使用聚丙烯导引导管对兔子进行气管内插管

摘要

由于兔子的解剖结构特殊，对其进行气管插管具有较大挑战性。本文介绍一种使用聚丙烯导管作为引导的气管直接插管技术。该方法所用材料相对便宜，操作培训要求低，且可在任何临床环境中轻松实施。

摘要

由于兔子的解剖结构特殊，气管插管操作可能具有挑战性。在麻醉期间维持通畅的气道对于避免气道阻塞、防止胃胀气以及实施通气支持至关重要。由于插管困难，人们已探索了其他替代方法，例如使用喉罩气道或喉管。然而，这些方法无法直接进入气管，因此可能增加并发症发生的风险。此外，未进行直接气管插管可能导致操作人员暴露于麻醉废气之中。目前已报道多种气管插管方法，包括盲插法、使用纤维喉镜或内窥镜引导插管以及环甲膜穿刺置管法。尽管已有大量相关文献，许多人仍难以成功实施插管。本文详细介绍了一种易于教学、仅需少量培训且可在短时间内掌握的插管技术。简而言之，在给予注射麻醉并正确摆放兔子体位后，使用喉镜直视下将聚丙烯导管插入气管，随后以该导管作为引导，将气管导管置入气管内。该方法无需昂贵设备，且可由单人独立完成，无需助手协助。总之，该技术易于教学和实施，成本极低，适用于任何临床或科研环境。

引言

家兔的口腔狭长且深，限制了气管插管时对喉部的视野。此外，家兔具有非常发达的肉质舌头和颊齿，加之口腔狭窄，在插入喉镜以及观察声门以置入气管导管时可能造成困难¹。进行插管操作时必须格外小心，避免对口腔和气道造成损伤。喉部组织极为脆弱，反复插管尝试所导致的过度创伤可引起显著炎症反应，从而使后续插管更加困难²。

由于这些原因，已有多种替代技术被描述，其中最显著的是声门上气道装置，包括喉管^3,4、喉罩气道（LMA）^4,5,6以及一种物种特异性的声门上气道装置⁷。喉管由一根带有两个气囊的导管组成，可引导气流进入气管：导管中部较大的气囊在咽部上段形成密封，远端较小的气囊则封闭食管入口³。喉罩气道由一根导管构成，其远端为椭圆形罩囊，充气后可在声门区域形成密闭密封^4,5,6。该物种特异性装置是首个专为兽医设计的物种特异性声门上气道装置，目前适用于猫和兔，其设计符合各物种的解剖结构，可在咽部形成压力密封⁷。然而，由于这些装置并不直接进入气管，可能存在诸如胃胀气等并发症的风险。气管内缺乏有效密封，引发了人们对这些装置在正压通气、呼吸支持、急救或胸外科手术中应用充分性的担忧^3,8。此外，由于未对气管进行直接插管，可能导致工作人员暴露于麻醉废气中⁵。

已有多种直接经气管插管的方法被报道^{9,10,11,12,13,14,15}。其中一种常用方法是盲插技术，由于无需插入喉镜，可能降低对口咽腔造成损伤的风险^{16,17,18,19,20}。作为一种视觉盲法操作，该技术需要监测经气管导管的气流，并通过精细操作引导导管就位。尽管该方法在科研和临床兽医实践中广泛应用，但根据作者的经验，此技术可能耗时较长且并非总能成功，因此教学难度较大，有时还需追加麻醉药物剂量^9,10。此外，由于该方法依赖呼吸监测来判断导管是否正确放置，在呼吸骤停的情况下，操作将更加困难且可靠性降低。另一种常用方法是采用传统喉镜技术进行插管，类似于在较大动物物种中的操作方式。然而，在兔类中使用传统喉镜技术存在困难，因为当气管导管插入口腔时会遮挡声带视野。因此，该方法可能导致反复尝试插管、增加麻醉药物用量以及对口腔和气道造成损伤¹⁰。

