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同步记录啮齿类动物共定位的脑电图与局部场电位

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DOI：

10.3791/56447

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2017年11月30日

 ,  ,  , 
1School of Biological Sciences, Whiteknights, University of Reading, 2Department of Bioengineering, Imperial College

本文内容

摘要

本方案描述了一种在麻醉大鼠中同时记录共定位脑电图（EEG）和多层局部场电位的简单方法。在颅骨上钻出用于插入微电极的骨孔，结果表明该操作对脑电图信号的干扰可忽略不计。

摘要

尽管脑电图（EEG）作为一种非侵入性技术被广泛用于记录大脑的神经活动，但我们对EEG神经发生机制的理解仍然非常有限。通过多层微电极记录的局部场电位（LFP）可以更详细地反映新皮层不同皮层中同时发生的神经活动，但该技术具有侵入性。在临床前模型中结合EEG与LFP测量，可显著增进对EEG信号产生所涉及神经机制的理解，并有助于建立更真实且符合生物学特性的EEG数学模型。本文介绍了一种在麻醉啮齿类动物中同步获取空间共定位的EEG与多层LFP信号的简便方法。我们还研究了为插入微电极而在颅骨上钻制的骨孔是否会对EEG信号产生显著影响。结果表明，骨孔对EEG记录的影响可忽略不计。

引言

通常认为，通过微电极记录的局部场电位（LFP）主要反映局部锥体神经元群体同步的兴奋性和抑制性突触活动的加权总和1,2,3,4。我们近期的研究表明，LFP信号的特征可被分离为兴奋和抑制两个组分5,6。然而，由于LFP通常需通过侵入性操作进行测量，因此不适用于大多数人类大脑研究。

另一方面，脑电图（EEG）是一种用于测量大脑电活动的非侵入性技术。它被广泛用作癫痫等某些类型神经系统疾病的诊断工具，以及人类认知研究中的研究工具。尽管应用广泛，EEG 的一个主要局限性在于难以精确地将所记录的时间动态特征与潜在的神经信号相对应7,8,9。

目前，越来越多的脑电图（EEG）数学模型被开发出来，以增进对大脑功能的理解10,11,12,13,14,15。现有的大多数EEG模型是基于在自发活动期间，将模型预测输出的频域特征与EEG数据频谱进行拟合而建立的，而能够生成逼真的感觉诱发电位的EEG模型却非常少见。在此背景下，EEG与局部场电位（LFP）的同步记录将为开发更精确的EEG数学模型提供重要的见解和约束条件。

为满足同步记录以进一步探究脑电图（EEG）神经起源的需求，我们建立了一种可在麻醉大鼠新皮层中同步记录EEG与多层局部场电位（LFP）信号的方法。该实验装置与此前在灵长类动物中开展的同步EEG/LFP研究类似。16,17我们进一步通过比较双侧脑电图记录，研究了在颅骨上钻孔对孔周脑电图记录的影响，即，一侧半球有颅骨钻孔，另一侧半球完整）且无感觉刺激的情况下进行。我们的结果表明，可以简单而有效地开展同步的脑电图/局部场电位（EEG/LFP）记录，且颅骨钻孔对脑电图信号的失真影响很小。

方案

所有实验均按照英国国内事务部法规（《1986年动物（科学程序）法案》）进行，并已获得英国雷丁大学研究伦理委员会的批准。

1. 动物准备

注意：所有实验均使用雌性 Lister Hooded 大鼠。本实验为非存活性操作。

  1. 使用实验室天平记录大鼠的体重。
  2. 在麻醉舱内以5%异氟烷和1 L/min的氧气流速对大鼠进行麻醉。
  3. 将大鼠置于立体定位仪上，其身体下方垫有纸巾，并通过咬合杆固定其牙齿。纸巾有助于更方便地插入加热垫（见步骤2.3），并在实验过程中接住大鼠可能排出的排泄物。
  4. 通过安装在鼻夹适配器上的硬质塑料鼻罩，以3%异氟烷浓度和0.5 L/min的氧气流速持续给予异氟烷。将鼻罩连接至小型动物异氟烷麻醉系统。

