性 DNA 10 分钟。迅速将温度降至 72 °C。然后每 30 分钟缓慢降低温度 0.5 °C。信号衰减后，加快升温速率。
    注意：72 °C 远高于实际杂交温度，因此信号可在较宽的温度范围内被记录，适用于确定所需的温度范围。
  6. 确保循环仪的盖子加热至至少100 °C，以防止蒸发的样品在粘性膜上冷凝。
  7. 组装过程中，使用氩离子激光器在488 nm处激发样品，并在采用核酸凝胶染料（或光谱相似染料）时于550 nm处检测荧光信号。对于其他染料，应选择合适的激发/发射波长组合。尽可能频繁地利用内置相机测量荧光信号，以提高整体信号质量。
    注意：此处每隔 9 s 进行一次测量。
  8. 如果使用预设的熔解和退火程序，请使用提供的软件分析数据。如果没有使用预设程序，则通过从每个温度梯度的平均值中减去前一温度梯度的平均值，计算荧光信号的相对变化。

4. 原子力显微镜成像

  1. 使用市售胶带粘附云母（例如，云母 "V1"）并撕下，以剥离云母表面；应去除云母最上层。
  2. 用微量移液器将预先形成的 nHT 加入含 Mg2+ 的折叠缓冲液中，并滴加到新鲜剥离的云母表面，静置 10 分钟使其吸附。
  3. 将样品在小型台式离心机上以 2,000 × g 离心，每次 3 秒，短时多次，以去除残留液体。多个 nHT 应仍附着在云母表面。
  4. 使用高刚度的悬臂探针（例如，54 Nm−1），并通过原子力显微镜（AFM）内置软件测定其共振频率。
  5. 在空气中以轻敲模式、低扫描速率（例如，1 条/秒）用原子力显微镜记录高度轮廓，以避免损伤或移动 nHT。

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结果

通过温度梯度组装DNA纳米管（图2）是一种非常可靠的制备此类人工半柔性聚合物的方法。这些聚合物具有与天然存在的类似物（如肌动蛋白丝）相当的特性，但由于其力学性能可被可控调节，因而提供了更广泛的实验研究框架9,27。与生物大分子类似，它们可被构建成网络结构（图3），并特别适用于研究丝状物刚度对整体结构和性质的影响。如图4所示，这些网络在应变高达10%时表现出线性应变区域，其特性与肌动蛋白丝网络的特性非常相似。在此区域内，可方便地应用线性剪切流变学方法，例如，在不同频率下测定DNA纳米管网络的弹性与黏性响应9。这些测试表明，这些网络主要表现为弹性行为（图5）。与蛋白质的测量不同...

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讨论

为了获得结构良好的网络，组装DNA纳米管是一个关键步骤。合成过程中的错误会对纳米管的质量产生负面影响；因此，建议使用高效液相色谱（HPLC）或更严格的纯化方法来纯化寡核苷酸。由于离散而非聚集的DNA纳米管的形成及其长度分布依赖于该组中n种组成寡核苷酸的等摩尔化学计量比，因此有必要重新测定所购入DNA链的浓度，因为供应商提供的数值可能与实际浓度存在显著差异。这可以通过在260 nm波长下进行紫外-可见光谱（UV-Vis）分析来实现。需要指出的是，不同序列的分子量和消光系数各不相同；因此，应针对每种DNA寡核苷酸分别确定将吸光度转换为浓度所用的参数。当使用适用于小样品体积的设备（如NanoDrop）时，每次测量应重复多次并取平均值。操作时应确保在分光光度计的线性检测范围内进行。如有必要，可对用于浓度测定的样品部分进行稀释。微小的浓度偏差可能对正确的化学计量比及纳米管的形成质量产生显著影响；因此，单链的移液操作必须尽可能精确。随后，在将样品放入热循环仪之前，应通过缓慢地反复吹打使最终样品溶液充分混匀。如果DNA链已标记荧光染料用于可视化观察，则所有操作均应在避光环境中进行，并建议后续添加已知的抗漂白剂（即，...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

我们感谢德国研究基金会（DFG (1116/17-1)）和莱比锡自然科学研究生院"BuildMoNa"（GSC 185）提供的经费支持。本工作还得到了弗劳恩霍夫吸引计划项目（601 683）的资助。T. H. 感谢欧洲社会基金（ESF-100077106）提供的经费支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
AFM 悬臂 ACTAAppNano
AFM - NanoWizard 3JPK Instruments
CCD 相机AndoriXon DV887
DMSOSigma-AldrichD2650
DNA 寡核苷酸Biomers.net序列见表1
Cy3 标记的 DNA 寡核苷酸Biomers.net序列见表1
EDTASigma-AldrichE-9884
落射荧光显微镜LeicaDM-IRB
MgCl2Sigma-AldrichM-8266
云母 "V1"，直径 12 mm 圆形Plano GmbH50-12
MicroAmp® 快速光学 96 孔反应板Thermo Fisher Scientific Inc.4346907
MicroAmp® 光学密封膜Thermo Fisher Scientific Inc.4306311
NanoDrop 1000 分光光度计Thermo Fisher Scientific Inc.
100 倍物镜Leica5506168
纯化水Merk Millipore - Milli-Q & Elix
Sapphire PCR 管Greiner Bio-One683271
TProfessional Standard PCR 扩增仪Core Life Sciences Inc.070- Standard
7900HT 快速实时荧光定量 PCR 系统Applied Biosystems4351405
流变仪TA InstrumentsARES
SYBR® Green I 核酸凝胶染料Thermo Fisher Scientific Inc.S7567
TrisSigma-AldrichT4661
Triton X-100Sigma-Aldrich Co.X-100抑制样品在气-液界面的蒸发