还有其他一些成本更高且技术上更具挑战性的插管方法。纤维光导喉镜可通过将喉镜插入气管导管内，并在屏幕上观察导管进入气管的过程，从而实现气管插管的简便置入。类似地，内窥镜也可用于观察喉部区域并引导导管放置。然而，这两种方法均需要使用昂贵的设备，在常规临床环境中可能不易获得^9,11,12。经鼻腔插管是一种已有描述的替代方法，但该方法存在将鼻腔内的机会性病原体带入肺部的风险，尤其是在非特定病原体清除兔中更为明显²¹。此外，已有文献报道更为侵入性的插管方法，包括通过经皮穿刺气管放置的针头逆行插入引导导管，以及采用经环甲膜穿刺针穿刺后，置入导丝、血管扩张器和套管引入器的方法^13,14。由于属于侵入性操作，这些方法可能存在术后疼痛和感染等潜在并发症。本文所描述的技术结合使用喉镜与引导导管，仅需少量培训即可掌握，熟练所需时间短，属于非侵入性方法，可由单人独立完成而无需助手协助，且无需使用特殊设备。

方案

以下所述的插管操作已获得梅奥诊所机构动物护理和使用委员会的批准。

1. 准备（图1）

1. 取一根5 French的聚丙烯导管，将非圆头端剪裁至总长度为8–10英寸。在导管的切割端做标记，以明确指示该端不得插入气管（箭头，图1）。
2. 将0号或1号Miller喉镜片安装至喉镜上，并确认光源正常工作。
3. 用1 mL注射器抽取0.25 mL的2%利多卡因。
4. 在合适尺寸的无套囊气管插管末端（通常内径为2.5–4.0 mm）涂抹无菌润滑剂。
5. 准备固定气管插管所需的材料，以便插管后固定（例如，脐带绳）。
6. 准备一种用于检测操作结束时气流的装置，以确认插管成功（#5，图1）。此步骤为可选。

2. 麻醉

1. 使用3 mL注射器配25号针头，向一只约4月龄、体重3.0-3.5 kg的新西兰白兔后肢股四头肌内，肌内注射35 mg/kg的氯胺酮和5 mg/kg的赛拉嗪进行麻醉。
   注意：该麻醉方案是年轻、健康、无特定病原体实验兔常用的注射组合，但根据临床状况和/或实验目的，可能需要采用其他更合适的方案。
2. 兔子麻醉后，向其眼部涂抹无菌眼用润滑剂，以保护角膜组织。

3. 气管插管

1. 测量气管插管从门齿至胸廓入口的长度，以确定气管插管插入的合适长度。将气管插管末端置于胸廓入口水平，可确保管口位于喉部远端，但仍在气管分叉的头侧。
2. 将兔仰卧位放置于操作台上，头部略伸出台面边缘（图2）。兔的头部与脊柱应保持正中对齐，呈直线排列。
3. 抬起头部，用纱布垫将兔的舌头拉向其右侧下门齿（齿隙处），注意避免门齿造成损伤。
4. 用右手握住喉镜及其镜片，从兔的左侧将镜片插入其口腔，置于门齿后方。
5. 沿上颚向后移动镜片尖端，直至可见软腭。
6. 用右手将喉镜向前倾斜（手腕弯曲，使喉镜向下压），同时将兔的头部后仰、颈部前伸，以保持气道开放并暴露喉部（图3A）。由于兔为强制性鼻呼吸动物，会厌常位于软腭上方，采用此方法可压迫舌根，使会厌移位，从而暴露声门。为防止氧饱和度下降，在插管过程中必须保持颈部伸展，以维持气道通畅。
7. 松开舌头，将喉镜镜片换至左手，以便腾出右手放置导引导管。
8. 在持稳喉镜并持续观察声门的同时（图3B），将导引导管的圆头端经声门开口送入，越过喉部（图4）。导管将在气管分叉处自然停止。
9. 在固定导引导管的同时，握住气管插管，将其沿导管缓慢套入，注意避免气管插管接头钩住导管而施加拉力。推进插管直至遇到声带阻力（图5）。
10. 向气管插管开口内注入0.25 mL的2%利多卡因。利多卡因将沿气管插管下行，局部麻醉声带，预防喉痉挛²²（图6）。
11. 等待约两分钟，使局部麻醉起效，然后轻柔旋转气管插管并推进通过声带（图7）。一旦插管通过声带，立即小心取出喉镜镜片和导引导管，注意避免移位气管插管。
12. 通过观察气流确认气管插管位置是否正确。可通过多种方式实现，例如在管端放置纸巾或毛发以检测气流、观察管壁或置于管端的玻璃/镜片是否起雾，或听诊气流声。也可使用专门设计用于检测气流²³或呼吸的设备（图8）来判断插管是否成功（参见材料表中的可选设备）。使用合适方法（如脐带绳结扎固定于插管和头部）妥善固定气管插管。连接麻醉回路，并在通气时听诊胸廓两侧，确认双侧肺均得到通气。