2. 手术步骤

  1. 将恒温加热垫置于大鼠所躺的纸巾下方，用两个耳杆固定大鼠头部，并使用直肠温度计监测其体温。
  2. 剃除大鼠头部顶部的毛发。
  3. 涂抹眼药膏以防止角膜干燥。
  4. 在暴露颅骨之前，将利多卡因滴剂涂抹于头皮，并轻柔按摩至皮肤吸收。
  5. 使用手术刀在头皮上做一条长约2-3 cm的正中切口，以暴露颅骨表面。
  6. 使用雅克特刮匙和一对带齿且弯曲的解剖镊，仔细将对侧于待刺激的胡须垫的颞肌从颅骨上分离。必要时用棉签清洁颅骨。
  7. 使用编织丝线的不可吸收缝合线，将分离的肌肉与头皮打结固定，然后将缝合线牢固地绑在立体定位仪框架上18.
  8. 使用立体定位坐标定位桶状皮层，即人字缝前2.5 mm，中线外侧6 mm19在体感皮层位置用铅笔或记号笔标记一个点。
  9. 在标记位置使用牙科钻头钻孔。为防止钻孔过程中颅骨过热，每隔10–15秒向操作区域滴加无菌生理盐水（氯化钠0.9%）。钻孔过程包括以下三个步骤：
    1. 钻一个直径为 < 使用4号钻头（直径0.055英寸）在颅骨上钻入2 mm，注意避免钻入硬脑膜。
    2. 使用直径为 #1/4（0.019 英寸）的钻头将孔的底部磨薄至半透明状。
    3. 使用27 G针头刺穿硬脑膜，以便插入微电极。
  10. 将固定在立体定位仪上的大鼠转移至安装在振动隔离工作台上的法拉第笼内。
  11. 将连接至血氧仪控制单元的血氧传感器夹固定在大鼠后爪上，以连续监测以下生理参数：心率、呼吸频率、动脉血氧饱和度、脉搏波幅度和呼吸波幅度。这些参数持续显示在电脑显示器上，反映大鼠的生理状态和麻醉深度。
  12. 更换用于异氟烷给药的硬塑料鼻锥以及大鼠适配器的鼻夹，改用配备透明软质鼻锥的Microflex呼吸器，该鼻锥经过改装（图1A以便在不干扰异氟烷给药的情况下，轻松刺激胡须垫的一侧。
  13. 将两个不锈钢刺激电极插入鼻锥切口暴露的胡须垫区域。
  14. 将刺激电极连接至隔离式电流刺激器。
  15. 用镊子提起颈部中线处的皮肤，用剪刀做一条1~2 cm的切口，以备放置参考电极。注意不要剪到肌肉组织。

3. 共定位 EEG/LFP 设置

  1. 使用棉签清洁并擦干颅骨钻孔周围的区域。
  2. 小心地将导电脑电膏涂抹在脑电蜘蛛电极的一个平坦侧面上。在蜘蛛电极上留出一小块未涂脑电膏的区域，以便多层微电极穿过该孔洞时不会接触到脑电膏和蜘蛛电极，从而防止脑电电极与微电极之间产生电接触。
  3. 将蜘蛛电极对准颅骨上的钻孔，使涂有脑电膏的一面朝向颅骨。
  4. 小心地将蜘蛛电极按压到颅骨上，通过脑电膏使其与颅骨形成牢固接触。使用注射器针头清除遮挡钻孔的多余脑电膏。
  5. 清除蜘蛛电极外围多余的脑电膏，使蜘蛛电极与颅骨的接触范围严格限制在电极尺寸之内（图1B）。

神经科学实验装置；脑电图电极、微电极、刺激；手术示意图。
图1：同步记录脑电图（EEG）与局部场电位（LFP）的通用装置示意图。（A）该装置包括一个改良的鼻锥，便于在异氟烷麻醉下对胡须垫进行刺激；两个刺激电极插入胡须垫内；一个蜘蛛电极置于颅骨上，位于刺激电极对侧的桶状皮层上方；一个多通道微电极通过蜘蛛电极插入桶状皮层；参考电极则置于大鼠颈部后方的切口内。（B）通过显微镜观察，蜘蛛电极由脑电膏牢固地固定在颅骨上。微电极插入在蜘蛛电极下方颅骨钻出的骨孔中。头皮由手术缝线（缝合线）固定于立体定位仪框架上。请点击此处查看该图的放大版本。