参考文献

  1. Huber, F., et al. Emergent complexity of the cytoskeleton: from single filaments to tissue. Adv Phys. 62 (1), 1-112 (2013).
  2. Kratky, O., Porod, G. Röntgenuntersuchung gelöster Fadenmoleküle. Recl Trav Chim Pays-Bas. 68 (12), 1106-1122 (1949).
  3. Saitô, N., Takahashi, K., Yunoki, Y. The Statistical Mechanical Theory of Stiff Chains. J Phys Soc Jpn. 22 (1), 219-226 (1967).
  4. Doi, M., Edwards, S. F. The Theory of Polymer Dynamics. , Oxford University Press. Oxford, UK. (1986).
  5. Mueller, O., Gaub, H. E., Baermann, M., Sackmann, E. Viscoelastic moduli of sterically and chemically cross-linked actin networks in the dilute to semidilute regime: measurements by oscillating disk rheometer. Macromolecules. 24 (11), 3111-3120 (1991).
  6. MacKintosh, F. C., Käs, J., Janmey, P. A. Elasticity of semiflexible biopolymer networks. Phys Rev Lett. 75 (24), 4425-4428 (1995).
  7. Gardel, M. L. Elastic Behavior of Cross-Linked and Bundled Actin Networks. Science. 304 (5675), 1301-1305 (2004).
  8. Sonn-Segev, A., Bernheim-Groswasser, A., Diamant, H., Roichman, Y. Viscoelastic Response of a Complex Fluid at Intermediate Distances. Phys Rev Lett. 112 (8), (2014).
  9. Schuldt, C., et al. Tuning Synthetic Semiflexible Networks by Bending Stiffness. Phys Rev Lett. 117 (19), (2016).
  10. Käs, J., et al. F-actin, a model polymer for semiflexible chains in dilute, semidilute, and liquid crystalline solutions. Biophys J. 70 (2), 609-625 (1996).
  11. Ross-Murphy, S. B. Structure-property relationships in food biopolymer gels and solutions. J Rheol. 39 (6), 1451-1463 (1995).
  12. Fletcher, D. A., Mullins, R. D. Cell mechanics and the cytoskeleton. Nature. 463 (7280), 485-492 (2010).
  13. Hinner, B., Tempel, M., Sackmann, E., Kroy, K., Frey, E. Entanglement, Elasticity, and Viscous Relaxation of Actin Solutions. Phys Rev Lett. 81 (12), 2614-2617 (1998).
  14. Palmer, A., Mason, T. G., Xu, J., Kuo, S. C., Wirtz, D. Diffusing Wave Spectroscopy Microrheology of Actin Filament Networks. Biophys J. 76 (2), 1063-1071 (1999).
  15. Gardel, M. L., Valentine, M. T., Crocker, J. C., Bausch, A. R., Weitz, D. A. Microrheology of Entangled F-Actin Solutions. Phys Rev Lett. 91 (15), (2003).
  16. Liu, J., et al. Microrheology Probes Length Scale Dependent Rheology. Phys Rev Lett. 96 (11), (2006).
  17. Golde, T., Schuldt, C., Schnauß, J., Strehle, D., Glaser, M., Käs, J. Fluorescent beads disintegrate actin networks. Phys Rev E. 88 (4), (2013).
  18. Isambert, H., Maggs, A. C. Dynamics and Rheology of Actin Solutions. Macromolecules. 29 (3), 1036-1040 (1996).
  19. Käs, J., Strey, H., Sackmann, E. Direct imaging of reptation for semiflexible actin filaments. Nature. 368 (6468), 226-229 (1994).
  20. Schmidt, C. F., Baermann, M., Isenberg, G., Sackmann, E. Chain dynamics, mesh size, and diffusive transport in networks of polymerized actin: a quasielastic light scattering and microfluorescence study. Macromolecules. 22 (9), 3638-3649 (1989).
  21. Kroy, K., Frey, E. Force-Extension Relation and Plateau Modulus for Wormlike Chains. Phys Rev Lett. 77 (2), 306-309 (1996).
  22. Morse, D. C. Tube diameter in tightly entangled solutions of semiflexible polymers. Phys Rev E. 63 (3), (2001).
  23. Broedersz, C. P., MacKintosh, F. C. Modeling semiflexible polymer networks. Rev Mod Phys. 86 (3), 995-1036 (2014).
  24. Tassieri, M., Evans, R. M. L., Barbu-Tudoran, L., Khaname, G. N., Trinick, J., Waigh, T. A. Dynamics of Semiflexible Polymer Solutions in the Highly Entangled Regime. Phys Rev Lett. 101 (19), (2008).
  25. Hinsch, H., Frey, E. Non-Affine Shear Modulus in Entangled Networks of Semiflexible Polymers. arXiv:0907.1875[cond-mat]. , Available from: https://arxiv.org/abs/0907.1875 (2009).
  26. Yin, P., et al. Programming DNA Tube Circumferences. Science. 321 (5890), 824-826 (2008).
