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方法文章

猪腰段背根神经节通路建立与注射的椎板切开术

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DOI：

10.3791/56434

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2017年10月10日

 ,  ,  ,  ,  , 
1Departments of Anesthesiology and Oncology, Mayo Clinic, Translational Science Track, Mayo Graduate School, 2Department of Radiology (Section of Interventional Pain Management), Mayo Clinic, 3Department of Neurologic Surgery, Mayo Clinic, 4Department of Orthopedic Surgery, Mayo Clinic

本文内容

摘要

我们介绍一种用于猪的椎板切开术方法，该方法可暴露腰段背根神经节（DRG），以便进行节内注射。手术过程中可实时监测注射过程，并在术后长达21天内通过组织学方法确认注射效果。本方案可用于未来涉及DRG注射的临床前研究。

摘要

背根神经节（DRG）是解剖结构明确的组织，包含头面部以下所有的初级感觉神经元。这一特点使DRG成为治疗慢性疼痛的新疗法注射的理想靶点。在小型动物模型中，通常采用椎板切除术来辅助DRG注射，该手术需切除包绕每个DRG的椎骨部分。本文展示了一种在大型动物物种（即猪）中对腰段DRG进行节内注射的技术。通过椎板切开术，使用标准的神经外科技术、器械和材料直接暴露DRG。与更广泛的椎板切除所致骨质去除相比，我们采用椎板切开术在充分暴露DRG的同时保留脊柱的解剖结构。术中通过使用无毒染料实时监测DRG注射的进程。术后第21天实施安乐死后，通过组织学方法检测4',6-二脒基-2-苯基吲哚（DAPI）在DRG内的节内分布，以评估注射效果。本研究注射的是生物学惰性溶液，旨在演示该操作流程。该方法可用于未来的临床前研究，将治疗性溶液靶向递送至DRG。我们的技术方案有助于在大型动物中验证小型动物DRG节内注射模型的可转化性。此外，本操作流程可为计划开展猪DRG注射临床前研究的研究人员提供重要参考。

引言

背根神经节（DRG）是沿脊柱分布的解剖学上分离的神经元集合。每个背根神经节均包含初级感觉神经元，负责编码并从中枢神经系统（CNS）特定体区传递外周刺激信号。例如，骨关节炎的疼痛始于关节周围痛觉感受器感知有害刺激。此过程称为伤害性感受。长期感知有害刺激可导致慢性疼痛1。

慢性疼痛是临床前研究的常见课题2，其中的一个目标是开发将镇痛药靶向递送至背根神经节（DRG）的有效方法，例如神经节内注射3。然而，由于DRG位于椎间孔的骨性结构内，难以接近4。已有多个研究团队通过在啮齿类动物中实施脊柱手术成功克服了这一障碍5,6,7,8,9,10。

在临床中，椎板切除术是一种常见的脊柱手术，指通过外科手段切除椎板，从而打开椎管11。将外科技术应用于直接获取背根神经节（DRG）在啮齿类动物中已取得成功5,12，然而考虑到相关结构尺寸的差异及其对药代动力学或技术可行性的影响，该方法的临床转化可能并不现实13,14。例如，一项研究测定T10节段脊髓的横径在大鼠、猪和人类中分别为3.0、7.0和8.2 mm15。因此，大型动物模型能更接近地模拟人类神经结构的尺寸。

在猪中，Raore 等 采用多节段椎板切除术进入颈段脊髓，以进行多次脊髓内注射 16该操作耐受性良好，并已进入I期临床试验，期间记录到了相似的手术效果。 17这些结果支持继续使用临床前大型动物模型来预测人体内技术可行性和安全性。

迄今为止，尚无针对大型动物物种进行背根神经节（DRG）手术入路及注射的详细方法。为缩小这一转化医学差距，我们报道了一种通过猪的椎板切开术暴露并注射DRG的操作方案。本方法采用标准的神经外科技术、器械和材料，设计上旨在模拟现代外科手术实践。我们展示了使用水溶液对腰段DRG进行神经节内注射，并在术后第21天通过组织学证实了注射物质的成功递送。