  1. 将脑电膏涂抹于脑电参考电极上，并将其牢固地置于大鼠颈部后方的切口内。
  2. 通过被动信号分离器将脑电电极连接至前置放大器，以获取低阻抗信号（图2）。确保蜘蛛电极的阻抗低于5 kΩ。若阻抗过高，请检查脑电膏是否与颅骨良好接触，并确认电极已牢固压紧在脑电膏上；必要时可添加更多脑电膏。
  3. 在立体定位仪框架上安装微型操纵器臂。将一根线性16通道微电极（通道间距100 µm，每个记录位点面积为177 µm2）连接至一个16通道急性记录头级放大器，并将其牢固夹持在微型操纵器臂上。
  4. 将脑电膏涂抹于脑电和微电极的参考电极上，然后将其牢固地置于切口内（图1A）。
  5. 调整微型操纵器臂的角度，使微电极垂直于皮层表面。该角度通常在25–35°之间。
  6. 在显微镜下旋转微型操纵器旋钮，缓慢下放微电极，使其尖端对准颅骨钻孔底部的小开口，直至最上方的电极刚好穿透皮层表面。操作时需格外小心，避免强行将微电极压向硬脑膜表面，以防电极断裂。
  7. 将16通道微电极与前置放大器连接，前置放大器通过光纤电缆连接至数据采集单元（图2）。
  8. 打开前置放大器、数据采集单元以及与之相连的计算机。开启刺激器设备。
  9. 通过缓慢旋转微型操纵器的z轴旋钮，将微电极垂直插入皮层表面，至深度达1,500 µm20。
  10. 通过向胡须垫施加一串刺激，并在PC显示器上使用安装于计算机的数据采集系统软件观察16通道诱发电场电位（LFP），从而微调插入深度。仔细调节微型操纵器的z轴旋钮，直至第7通道附近出现最大幅度的诱发电场电位（因该位置对应于皮层IV层）。
    注：同侧脑电电极设置：在某些实验中，第二个蜘蛛电极被放置于完整颅骨上同侧桶状皮层区域。该设置可在静息状态下实现双侧脑电记录，以研究钻孔对脑电信号的影响。
    注：设置脑电电极的手术步骤与上述描述相同，唯一区别是在步骤2.6中，需将头部两侧的颞肌小心地从颅骨上分离，缝合并牢固地固定至立体定位仪框架的相应侧。
    注：同步脑电/局部场电位（LFP）记录设置也与上述相同，额外步骤为：将第二个蜘蛛电极涂上脑电膏后，牢固压紧于同侧桶状皮层上方的颅骨上。

神经科学实验示意图：脑电图、微电极信号、数据采集、法拉第笼装置。
图 2. 信号流程示意图。 将大鼠置于法拉第笼内。刺激电极接收来自刺激器盒的指令，该刺激器盒由安装在计算机上的数据采集单元软件进行控制。微电极记录的神经信号被传输至法拉第笼内的前置放大器。脑电图探针记录的神经信号通过信号分路器传输至前置放大器。前置放大器通过光纤电缆与法拉第笼外的数据采集单元相连。神经数据随后存储在计算机的本地驱动器上，同时可在计算机显示器上实时显示。移动式小动物异氟烷系统从法拉第笼外部输送异氟烷。请点击此处查看该图的放大版本。

4. 电刺激与神经记录

注意：所有神经数据的采样频率为 24.41 kHz，分辨率为 16 位。每次试验包括在试验开始时施加一次电刺激。每次试验持续 10 秒，此时间隔也作为刺激间期（ISI）。每个刺激为持续 0.3 ms、强度为 1.2 mA 的方波电流脉冲。在研究颅骨钻孔效应的双侧实验中，还会记录持续 250 秒的静息状态数据。

  1. 打开正在使用的计算机上的记录软件。
  2. 通过从“OpenProject”的下拉菜单中选择“Load Project…”来加载实验的正确电路。此时将出现一个新窗口（“WorkBench”）（图3）。

OpenWorkbench 软件界面、药物实验数据设置、电路文件管理、采样率
图 3. 数据采集单元软件图形用户界面的显示。 该界面可上传合适的电路，设置刺激参数，并实现数据的记录与可视化。 请点击此处查看该图的放大版本。