  27. Glaser, M., et al. Self-assembly of hierarchically ordered structures in DNA nanotube systems. New J Phys. 18 (5), 055001(2016).
  28. Schiffels, D., Liedl, T., Fygenson, D. K. Nanoscale Structure and Microscale Stiffness of DNA Nanotubes. ACS Nano. 7 (8), 6700-6710 (2013).
  29. Hariadi, R. F., Yurke, B., Winfree, E. Thermodynamics and kinetics of DNA nanotube polymerization from single-filament measurements. Chem Sci. 6 (4), 2252-2267 (2015).
  30. de Gennes, P. G. Reptation of a Polymer Chain in the Presence of Fixed Obstacles. J Chem Phys. 55 (2), 572-579 (1971).
  31. Huss, V. A. R., Festl, H., Schleifer, K. H. Studies on the spectrophotometric determination of DNA hybridization from renaturation rates. Syst Appl Microbio. 4 (2), 184-192 (1983).
  32. Breslauer, K. J., Frank, R., Blöcker, H., Marky, L. A. Predicting DNA duplex stability from the base sequence. Proc Natl Acad Sci U S A. 83 (11), 3746-3750 (1986).
  33. You, Y., Tataurov, A. V., Owczarzy, R. Measuring thermodynamic details of DNA hybridization using fluorescence. Biopolymers. 95 (7), 472-486 (2011).
  34. Zipper, H. Investigations on DNA intercalation and surface binding by SYBR Green I, its structure determination and methodological implications. Nucleic Acids Res. 32 (12), e103-e103 (2004).
  35. Sobczak, J. -P. J., Martin, T. G., Gerling, T., Dietz, H. Rapid Folding of DNA into Nanoscale Shapes at Constant Temperature. Science. 338 (6113), 1458-1461 (2012).
  36. Snodin, B. E. K., Romano, F., Rovigatti, L., Ouldridge, T. E., Louis, A. A., Doye, J. P. K. Direct Simulation of the Self-Assembly of a Small DNA Origami. ACS Nano. 10 (2), 1724-1737 (2016).
  37. Das, R. K., Gocheva, V., Hammink, R., Zouani, O. F., Rowan, A. E. Stress-stiffening-mediated stem-cell commitment switch in soft responsive hydrogels. Nat Mater. 15 (3), 318-325 (2015).
  38. Sharma, A., et al. Strain-controlled criticality governs the nonlinear mechanics of fibre networks. Nat Phys. 12 (6), 584-587 (2016).
  39. Lieleg, O., Claessens, M. M. A. E., Bausch, A. R. Structure and dynamics of cross-linked actin networks. Soft Matter. 6 (2), 218-225 (2010).
  40. Claessens, M. M. A. E., Semmrich, C., Ramos, L., Bausch, A. R. Helical twist controls the thickness of F-actin bundles. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (26), 8819-8822 (2008).
  41. Claessens, M. M. A. E., Bathe, M., Frey, E., Bausch, A. R. Actin-binding proteins sensitively mediate F-actin bundle stiffness. Nat Mater. 5 (9), 748-753 (2006).
  42. Schnauß, J., Händler, T., Käs, J. Semiflexible Biopolymers in Bundled Arrangements. Polymers. 8 (8), 274(2016).
  43. Heussinger, C., Schüller, F., Frey, E. Statics and dynamics of the wormlike bundle model. Phys Rev E. 81 (2), (2010).
  44. Schnauß, J., et al. Transition from a Linear to a Harmonic Potential in Collective Dynamics of a Multifilament Actin Bundle. Phys Rev Lett. 116 (10), (2016).
  45. Strehle, D., et al. Transiently crosslinked F-actin bundles. Eur Biophys J. 40 (1), 93-101 (2011).
  46. Backouche, F., Haviv, L., Groswasser, D., Bernheim-Groswasser, A. Active gels: dynamics of patterning and self-organization. Phys Biol. 3 (4), 264-273 (2006).
  47. Surrey, T. Physical Properties Determining Self-Organization of Motors and Microtubules. Science. 292 (5519), 1167-1171 (2001).
  48. Nedelec, F. J., Surrey, T., Maggs, A. C., Leibler, S. Self-organization of microtubules and motors. Nature. 389 (6648), 305-308 (1997).
  49. Smith, D., et al. Molecular Motor-Induced Instabilities and Cross Linkers Determine Biopolymer Organization. Biophys J. 93 (12), 4445-4452 (2007).
  50. Huber, F., Strehle, D., Schnauß, J., Käs, J. Formation of regularly spaced networks as a general feature of actin bundle condensation by entropic forces. New J Phys. 17 (4), 043029(2015).

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