结果

在作者所在机构，该技术通常在有关兔的抓取与麻醉技术的培训课程中，向实验室及兽医人员讲授。培训课程使用专门的训练动物进行。由培训师首先示范一次该操作，随后学员在培训师指导下亲自实践该技术。学员通常在1至3次尝试内即可获得成功。在学员首次成功完成插管后，需再次独立完成一次插管操作，通常可在第二次尝试时即成功完成。培训过程中收到的反馈表明，尤其是对于曾接受过其他插管技术培训的人员而言，普遍认为该技术易于学习且成功率高。

图1. 气管插管所需物品： 1) 配有0号或1号Miller喉镜片的喉镜，2) 脐带绳（或其他用于固定气管导管的物品），3) 0.25 mL的2%利多卡因，4) 将5-French聚丙烯导管剪至8–10英寸，非圆钝端用永久性记号笔标记，以明确指示该端不可插入气管内（箭头所示），5) 气流检测装置，6) 无菌润滑剂，用于涂抹导管远端，7) 无套囊气管导管。请点击此处查看该图的放大版本。

图2：气管插管时的仰卧位姿势。 将兔子置于胸位，前肢伸展至手术台末端，后肢向后伸直，头部与脊柱保持对齐。用左手将头部抬起并后仰，为喉镜插入做好准备。请点击此处查看该图的放大版本。

图3：喉镜插入。 A) 用右手将喉镜插入兔的左侧齿隙，沿上颚推进，镜片尖端紧贴上颚直至可见软腭。当软腭可见后，向前倾斜喉镜，同时将兔头部后仰、颈部前伸，以暴露喉部。B) 喉部的可视化。 请点击此处查看该图的放大版本。

图 4：引导导管的推进。 A) 将喉镜片换至左手后，右手将引导导管的圆头通过声门开口推进至喉部后方。B) 在直视下将引导导管穿过声带。 请点击此处查看该图的放大版本。

图5：气管导管的推进。 将气管导管沿引导导管插入，并向前推进，直至遇到声带阻力为止。 请点击此处查看该图的放大版本。

图6：利多卡因灌注。 将利多卡因（2%，0.25 mL）注入气管导管开口内。 请点击此处查看该图的放大版本。

图7：气管插管推进。 利多卡因给药2分钟后，通过轻轻旋转气管插管使其穿过声门。 请点击此处查看该图的放大版本。

图8：确认气管插管中气流的通过。 可使用气流检测装置来确认气流是否通过气管插管，也可使用牙科镜通过观察呼吸时产生的冷凝水雾来判断插管是否成功。请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