  1. 创建一个新目录（软件中称为“Tank”）以存储神经记录数据。
    1. 点击窗口顶部的“File”，然后选择“Data Task Management”。此时将出现一个新窗口（“Tank Management”）。
    2. 在“Tank Management”窗口中，点击鼠标右键以显示菜单，选择“Create New Tank”。此时将弹出另一个新窗口（“Create Data Tank”）。
    3. 在“Create Data Tank”窗口中，选择要创建新数据目录的路径，并输入新目录的名称，然后点击“OK”。该窗口将关闭。
    4. 新目录将出现在“Tank Management”窗口中，但显示为灰色。通过右键点击该目录，并从下拉菜单中选择“Register Tank”，完成注册。此时目录名称左侧会出现一个红色星标和一个绿色箭头，且目录名称变为黑色（图4）。
    5. 在“Tank Management”窗口中，右键点击并选择下拉菜单中的“Refresh Tank List”，以注销所有不再使用的先前目录。
    6. 点击“OK”退出“Tank Management”窗口。

水箱管理设置界面；服务器选择、项目创建选项、模块命名设置。
图 4：显示已注册数据目录的软件图形用户界面。 请点击此处查看该图的放大版本。

  1. 在“Scope”中注册新目录，以在实验期间显示神经信号。
    1. 在“OpenProject”窗口中点击“Scope”图标，将出现一个新窗口（“Scope”）。
    2. 在“Scope”窗口中右键单击鼠标，从下拉菜单中选择“Refresh Tank List”，新目录的名称将以灰色显示。
    3. 点击新目录，其名称左侧将出现一个红色星标和一个绿色箭头，且目录名称变为黑色。
  2. 在“WorkBench”窗口中，点击窗口顶部的“Setup”以设置数据采集的实验参数。新窗口将出现，选择“Sweep loop”，并设置试验时长和需记录的试验次数。
  3. 确认刺激器盒已开启。
  4. 在“WorkBench”窗口中按下“Record”按钮，将弹出一个新窗口。输入您希望为本次实验运行保存的数据文件名称，但此时不要按回车键，因为还需要设置脑电图（EEG）记录参数。
  5. 使用前置放大器上的图形用户界面（GUI）设置脑电图（EEG）记录参数。触摸前置放大器屏幕任意位置以唤醒屏幕，然后选择“Unlock”以解锁显示界面（图5）。
    1. 按下“2: EEG”面板中的左侧图标，将出现新的显示界面。
    2. 按下“Coupling”并选择“AC”。
    3. 按下“Ref Mode”并选择“Local”。
    4. 按下“Samp Rate”并选择“25KHz”。
    5. 按下“OK”返回原始显示界面。

脑电图，SU信号显示；16通道，25kHz设置，电子接口，科学数据分析。
图5：前置放大器上的图形用户界面（GUI）。 该界面可用于设置脑电图记录参数（例如，采样频率和参考电极选择）。请点击此处查看此图的放大版本。

  1. 通过按下“2: EEG”面板中的中间图标来检查EEG探头的阻抗。如果阻抗过高，请向探头添加更多EEG导电膏。按下“OK”返回原始显示界面。
  2. 等待20秒，以避免记录EEG信号初始阶段的波动。
  3. 在等待20秒后，返回PC显示器，然后按键盘上的“Return”键。EEG和LFP信号将开始记录。

5. 数据分析

  1. 逐次对诱发的局部场电位和脑电图信号进行预处理，步骤如下。
    1. 将神经数据在时间上回移20个采样点（相当于0.82 ms）。该延迟由TDT系统中用于采集神经数据的电路产生。通过移动数据，将时间零点与刺激 onset 对齐。
    2. 通过用一条直线连接0毫秒和1毫秒处的数据点，并将0至1毫秒之间的神经数据替换为该直线，以消除刺激伪迹。
    3. 通过减去刺激开始前200 ms神经信号的平均值，对每次试验进行零均值化处理。
    4. 使用4阶低通滤波器将数据在800 Hz以下进行滤波th 使用巴特沃斯IIR型滤波器对数据进行双向滤波，以避免引入任何时间偏移。
    5. 将多层数据在不同动物间进行对齐。针对每只动物的局部场电位（LFP）数据，应用逆向电流源密度分析（样条iCSD，源半径 R = 0.5 mm）21 使用高斯滤波器（λ = 50 µm) 以定位第四层的信号接收区1，由刺激开始后15毫秒内皮层表面下方皮层深度处出现的最大负向峰给出。然后根据动物间汇位置对CSD及相应的LFP数据进行对齐。该共同汇位于IV层，~ 600 µm 软脑膜表面下方。
    6. 比对后，分别使用重对齐后局部场电位信号的第2、7和12通道作为桶状皮层中上粒层、粒层和下粒层神经反应的代表。
  2. 通过将预处理后的数据在100次试验中进行平均，计算平均诱发的局部场电位（LFP）和脑电图（EEG）。
  3. 为了研究颅骨钻孔对脑电图（EEG）的影响，将EEG信号下采样至1,000 Hz，并计算对侧（颅骨有孔）与同侧（颅骨完整）蜘蛛电极在250秒静息状态期间记录信号的功率谱密度（PSD）。PSD使用Matlab中的函数“pmtm”计算，频率范围为0.1–100 Hz，该函数基于多锥法（multitaper method）。22.
  4. 将频率范围划分为以下公认的频段：Delta（δ）：0.1–4 Hz，Theta（θ）：4–8 Hz，Alpha（α）：8–13 Hz，Beta（β）：13–31 Hz，Gamma（γ）：31–100 Hz。计算每个频段内的平均功率谱密度（PSD）。
  5. 在每个频率波段内，计算功率谱密度（PSD）的归一化差异， P错误，使用以下公式计算对侧和同侧脑电图之间的差异：
    误差率公式：(Pc - Pi)/Pi，用于精确度分析的方程。
    其中 Pc 和 Pi 分别为感兴趣频段内对侧和同侧 EEG 的平均功率谱密度。
  6. 在每个频带内，进行单样本 t 检验，以检验以下假设：在 0.05 显著性水平下，两个半球记录的 EEG 信号的功率谱密度（PSD）之间无显著差异。

