需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

建立纯小纤维神经病小鼠模型的瞬时受体电位香草素受体1超强激动剂方法

9.3K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/56651

⸱

2018年2月13日

 ,  , 
1Department of Anatomy, School of Medicine, College of Medicine, Kaohsiung Medical University, 2Department of Medical Research, Kaohsiung Medical University Hospital, 3Department of Medical Research, Ultrastructural Laboratory, Kaohsiung Medical University Hospital

本文内容

摘要

本研究建立了一种使用树脂毒素（RTX）的纯小纤维神经病变实验模型。特定剂量的RTX（50 µg/kg）是构建模拟患者特征的小纤维神经病变模型的最佳选择，有助于研究神经病理性疼痛背后伤害性感受相关分子机制的意义。

摘要

糖尿病（DM）患者或经历化疗药物神经毒性作用的个体可能因小直径感觉神经元的变性和损伤而出现感觉障碍，这种状况被称为小纤维神经病变。现有的小纤维神经病变动物模型同时影响大直径和小直径感觉纤维，从而导致神经病理学改变过于复杂，难以准确评估小直径感觉纤维损伤的特异性效应。因此，有必要建立一种纯小纤维神经病变的实验模型，以充分研究这些问题。本方案描述了一种通过单次腹腔注射树脂毒素（resiniferatoxin, RTX）——瞬时受体电位香草酸亚型1（TRPV1）的超强激动剂——诱导特异性损伤小直径感觉神经的小纤维神经病变实验模型，称为RTX神经病变。该RTX神经病变表现出与小纤维神经病变患者临床特征相似的病理表现和行为异常，包括表皮内神经纤维（IENF）变性、小直径神经元的特异性损伤，以及热觉减退和机械性异常性疼痛的诱导。本方案测试了三种剂量的RTX（分别为200、50和10 µg/kg），并得出结论：诱导典型小纤维神经病变表现需要一个关键剂量的RTX（50 µg/kg），同时建立了一种改良的免疫染色方法，用于检测IENF变性和神经元胞体损伤。该改良方法快速、系统且经济。神经病理性疼痛的行为学评估对于揭示小直径感觉神经的功能至关重要。实验啮齿类动物机械阈值的评估尤为困难，本方案介绍了一种定制的金属网筛装置，适用于啮齿类动物此类评估。总之，RTX神经病变是一种新型且易于建立的实验模型，可用于评估神经病理性疼痛相关的分子机制及干预策略，从而推动治疗药物的研发。

引言

小纤维神经病常表现为神经病理性疼痛，并伴有表皮内神经纤维（IENF）的退变，这种情况常见于多种疾病，如糖尿病（DM），以及化疗药物的神经毒性作用1,2,3,4,5。IENF是位于背根神经节（DRG）中的小直径神经元的外周终末，在IENF发生退变时，这些神经元也会同时受到影响6。例如，已有研究通过激活转录因子-3（ATF3）的上调证明了神经元胞体上游基因转录的改变6,7。此外，通过皮肤活检评估IENF的支配情况，对小纤维神经病的诊断具有重要价值5,8,9。传统上，皮肤活检中IENF的检测依赖于对蛋白基因产物9.5（PGP 9.5）的免疫组织化学染色1,10,11。综上所述，DRG和IENF的病理学特征反映了小纤维神经病背后的神经功能状态，可能作为此类神经病对小直径神经元功能影响的指标。

此前，已有多种实验模型用于研究化疗诱导性神经病变12,13以及由压迫或横断导致的神经损伤14,15,16中的表皮内神经纤维（IENF）变性问题。然而，这些实验模型同时影响了大直径神经，因此无法排除大直径神经受损对所观察到的小纤维神经病变的贡献；例如，通过有害性回撤反应评估温度感觉障碍依赖于功能性的运动神经纤维17,18,19。因此，建立一种纯粹的小纤维神经病变模型，并系统性地研究小直径神经元的胞体及其周围皮肤神经纤维的病理状态，是必要且迫切的。