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方案

本文所述所有方法均已获得梅奥诊所机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准。

1. 严谨性与可重复性的先决条件

  1. 为确保设计的严谨性，应始终遵循国家规定的良好实验室规范，并在动物参与实验前获得机构动物护理和使用委员会（IACUC）或类似委员会的内部批准。
    注意：本方案旨在保持与临床实践高度一致的方法。因此，所涉及的材料、器械和技术均按照人类临床最高标准进行描述。例如，必须严格遵守无菌操作技术，绝不可使用过期材料。
  2. 为支持该方法在实验环境中的可重复性，应制定内部标准操作程序，并对不同实验组间的猪品种、体重、性别和年龄等变量进行控制。
    注意：本方案的设计基于使用体重为 38 - 53 kg 的猪。

2. 术前动物护理

  1. 在操作前1天，给予5 mg/kg剂量的头孢噻呋，进行预防性肌内注射。
  2. 限制动物食用固体食物，并禁止动物接受美容处理， 即 油浴，操作前12小时。
  3. 在操作前1小时内诱导全身麻醉，使用肌肉注射的替来他明-唑拉西泮（Telazol）5 mg/kg和肌肉注射的赛拉嗪2 mg/kg。
  4. 诱导后，皮下注射（SC）缓释型布托啡诺（buprenorphine sustained release, SR），剂量为0.18 mg/kg。
  5. 放置耳缘静脉导管，并进行快速顺序诱导插管以置入气管内导管。
  6. 将带有心率监测功能的脉搏血氧仪连接至舌部，以监测氧合情况和心率。
  7. 将动物置于俯卧位，使用电动剃毛器剪除背部皮肤上的毛发。剃毛范围应覆盖双侧大片区域，从矢状面中线延伸至冠状面中线，纵向从骶骨尖端延伸至肩胛棘。使用粘性胶带清除残留毛发及游离皮屑。
  8. 用温水和肥皂擦洗剪毛区域最多3次，并使用无绒毛巾擦干皮肤。
  9. 使用手术标记笔标记双侧解剖标志。标记最下肋骨、髂嵴、棘突和横突。
    注意：通过标记最末肋骨、髂嵴和横突，可分别界定腰椎的上界、下界和侧界。本方案旨在引导对任一目标腰段背根神经节（DRG）的入路与注射。作为参考，髂嵴最高点通常与第3或第4腰椎（L3或L4）椎体水平对齐。
  10. 用保暖毯覆盖动物，然后运送至手术室。

3. 手术室内的体位摆放

  1. 将动物轻柔地提起并俯卧位置于改良的大型人道动物吊带中，吊带腹部开口处应有衬垫。
    注意：腹部开口可降低腹腔压力，类似于人类脊柱手术中使用的Wilson支架，从而减少术中脊柱血管的出血。该吊带的优点在于动物四肢可通过衬垫上的开口自然下垂，避免周围神经受压。但由于吊带框架为金属材质，需用绝缘材料包裹，以防发生电路短路及意外灼伤动物。可根据动物体型，在头部和颈部下方放置卷起的毯子，以维持舒适体位。
  2. 采用1–3%吸入（IH）异氟烷维持全身麻醉，根据麻醉效果调整剂量。使用眼科软膏湿润眼睛，并轻柔地用胶带闭合眼睑。
  3. 连接生命体征监测设备，持续记录体温、血压、心率和血氧饱和度。通过二氧化碳波形图监测通气情况。
  4. 将一次性粘贴式电外科分散电极置于左侧或右侧肩胛骨区域。
  5. 通过耳缘静脉导管输注加温的乳酸林格液作为维持液体，输液速度为5–10 mL/kg/h。
  6. 在胸段和颈段区域覆盖强制气流加温装置，避免覆盖最后几根肋骨区域。