结果

在适用情况下，对4只大鼠的数据取平均值得到平均时间序列。诱发电脑电图（EEG）反应的幅度，也称为事件相关电位（ERP），通常远小于局部场电位（LFP）的幅度。图6 分别展示了桶状皮层的表层、颗粒层和深层中的平均ERP和LFP。每个图中的误差带表示对应的标准误。可以看出，ERP的幅度约为诱发电位LFP的十分之一。

ERP波形示意图；皮层层：从上颗粒层到下颗粒层；标注振幅和时间尺度。
图6：ERP及上颗粒层、颗粒层和下颗粒层局部场电位（LFP）的平均神经信号（n = 4）。 阴影区域表示标准误。请点击此处查看该图的放大版本。

ERP 与 LFP 时间动态的比较如图7所示。图7A中 ERP 与表层 LFP 的直接叠加显示了这两类神经信号在幅值上的差异顺序。为了比较时间动态特性，ERP 和 LFP 均以其负向峰值幅值进行归一化处理。图7B和7C分别展示了归一化的 ERP 与归一化的表层 LFP 及归一化的颗粒层 LFP 的叠加结果。

从图7B可以看出，ERP的P1和N1峰值比颗粒上层局部场电位（LFP）的相应峰值出现更晚。然而，这两种神经信号的时间特征相似，均为P1先于N1。另一方面，ERP的时间特征与颗粒层（桶状皮层第IV层）LFP明显不同（图7C）。重要的是，它们并非彼此的镜像关系：颗粒层LFP以单一的负向峰值为主（反映皮层第IV层的主要电流汇），而ERP主要由两个极性相反的峰值构成。

诱发电位图；浅层与颗粒层之间诱发电位的比较
图 7：ERP 与 LFP 时间动态特性的比较。 （A）ERP（实线）与浅层 LFP（虚线）叠加。阴影区域表示标准误。（B）归一化 ERP（实线）与归一化浅层 LFP（虚线）叠加。（C）归一化 ERP（实线）与归一化颗粒层 LFP（虚线）叠加。 请点击此处查看该图的放大版本。

通过将蜘蛛电极放置在颅骨上并钻孔，测量ERP信号。为了研究钻孔对脑电图记录的影响，在同侧桶状皮层上方的完整颅骨上放置了另一个蜘蛛电极。通过调节使用的脑电图导电膏量，确保两个蜘蛛电极的阻抗大小相近。本文展示了来自4只大鼠的数据（这些大鼠与上述实验所用大鼠不同）。

图8展示了来自一只大鼠两个电极的同时静息态脑电图记录，其中图8A显示了100秒的数据，矩形框内（20秒）的数据在图8B中被展开。两个脑电信号在振幅范围内表现出高度共变。图9展示了四只大鼠的功率谱密度（PSD），上排图像在频率轴上使用线性刻度，下排图像在频率轴上使用对数刻度，以便更清晰地展示低频范围的细节。从图9可见，不同个体之间的PSD未表现出一致性的偏倚。这一点通过在五个频段内对平均PSD的标准化差异进行单样本t检验得到验证，结果如图10所示。这些频段内的标准化PSD差异均与零无显著差异（p值分别为0.32、0.46、0.85、0.69和0.97）。