本文详细介绍了一种可在任何临床环境中轻松掌握的兔插管技术。该技术与既往发表的直接可视化技术^10,15,20,25相似，但进行了若干改进，包括使用3.5 mm无套囊气管导管，以及选用5 French导尿管作为引导装置。该导尿管的切割端已用永久性记号笔做标记。兔的气管易于受损，因此在对兔进行气管插管时，通常建议使用无套囊气管导管，以避免套囊压力对气管黏膜造成损伤²⁶。我们选用的5 French导尿管直径足够小，可在直接观察喉部时轻松通过声门裂，且不会遮挡视野。尽管尺寸较小，但该导管具有足够的刚性，可在插管过程中稳定地作为气管导管的引导。导尿管远端尖端呈圆钝形，有助于在到达气管分叉处时减少创伤。导尿管近端被截短，使其长度适中（不过长），并去除原本用于连接注射器的加宽端。截断端用永久性记号笔标记，作为视觉提示，防止将此端插入气管，以免损伤气管黏膜。

该技术的主要局限性在于，由于需要使用喉镜片，对于年龄较小或体型较小的兔品种而言，可能因口腔尺寸较小而难以实施。此外，一些机构可能无法 readily 提供这种尺寸的喉镜片。在作者所在的机构，该方法适用于新西兰白兔（≥6周龄）以及成年荷兰带状兔，但我们尚未在更年轻的动物或更小的兔品种中尝试过此方法。当兔患者体型较小，或无法获得带有小型Miller喉镜片的喉镜时，可选择使用手持式耳镜替代喉镜^15,20。使用配备#5耳镜套管的耳镜，可直视观察喉部结构，通过直接可视化将引导导管置入，随后在按照上述相同步骤继续操作前，先移除套管。

在放置引导导管时需格外小心，以避免导管末端进入气管并接触气管分叉处时可能引起的创伤或支气管痉挛。通过轻柔地推进导管、一旦遇到阻力即刻停止操作，并在导管就位后避免移动头颈部，可降低或避免这些并发症的风险。此外，在经导管推进气管插管时，导管有可能被气管插管接头钩住。因此，必须确保导管能顺利通过接头而不被卡住；或者，可在固定气管插管或连接麻醉回路时，将接头暂时取下，操作完成后再重新安装。

无论采用何种插管方法，均有可能出现并发症和不良反应。使用喉镜直接可视化方法时，喉镜片插入不当或气管导管置入过于粗暴，可能导致喉部、舌部或牙齿损伤。在可视化喉部过程中，动物体位的正确摆放是将创伤降至最低的第一步关键措施。脊柱应保持平直，头部与脊柱成直线对齐；若动物体位不直，或颈部向左或向右扭转，将增加喉部可视化的难度，并可能导致喉镜片造成过度创伤。采用该技术时，另一项成功的关键要点是沿口腔顶部向喉部推进，一旦观察到软腭，即通过腕部弯曲动作将喉镜片调整至合适位置。这样可保持头部固定不动，同时将喉镜片尖端移至声带的最佳观察位置，而声带在兔体内位置偏腹侧^20，24。

由于如果未遵循上述精确的技术，直接观察喉部可能较为困难，因此采用无需观察喉部的替代插管策略可能更具吸引力。例如，盲插技术是一种无需使用喉镜的可行选择^{16,17,18,19,20}。然而，该技术的应用依赖于能够检测经气管导管的气流，以引导导管的放置；若动物呼吸非常微弱或已停止，则该方法并不可靠。此外，也可考虑使用声门上通气装置，因为此类装置的放置无需观察喉部，且通常操作简便。然而，这些装置并不直接进入气管，因此可能存在气道通气不充分、发生喉痉挛时无法通气、在开胸手术或紧急复苏期间因密封不严而无法有效通气，以及胃胀气等风险^3,4,8。一些专为兔设计的新型装置可能提供有前景的替代方案，但仍需更多研究来评估其效果，且关于未直接进入气管的顾虑依然存在。此外，若气管导管意外插入食管，胃胀气也可能成为插管动物的潜在并发症；然而，采用直接可视化技术可通过确认引导导管正确置入喉部，从而最大限度降低此类并发症的风险。