4. 左侧注射手术区域的无菌准备

注意：从此时起，须严格以无菌方式操作。

  1. 根据制造商说明，首先对腰椎上方的皮肤进行准备，广泛使用0.7%聚维酮碘和74%异丙醇进行消毒。为确保后续引导针能够以无菌方式放置，消毒时应偏向计划注射的一侧，并将消毒范围向中线冠状面延伸，超过标记的横突。
  2. 以矩形方式铺设一次性手术巾，界定计划切口的位置，该位置位于标记的腰椎棘突沿中线处。
  3. 在手术巾及暴露的皮肤上覆盖一层粘性抗菌切口膜。用夹子固定铺巾，并将铺巾边缘延伸至手术区域之外。
  4. 将垂直铺巾固定在手术区域与监护技术人员之间的吊带头部支架上。
  5. 通过夹子将吸引和电外科设备的管线固定在无菌铺巾上，并将管路和电线的自由端引出无菌区域。

5. 皮肤切口与骨膜下剥离

  1. 沿中线触诊腰椎棘突，并确定三个连续的椎体水平。
  2. 使用#15手术刀，在棘突正后方，通过切口巾做一条8–12 cm长的中线矢状切口。使用纱布填塞和单极电刀止血。
    注意：切口向前推进时应避免偏离中线，以减少椎旁肌出血。定期触诊棘突有助于切口的准确定位。可根据需要放置并调整自持式Weitlaner、Meyerding或Gelpi拉钩以辅助分离。使用吸引器保持术野清晰。
  3. 使用单极电刀分离皮下组织和脂肪，直至到达胸腰筋膜。在胸腰筋膜深面触诊棘突，并沿中线切开筋膜，暴露连接各棘突之间的棘上韧带。
    注意：胸腰筋膜表现为结构清晰的腱膜鞘，其结缔组织纤维呈斜向、由外侧向内侧交织排列。此时可根据需要向上或向下延长切口，确保三个棘突完全显露，且中间的棘突位于解剖视野中心。
  4. 使用#15刀片，在每个棘突后方的棘上韧带上做一深约2 mm的旁矢状切口。每个切口应位于棘突后表面左侧三分之一处。
  5. 使用5 mm Freer骨膜剥离器，沿每一切口轻轻松解各节段的棘上韧带。
  6. 辨认骨膜下层面，并沿每个棘突的侧面在此层面内进行分离。
  7. 对每个棘突进行平行的骨膜下剥离，以确保操作轻柔且均匀。
  8. 在棘间区域，结合骨膜下剥离，使用单极电刀切开椎旁肌的附着点。
  9. 辨认各节段的椎板，并继续向侧方进行骨膜下剥离，直至到达连接三个暴露椎体的两个关节突关节的外侧边界，以及两关节之间椎板的外侧缘，即峡部（pars interarticularis）。
    注意：峡部是椎间孔的后界，背根神经节（DRG）即位于其中。有时可见一小静脉自椎板后表面的孔道发出，此类静脉在骨膜下剥离过程中易发生破裂。通过双极电凝结合骨蜡封堵孔道，可有效实现止血。

6. 单节段椎板切开术

  1. 确定椎板切除术的目标为位于两个椎弓关节之间且偏内侧的最中央椎板。
  2. 沿椎板追踪至其下缘，到达尾侧椎弓关节的相邻下关节突内侧稍偏处。
  3. 使用5 mm的Freer骨膜剥离器或刮匙触诊椎板最尾侧边缘与中央管之间的移行区域。
    注意：操作时应避免用力将探查器械向前推进，以防接触硬膜囊和脊髓。需注意猪的脊髓延伸超过腰椎段18。可使用椎间盘咬骨钳清除该区域上方的额外软组织，以利于触诊。
  4. 使用2 mm上咬式、45度角Kerrison咬骨钳逐块咬除骨质。骨质去除范围应从棘突基底部上方开始，向尾侧至椎弓根尾端表面稍远位置，并向外侧充分扩展至其全部范围。
  5. 可使用角度咬骨钳辅助去除骨质。在椎板切除基本完成前，保留与椎板相连的下关节突。
  6. 确认下关节突已可自由活动，且仅由椎弓关节囊连接。使用#15或#11刀片切开关节囊。
  7. 以分块方式去除下关节突，但保留相邻的上关节突完整。
    注意：完成椎板切除后，使用双极电凝进行止血。由于邻近神经结构，避免使用单极电凝。对于暴露骨面的出血部位，可使用骨蜡止血；邻近软组织处的出血可使用可吸收明胶海绵控制。棉片有助于吸除分离区域的浆液和血液。