比较颅骨信号的脑电图分析图，说明颅骨开孔对脑电波数据的影响。
图8：双侧脑电图记录。（A）静息状态下，颅骨存在钻孔一侧的脑电图记录（黑色），以及对侧颅骨完整半球的同步脑电图记录（灰色）。（B）（A）中矩形框内波形的放大视图。请点击此处查看该图的放大版本。

大鼠的功率谱密度（PSD）图；神经科学实验中的频率分析。
图9：对侧（蓝色）与同侧（红色）脑电图的功率谱密度（PSD）。 每一列显示一只大鼠的PSD。上方图板使用线性频率刻度，下方图板使用对数频率刻度，以便更清晰地显示低频范围内的PSD。 请点击此处查看该图的放大版本。

脑电波频率条形图；显示 δ、θ、α、β、γ 差异的归一化功率谱密度。
图 10：组分析。 对侧与同侧功率谱密度（PSD）在五个频段（Delta、Theta、Alpha、Beta 和 Gamma）上的归一化差异。每个条形表示该频段内的平均归一化差异，误差棒表示标准误。请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

我们描述了一种实验方法，用于同步记录异氟烷麻醉大鼠在胡须垫刺激下共定位的脑电图（EEG）和局部场电位（LFP）信号。将微电极穿过颅骨钻孔处的脑电图蜘蛛电极开孔插入新皮层。电极通过导电粘附性脑电图膏固定于颅骨上23。用于输送异氟烷的鼻罩经过改装，以便刺激电极能够方便地插入胡须垫。

脑电膏能够有效地将蜘蛛电极牢固地固定在颅骨上，同时在实验当天始终提供优异的导电性，无需额外涂抹。它取代了使用胶水将蜘蛛电极边缘固定于颅骨的不理想方法，因为胶水不具备导电性，若渗入颅骨与电极之间，会增加电极阻抗。与脑电凝胶相比，脑电膏具有多项优势：脑电凝胶难以在颅骨钻孔周围塑形，且在实验过程中容易干燥，导致脑电信号质量下降。

将大鼠置于法拉第笼内后，环境引起的电噪声被显著减弱。然而，神经信号有时仍然存在较大噪声。大多数情况下，这是由于参考电极未固定牢固所致，因此需要重新调整或使用更多的脑电膏。另一个常见问题是诱发出的局部场电位（LFP）幅值较小。这可能是由于微电极未准确置于刺激电极所激活皮层区域的中心位置所致。为了避免重新插入微电极对局部神经元造成进一步损伤，我们通常通过调整胡须垫内刺激电极的位置，直至观察到较为理想的LFP幅值（>3 mV）。

该技术的局限性之一是蜘蛛电极的空间分辨率较差，其直径为6 mm，与大鼠颅骨的尺寸相比显得过大。遗憾的是，此处使用的蜘蛛电极已是市面上可购买到的最小型号。未来有必要将蜘蛛电极的直径减小至2–4 mm，从而提高脑电图记录的空间特异性，使脑电图信号与颗粒上层局部场电位信号之间的比较更加明确。

该方案中有几个关键步骤需要特别注意。首先是将微电极穿过颅骨钻孔插入。由于硬脑膜保持完整，插入的精确性至关重要。若电极尖端遇到轻微阻力，通常意味着电极位置不正确，此时必须将电极抬起，调整位置后重新插入。其次是大鼠鼻罩的位置。鼻罩不能过松，否则异氟烷会从鼻罩逸出；也不能过紧，以免阻塞大鼠鼻孔，导致呼吸困难。还需特别注意，脑电图（EEG）记录的信号幅度应明显小于局部场电位（LFP）顶通道记录的幅度（通常小5至10倍）。如果两者幅度相近，则提示EEG探针可能与微电极发生了直接或间接接触。间接接触通常是通过充满颅骨钻孔的脑脊液（CSF）实现的。脑脊液的导电性通常比颅骨高约100倍24,25。因此，若颅骨钻孔内脑脊液液面过高，可能与蜘蛛电极发生接触。为避免此情况，应频繁使用高吸水性棉签（如吸收矛）清洁钻孔。