在插入气管插管时，杓状软骨和/或气管黏膜的损伤是另一个潜在问题，尤其是在使用可充气套囊导管时^26,27,28。兔子的气管容易受到损伤，可能导致皮下气肿、气胸甚至死亡等并发症^10,27,28,29。在实施本文所述技术时，应采取措施防止气管损伤，例如使用无套囊气管插管，确保导引导管的圆头端插入气管内，且不得强行将导引导管插入声门。此外，选择合适尺寸的气管插管至关重要。选择气管插管尺寸时，应考虑动物体型大小，并与喉口的开口进行比较，因为喉口的直径小于气管。若气管插管直径过大，可能造成杓状软骨黏膜或软骨的损伤；而使用过小的气管插管则会增加气道阻力，并提高因黏液或导管扭曲导致阻塞的风险。因此，对插管后的兔子进行呼吸监测非常重要。除脉搏血氧监测外，还应通过二氧化碳监测仪测量气流；若无二氧化碳监测仪，可使用气道监测设备来检测气流（但此类设备无法提供呼出二氧化碳的定量测量）。此外，在必要时提供辅助通气可能具有重要价值，特别是在使用较小直径导管的情况下^24,30。

除了上述使用该技术的优点之外，此方法的另一主要优势在于，它可由单人独立完成，无需助手协助，这在繁忙的临床环境中尤为重要。在此情况下，必须提前备齐所有必要的器械用品，并确保在插管过程中能够方便地取用，特别是当导引导管已就位且应避免移动头部时。

本文所述技术由本机构的兽医和研究人员用于所有兔的气管插管，每年约进行200至400例。该技术可在典型的兔麻醉培训课程中轻松教授，培训时间约为30分钟。我们发现该技术相对容易掌握，学生通常在前3次尝试内即可学会，并在随后的下一次尝试中成功重复操作。未来研究中，比较该方法与其他插管技术在达到熟练所需时间以及长期保持熟练能力方面的差异将具有重要价值。尽管已有针对盲插技术变体的研究¹⁶，但目前尚未对多种插管技术的学习曲线进行全面评估。另一可能的未来研究方向是将直接气管内插管与新型物种特异性声门上气道装置进行比较，尤其关注其在正压通气期间的功能表现。

总之，我们在此描述的兔类插管技术是一种无创、可靠的方法，无需使用 specialized equipment，易于掌握，且可由单人独立完成，无需助手。所有气道建立技术均存在一定风险，但通过采用直接可视化技术并遵循上述步骤以尽量减少并发症，该方法在麻醉期间维持充分气道所带来的益处远大于其风险。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
Ketalar 氯胺酮盐酸盐注射液	JHP Pharmaceuticals	NDC 42023-113-10	按35mg/kg剂量肌肉注射至背侧肌或股四头肌（首选）
Anased 赛拉嗪（100mg/ml）	Lloyd Labs	NADA #139-236	按5mg/kg剂量肌肉注射至背侧肌或股四头肌（首选）
Welch Allyn 喉镜手柄	Welch Allyn	60300	需使用2节C型碱性电池
0号或1号Miller喉镜片	Welch Allyn	68040
内径2.5 – 4.0 mm的无套囊气管插管	Jorgenson	J0149V	适用于体重2.5–5 kg的兔子 最常用的是3.5 mm
Sovereign聚丙烯导管，5 Fr x 22”	Medtronic	8890703310	剪至8–10英寸 用永久性记号笔标记剪切端，以指示不可插入的一端
利多卡因2%盐酸盐注射液	VetOne	L-2000-04
4层非无菌散装Versalon纱布垫（纱布片）	Covidien	KC9024A
棉带，斜纹，漂白 ½” x 72码	Encompass Textiles	48210-025	用于固定气管插管
HR润滑胶	HR Pharmaceuticals	201	用于润滑气管插管尖端
Great Plains Ballistics：BAAM（Beck气道气流监测仪）22	BoundTree Medical	21410	用于确认成功插管
Ambu儿科CO2检测器	AMBU INC	172713	用于确认成功插管