7. 背根神经节的解剖

  1. 从内侧开始，由浅入深，分段逐步清除硬膜外脂肪组织。使用双极镊子和6–10 French Frazier吸引头进行轻柔分离和吸引。
    注意：使用放大镜或解剖显微镜有助于精细操作，可清晰显示所需解剖细节，从而安全地清除硬膜外脂肪，并通过双极电凝对硬膜外静脉丛实现彻底止血。
  2. 沿中线辨认走行方向为头尾向、与皮肤切口轴线平行的硬膜囊。沿硬膜囊清除周围硬膜外脂肪，直至可见硬膜囊发出硬膜神经根袖。
  3. 继续通过清除硬膜外脂肪，向外侧及尾侧追踪硬膜袖，直至其在背根神经节（DRG）周围扩大。
    注意：背根神经节（DRG）呈椭圆形，颜色为黄色至橙色，易于辨认。在中腰段脊柱，DRG通常大小为4–6 mm，最长径方向为内侧至外侧，位置位于相应椎弓根正下方或内侧2–3 mm处。可使用钝性直角神经钩轻轻探触以定位椎弓根。
  4. 继续向DRG外侧清除硬膜外脂肪，直至可见相邻的脊神经。
    注意：若发生硬膜撕裂，应使用6-0尼龙缝线和光滑的显微持针器，以连续缝合方式严密闭合，确保无渗漏。

8. 背根神经节注射

  1. 使用22号脊髓穿刺针引导32号对流增强给药（CED）针的进针路径。将22号引导针穿过皮肤和椎旁肌肉。
    注意：CED针的设计旨在通过压力梯度在组织中实现液体对流，也称为容积流动19,20。
  2. 沿接近背根神经节（DRG）纵轴的方向进针，使针尖从解剖区域的侧方椎旁壁穿出。
  3. 微调针道，直至针腔与DRG中心对齐。
    注意：引导针绝不可接触DRG。
  4. 将无菌注射液抽入无菌注射器，并将注射器连接至无菌输注管路。
  5. 将管路固定于CED针上，并将注射器移出无菌区域。将注射器连接至可编程注射泵。
    注意：管路长度预设为5英尺，以确保无菌性和操作灵活性。此外，必须确保溶液中无气泡引入。
  6. 推进注射液，直至观察到CED针尖有液体溢出。
  7. 将CED针插入引导针腔内，缓慢推进CED针，直至其从引导针尖端穿出。确保在针头定位过程中不穿刺DRG。
  8. 沿引导针长轴微调其位置，以确定CED针尖的最终位置。
  9. 当引导针与CED针的深度和对齐位置确定后，使用互锁针座将两者固定在一起。
  10. 确认所有注射装置连接均已牢固，包括引导针、CED针以及装载了注射液的连接管路。
  11. 沿引导针长轴推进，使CED针尖接近DRG。
  12. 用CED针尖穿刺DRG。
  13. 将CED针尖置入DRG的三维中心位置。
    注意：由于DRG是大小和形状可变的三维结构，必须充分暴露DRG，才能准确地将CED针尖置于其真正的中心。真正的DRG中心位于其三个解剖轴的交点，即前-后轴、外侧-内侧轴和上-下轴。
  14. 采用分三步的梯度速率和体积，通过CED递送100 μL注射液。
  15. 第一步以2 μL/min的速度递送4 μL；第二步以4 μL/min的速度递送8 μL；第三步（最终步骤）以8 μL/min的速度递送88 μL。
    注意：每步之间以及最后一步完成后，暂停3分钟，以实现压力平衡。
  16. 在完成最终注射步骤并暂停3分钟后，沿长轴方向平稳、轻柔地撤出注射装置。
    注意：对于无色注射液，可在溶液中加入浓度为0.1%（重量/体积）的有色染料，以辅助观察注射液的分布情况12。此外，当研究设计需要对注射液分布进行组织学评估时，可在溶液中加入浓度为0.25 μg/μL的活体染料4',6-二脒基-2-苯基吲哚（DAPI）5。