通过在同侧完整颅骨上的桶状皮层顶部放置另一个蜘蛛电极，以比较双侧脑电图（EEG）记录，研究了颅骨上钻孔（直径<2 mm）对钻孔周围EEG记录的影响。如图9和图10所示的结果表明，在0.05的显著性水平下，该影响不显著。其他影响EEG振幅的因素包括EEG导电膏与颅骨接触的程度、电极压向导电膏的牢固程度，以及导电膏在颅骨上的空间分布范围。

还值得注意的是，本文所述方案记录的是颅骨脑电图（EEG），这与人类脑电图研究中使用的头皮脑电图不同。头皮的作用类似于电阻器或低通滤波器，会进一步降低脑电图记录的信噪比。

最后，ERP 的时间动态与跨皮层层的诱发电位 LFP 的时间动态比较表明，体感诱发电位更能准确反映大脑皮层浅层（supragranular layer）的 LFP，而非颗粒层（granular layer）和深层（infragranular layer）的 LFP。这一结果与我们先前的研究6一致，表明 ERP 的初始正相（P1）与颗粒层兴奋性突触电流流入所产生的回返电流有关，而随后 ERP 的负相（N1）下降可能与丘脑传入信号延迟到达皮层 II/III 层和/或来自更深皮层的前馈信号有关。综上所述，同步记录 EEG 与 LFP 有助于加深对 EEG 神经发生机制的理解，并促进基于跨皮层层神经信号的 EEG 数学建模。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

我们感谢雷丁大学生物资源中心的Andrew Cripps及其团队。本研究由英国生物技术和生物科学研究委员会（BBSRC）资助（项目编号：BB/K010123/1）。与本研究相关的数据可向Y.Z.（ying.zheng@reading.ac.uk）免费获取。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
雌性 Lister Hood 大鼠Charles Rivers
蜘蛛电极Unimed Electrode Supplies LtdSCS24-426
脑电膏：Ten20Unimed Electrode Supplies Ltd10-20-S
带双臂微操的立体定位仪：带 18° 耳棒的双微操立体定位架WPI (World Precision Instruments)502603
异氟烷National Vet Services Limited50878
硬质塑料鼻罩：大鼠用麻醉面罩WPI502054
小动物异氟烷麻醉系统WPIEZ-B800A
恒温加热垫：230V 大鼠保温毯系统Harvard Apparatus UK50-7221-F
眼科软膏：Optixcare 眼部润滑剂Viovet203865
盐酸利多卡因（2% 注射液）Larkmead Vets
Jacquette 刮匙 #1SSE，18 cm，中空WPI503421
带齿弯解剖镊WPI15915
编织丝线，不可吸收缝合线：Mersilk 缝合线 W502HNational Vet Services Limited153746
牙科钻：BONE 微型钻系统 230 VACHarvard Apparatus UK72-4860
无菌生理盐水：0.9% 氯化钠Animalcare Ltd14K26BT
4 号钻头：球磨碳化钨钻头，#4Harvard Apparatus UK72-4958
4 号钻头：球磨碳化钨钻头，#1/4Harvard Apparatus UK72-4962
法拉第笼Newport CorporationVIS-FDC-3600
隔振工作台：Vision IsoStationNewport CorporationM-VIS3660-RG4-325A
血氧仪控制单元及传感器：MouseOxPlus，Starr Life Sciences Corp.WPIO15001
透明软质鼻罩：带大鼠鼻罩的 Microflex 无重复呼吸装置WPIEZ-103A
不锈钢刺激电极PlasticsOneE363/1/SPC
隔离式电流刺激器自制
16 通道微电极，间距 100 μm，每个记录位点面积 177 μm2NeuroNexusA1x16-10mm-100-177-A16
16 通道急性记录头戴装置Tucker David Technologies Inc., TDTRA16AC-Z
前置放大器：Z 系列 64 通道神经数字化前置放大器TDTPZ5-64
被动信号分路器：用于 PZ5 的 32 通道分路盒TDTS-BOX_PZ5
数据采集单元：RZ2 BioAmp 处理器，Z 系列 4-DSP 超高性能处理器TDTRZ2-4
神经生理学软件：OpenEXTDT
MatlabMathWorks
吸收矛Fine Sicence Tools18105-01