9. 结束

  1. 在缝合前，对术区进行3轮温盐水冲洗，以清除碎屑并冲洗术区。 即 骨碎片。使用吸引装置回收生理盐水和碎屑。
    注意：冲洗液保持清亮时，表明已实现精细止血。此时应移除止血材料（明胶海绵）和棉片。缝合切口前，须确认所有材料和器械均已从切口处清除。
  2. 采用三层缝合技术进行关闭。
  3. 使用0号缝线以单纯间断、非内翻的方式缝合胸腰筋膜。每5 - 8 mm缝合一针，以实现水密闭合。
  4. 使用2-0缝线，以简单间断内翻方式缝合皮下组织，每5至8毫米缝一针，以获得足够的强度。
  5. 使用0号缝线以单纯连续或间断方式缝合皮肤。
  6. 使用针头计数器确保没有锐器遗漏。
  7. 用生理盐水冲洗皮肤，干燥皮肤，并将粘性绷带条垂直于切口方向贴附。
  8. 在绷带条上方放置纱布，并贴上最后一层粘性抗菌手术巾。

10. 术后动物护理

  1. 拔管，用温暖的毯子覆盖，并将动物转运至恢复区。
  2. 按照机构标准操作规程对动物进行术后监测及存活手术后的恢复管理。至少每15分钟观察一次动物，直至意识恢复；随后每小时观察一次，直至完全从麻醉中恢复；之后每日观察两次。
  3. 术后疼痛管理：给予肌内注射或口服卡洛芬，剂量为4 mg/kg，从术后第0天开始，每日一次，连续5天；在术后第2天，皮下注射缓释布托啡诺，剂量为0.18 mg/kg，给药一次。
  4. 术后抗感染处理：在术后第4天，肌内注射头孢噻呋，剂量为5 mg/kg，给药一次。
  5. 在术后第5至7天拆除绷带；待伤口完全愈合后拆除缝线，通常在术后第10至14天进行。
  6. 当研究终点达到后，根据机构标准操作规程对动物实施人道安乐死。

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结果

注射物扩散的组织学评估
通过DAPI染色的组织学分布情况来确定注射物是否成功递送至背根神经节（DRG）。该技术的关键在于将针尖准确定位至DRG的三维中心位置。因此，通过评估组织切片中DAPI染色在靠近针尖部位（DRG中央切片）和远离针尖部位（DRG外周切片）的分布范围，可判断注射是否成功。图1A 和 图1B 展示了一例成功的单个DRG注射，DAPI染色在DRG中央和外周实质中均呈均匀弥散分布。因此，成功的DRG注射表现为DAPI染色在整个DRG三维结构中的广泛扩散。染色不均则提示注射效果欠佳。例如，染色信号微弱（图1C）或仅在外周边缘区域出现局灶性染色而DRG内部无染色（图1D）均表明注射失败。此外，综合来看，图1C（DRG中央切片）与 图1D

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讨论

我们旨在描述一种用于背根神经节手术暴露的方法 通过 在健康大型动物物种（ specifically，猪）中进行椎板切开术和节内注射。在啮齿类动物中，已有类似方法的详细描述 12 并用于递送常规药理学药物 8,10 和病毒载体 6,7,9,12 用于DRG。上述小型动物研究的结果令人鼓舞，我们希望本方案能为其他研究者将先前的发现转化为猪模型的研究铺平道路。上述研究中使用了健康和患病动物，表明小型动物在临床前研究中的应用价值。然而，为了在DRG的尺寸和注射物分布方面最接近人类情况进行比较，不可避免地需要采用大型动物模型。例如，大鼠与人类在DRG尺寸上的差异显而易见。成年雄性大鼠的L5 DRG大小约为2.6 ...

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披露

无；作者与本研究无任何利益冲突。

致谢

本研究由Schulze家族基金会（资助对象：A.S.B.）提供支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
大型人道动物吊带Britz &和公司002539修改以包含腹部开口
粘性患者回路电极 - 9 英寸美敦力E7506-
游走血细胞 &和液体加温系统3M24500-
乳酸林格液Hospira0409-7953-09-
强制气流加温装置3M77500-
含涂抹器的杜拉普利溶液，26 mL（0.7% 聚维酮碘，74% 异丙醇）3M8630-
无菌一次性手术巾MedlineMDT2168286-
Ioban 2 切口敷料3M6651EZSB-
一次性吸液瓶及管路MedlineDYND44703H-
单极电外科笔式按钮开关美敦力E2450H-
精细光滑直型双极电外科镊，4 1/2 英寸BovieA826-
#15 刀片Miltex4-315-
#11 刀片Miltex4-311-
4 × 4 外科纱布Dynarex3262-
Weitlaner 自持式牵开器，8 英寸Miltex11-618-
Meyerding 自持式牵开器，1 英寸 × 2 3/8 英寸Sklar42-2078-
Gelpi 自动牵开器，7 英寸Sklar60-6570-
自由升降器，5 毫米MedlineMDS4641518F-
骨蜡EthiconW31G-
Spurling 椎间盘咬骨钳，3 mmSklar42-2852-
Spurling 45度上咬式 Kerrison 咬骨钳，2 mmMedlineMDS4052802-
Leksell 角度咬骨钳，2 mmSklar40-4097-
明胶海绵，规格 50辉瑞AZL32301-
棉片美敦力8004007-
6 Fr 弗雷泽吸头Sklar50-2006-
弗雷泽吸引头，10 FrSklar50-2010-
丹迪钝头直角神经钩MedlineMDS4005220-
尼龙缝合线，6-0Ethicon697G-
Castroviejo 平滑微型持针器MedlineMDG2428614-
22号Quinke点脊髓穿刺针Halyard Health18397-
32 号 CED 针头，带锁定卢尔接头参见评论n/a如：Pleticha, J., Maus, T.P., Christner, J.A., Marsh, M.P., Lee, K.H., Hooten, W.M., Beutler, A.S. 背根神经节生物制剂微创对流增强递送：猪模型验证及人体前瞻性建模。技术说明。J Neurosurg. 121(4), 851-8 (2014)。
聚乙烯管，5 英尺科学用品BB31695-PE/05-
3 mL 一次性注射器肯德尔SY15352-
NanoJet 注射泵Chemyx10050-
DAPISigma-AldrichD9542-
快绿 FCFSigma-AldrichF7252-
球囊灌洗注射器MedlineDYND20125-
细齿Adson镊MedlineMDS1000212-
Vicryl 缝合线，0 号EthiconJ603H-
Vicryl 缝线，2-0EthiconJ317H-
针头计数器MedlineNC20FBRGS-
1/2×4英寸皮肤闭合胶带3MR1547-