参考文献

  1. Mitzdorf, U. Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena. Physiol Rev. 65 (1), 37-100 (1985).
  2. Logothetis, N. K. The Underpinnings of the BOLD Functional Magnetic Resonance Imaging Signal. J Neurosci. 23 (10), 3963-3971 (2003).
  3. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents — EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
  4. Einevoll, G. T., Kayser, C., Logothetis, N. K., Panzeri, S. Modelling and analysis of local field potentials for studying the function of cortical circuits. Nat Rev Neurosci. 14 (11), 770-785 (2013).
  5. Zheng, Y., et al. Balanced excitation and inhibition: Model based analysis of local field potentials. Neuroimage. 63 (1), 81-94 (2012).
  6. Bruyns-Haylett, M., et al. The neurogenesis of P1 and N1: A concurrent EEG/LFP study. Neuroimage. 146, 575-588 (2017).
  7. Nunez, P. L. Electric Fields of the Brain: The Neurophysics of EEG. , Oxford University Press. (1981).
  8. Jackson, A. F., Bolger, D. J. The neurophysiological bases of EEG and EEG measurement: A review for the rest of us. Psychophysiology. 51 (11), 1061-1071 (2014).
  9. Cohen, M. X. Where Does EEG Come From and What Does It Mean? Trends Neurosci. 40 (4), 208-218 (2017).
  10. Bojak, I., Oostendorp, T., Reid, A., Kötter, R. Connecting Mean Field Models of Neural Activity to EEG and fMRI Data. Brain Topogr. 23 (2), 139-149 (2010).
  11. Coombes, S. Large-scale neural dynamics: Simple and complex. Neuroimage. 52 (3), 731-739 (2010).
  12. Deco, G., Jirsa, V. K., Robinson, P. A., Breakspear, M., Friston, K. J. The dynamic brain: from spiking neurons to neural-masses and cortical fields. PLoS Comput. Biol. 4 (8), e1000092(2008).
  13. Pinotsis, D. A., Friston, K. J. Neural fields, spectral responses and lateral connections. Neuroimage. 55 (1), 39-48 (2011).
  14. Riera, J. J., et al. Pitfalls in the dipolar model for the neocortical EEG sources. J Neurophysiol. 108 (4), 956-975 (2012).
  15. Valdes, P. A., Jimenez, J. C., Riera, J., Biscay, R., Ozaki, T. Nonlinear EEG analysis based on a neural mass model. Biol Cybern. 81 (5), 415-424 (1999).
  16. Musall, S., von Pföstl, V., Rauch, A., Logothetis, N. K., Whittingstall, K. Effects of Neural Synchrony on Surface EEG. Cereb Cortex. 24 (4), 1045-1053 (2014).
  17. Snyder, A. C., Morais, M. J., Willis, C. M., Smith, M. A. Global network influences on local functional connectivity. Nat Neurosci. 18 (5), 736-743 (2015).
  18. Mayhew, J., et al. Spectroscopic analysis of neural activity in brain: Increased oxygen consumption following activation of barrel cortex. Neuroimage. 12 (6), 664-675 (2000).
  19. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Academic Press. (2005).
  20. Martindale, J., et al. The hemodynamic impulse response to a single neural event. J Cereb Blood Flow Metab. 23 (5), 546-555 (2003).
  21. Pettersen, K. H., Devor, A., Ulbert, I., Dale, A. M., Einevoll, G. T. Current-source density estimation based on inversion of electrostatic forward solution: Effects of finite extent of neuronal activity and conductivity discontinuities. J Neurosci Methods. 154 (1-2), 116-133 (2006).
  22. Thomson, D. J., et al. Multitaper analysis of nonstationary and nonlinear time series data. Nonlinear and Nonstationary Signal Processing. Fitzgerald, W. J., et al. , 317-394 (2000).
  23. Bae, J., Deshmukh, A., Song, Y., Riera, J. Brain Source Imaging in Preclinical Rat Models of Focal Epilepsy using High-Resolution EEG Recordings. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (100), e52700(2015).
  24. Baumann, S. B., Wozny, D. R., Kelly, S. K., Meno, F. M. The electrical conductivity of human cerebrospinal fluid at body temperature. IEEE Trans Biomed Eng. 44 (3), 220-223 (1997).
  25. Wendel, K., et al. The Influence of Age and Skull Conductivity on Surface and Subdermal Bipolar EEG Leads. Computational Intelligence and Neuroscience. 2010, (2010).
  26. Flemming, L., et al. Evaluation of the distortion of EEG signals caused by a hole in the skull mimicking the fontanel in the skull of human neonates. Clin Neurophysiol. 116 (5), 1141-1152 (2005).

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