参考文献

  1. Millan, M. J. The induction of pain: An integrative review. Prog Neurobiol. 57 (1), 1-164 (1999).
  2. Burma, N. E., Leduc-Pessah, H., Fan, C. Y., Trang, T. Animal models of chronic pain: Advances and challenges for clinical translation. J Neurosci Res. , (2016).
  3. Pleticha, J., Maus, T. P., Beutler, A. S. Future directions in pain management: integrating anatomically selective delivery techniques with novel molecularly selective agents. Mayo Clin Proc. 91 (4), 522-533 (2016).
  4. Standring, S. The anatomical basis of clinical practice. , Elsevier Churchill. Edinburg. (2005).
  5. Fischer, G., et al. Direct injection into the dorsal root ganglion: technical, behavioral, and histological observations. J Neurosci Methods. 199 (1), 43-55 (2011).
  6. Zhao, X., et al. A long noncoding RNA contributes to neuropathic pain by silencing Kcna2 in primary afferent neurons. Nat Neurosci. 16 (8), 1024-1031 (2013).
  7. Xu, Y., Gu, Y., Wu, P., Li, G. W., Huang, L. Y. M. Efficiencies of transgene expression in nociceptive neurons through different routes of delivery of adeno-associated viral vectors. Hum Gene Ther. 14 (9), 897-906 (2003).
  8. Puljak, L., Kojundzic, S. L., Hogan, Q. H., Sapunar, D. Targeted delivery of pharmacological agents into rat dorsal root ganglion. J Neurosci Methods. 177 (2), 397-402 (2009).
  9. Mason, M. R. J., et al. Comparison of AAV serotypes for gene delivery to dorsal root ganglion neurons. Mol Ther. 18 (4), 715-724 (2010).
  10. Jelicic Kadic, A., Boric, M., Kostic, S., Sapunar, D., Puljak, L. The effects of intraganglionic injection of calcium/calmodulin-dependent protein kinase II inhibitors on pain-related behavior in diabetic neuropathy. Neurosci. 256, 302-308 (2014).
  11. Greenberg, M. S. Handbook of neurosurgery. , Thieme. (2010).
  12. Yu, H., Fischer, G., Hogan, Q. H. AAV-mediated gene transfer to dorsal root ganglion. Methods Mol Biol. 1382, 251(2016).
  13. Yaksh, T. L., et al. Pharmacology and toxicology of chronically infused epidural clonidine HCL in dogs. Toxicol Sci. 23 (3), 319-335 (1994).
  14. Federici, T., et al. Surgical technique for spinal cord delivery of therapies: demonstration of procedure in gottingen minipigs. J Vis Exp. (70), e4371(2012).
  15. Lee, J. H. T., et al. A novel porcine model of traumatic thoracic spinal cord injury. J Neurotrauma. 30 (3), 142-159 (2013).
  16. Raore, B., et al. Cervical multilevel intraspinal stem cell therapy: assessment of surgical risks in Gottingen minipigs. Spine. 36 (3), e164(2011).
  17. Riley, J., et al. Intraspinal stem cell transplantation in amyotrophic lateral sclerosis: A phase I safety trial, technical note, and lumbar safety outcomes. Neurosurg. 71 (2), 405-416 (2012).
  18. Olmarker, K., Holm, S., Rosenqvist, A., Rydevik, B. Experimental nerve root compression. A model of acute, graded compression of the porcine cauda equina and an analysis of neural and vascular anatomy. Spine. 16 (1), 61-69 (1991).
  19. Bobo, R. H., et al. Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain. Proc Natl Acad Sci U.S.A. 91 (6), 2076-2080 (1994).
  20. Lonser, R. R., Sarntinoranont, M., Morrison, P. F., Oldfield, E. H. Convection-enhanced delivery to the central nervous system. J Neurosurg. 122 (3), 697-706 (2015).
  21. Shen, J., Wang, H. Y., Chen, J. Y., Liang, B. L. Morphologic analysis of normal human lumbar dorsal root ganglion by 3D MR imaging. AJNR Am J Neuroradiol. 27 (0195–6108 (Print)), 2098-2103 (2006).
  22. Pleticha, J., et al. Minimally invasive convection-enhanced delivery of biologics into dorsal root ganglia: validation in the pig model and prospective modeling in humans. J Neurosurg. 121 (4), 851-858 (2014).

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猪模型神经节内注射对流增强递送手术入路组织学分析DAPI染色硬膜外脂肪清除脊髓穿刺针引导
猪腰段背根神经节通路建立与注射的椎板切开术
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