RTX 是一种辣椒素类似物，也是瞬时受体电位香草酸亚型1（TRPV1）的强效激动剂，该受体参与伤害性感觉信息的传递20,21,22。近期研究表明，外周给予 RTX 可缓解神经源性疼痛23,24,25，而神经节内注射 RTX 可导致背根神经节（DRG）神经元发生不可逆性丢失22。外周给予 RTX 的效应具有剂量依赖性20,26,27，可引起表皮内神经纤维（IENF）的暂时性脱敏或变性。值得注意的是，系统性高剂量 RTX 治疗反而会引发神经病理性疼痛28，表现为小纤维神经病变的症状。这些发现提示，RTX 的给药方式和剂量可产生不同的病理效应和神经元反应；具体而言，外周给药通过局部作用阻断疼痛信号传导29，同时影响神经元胞体，诱发神经病理性行为6。综上所述，这些结果表明 RTX 具有多重效应，并引发了一个问题：是否存在某一特定剂量的 RTX，能够在系统性水平上同时影响外周神经（如外周 IENF）和中枢神经元胞体？若如此，RTX 有可能成为一种特异性作用于小直径神经元、并在临床上模拟小纤维神经病变的潜在工具。例如，临床上的糖尿病（DM）是一种复杂的疾病，涉及代谢紊乱及外周神经的神经病理改变，而这正是小纤维神经病变的主要特征。然而，DM 相关的小纤维神经病变机制中，无法排除代谢紊乱的参与，而该因素可能并非直接影响外周神经的主要因素。因此，研究 DM 相关的小纤维神经病变需要建立一个排除系统性代谢紊乱影响的纯动物模型。本实验方案描述了用于建立典型小纤维神经病变模型的 RTX 工作剂量，该模型包括 IENF 变性和小直径神经元损伤，可通过改良免疫染色分析加以验证。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

所述所有操作均符合实验动物伦理指南30，且该方案已获得中国台湾高雄医学大学动物委员会的批准。

1. RTX 神经病变的建立

注意：RTX 具有神经毒性且危险。接触后会对眼睛、黏膜和上呼吸道产生刺激作用。配制 RTX 时应避免吸入，并佩戴实验室护目镜和实验服。若皮肤接触或操作后，应立即用大量清水冲洗。

  1. 加入1 mg RTX粉末至 200 µL 等体积吐温80与无水乙醇混合液100 µL （每种溶剂）。
  2. 分装 RTX 溶液（12 µL/vial) 并于 -20 °C，最长可保存3个月。此即为RTX储备液；RTX溶液过期后应弃用剩余部分。
  3. 用生理盐水将RTX原液稀释至终体积 600 µL最终RTX溶液的浓度应为0.01%，相当于 1 µg RTX 在 10 µL 溶剂对照液
  4. 使用8周龄成年雄性ICR小鼠（35-40 g）作为实验动物，单次给予RTX溶液（剂量：200、50和 10 µg/kg分别通过微量注射器对小鼠进行腹腔内（i.p.）注射。使用5%异氟烷通过吸入麻醉法对小鼠实施深度麻醉。若小鼠在注射RTX期间出现四肢回缩反应，应延长麻醉吸入时间。  
    示例：如果小鼠体重为40 g，则其将接受 20 µL RTX 溶液的剂量，代表给药剂量 50 µg/kg.
  5. 给予一组小鼠等体积的溶剂（10% Tween 80 和 10% 无水乙醇的生理盐水溶液）作为对照。
  6. RTX 注射后，将小鼠放回塑料笼中，置于 12 小时光照/12 小时黑暗循环环境中，并提供食物和水 随意.

2. 神经病理性行为评估

注意：将动物置于舒适的环境中（步骤 1.6）以促进注射后的恢复。在 RTX 注射后第 7 天（D7），每只动物于同一天内完成热板试验和 von Frey 纤维丝试验，以减少时间偏差并提高行为学测试的效率。将动物转移至安静的房间，环境保持恒定的湿度（40%）和温度（27 °C），以优化动物的适应状态并减少行为学测试期间环境因素的干扰。测试期间避免干扰动物；行为学测试每周定时进行。

  1. 使用热板试验测量热潜伏期
    1. 将动物轻轻放置于金属热板（27 cm × 29 cm）上，热板上方配有透明聚甲基丙烯酸甲酯（Plexiglas）笼子（长 × 宽 × 高：22 cm × 22 cm × 25 cm；图 1A）。将金属热板的温度设定为 52 °C。
    2. 当动物后爪接触热板时，启动热板自带的踩踏式计时器，开始测量动物的热潜伏期持续时间，并观察动物后爪的反应。若动物在热板上出现抖动、舔舐后爪或跳跃行为，立即将其移开，并记录其停留在热板上的持续时间。该持续时间即定义为单个动物的热潜伏期。热潜伏期记录至最接近的 0.1 s。
    3. 每次测试阶段，进行三次试验，每次试验间隔 30 分钟，以确保在最后一次热板测试后动物反应的标准化。若动物在热板上无任何反应，应在 25 秒后停止测试，以避免潜在的组织损伤。
  2. 使用 von Frey 纤维丝试验测量机械阈值
    1. 将动物置于定制金属网（网孔尺寸：5 mm × 5 mm）上，并用半透明圆柱形聚甲基丙烯酸甲酯（Plexiglas）笼子（直径：13 cm；高度：12 cm）覆盖（图 1B），使其适应环境至少 2 小时。
    2. 采用“上下法”31，将不同标称值的 von Frey 纤维丝施加于动物后爪的足底区域，单次纤维丝施加持续时间为 5–8 秒。初始施加力度从一组 von Frey 纤维丝的中等力度开始。
    3. 每次纤维丝施加之间间隔 2 分钟，以优化动物状态的标准化。根据动物上一次的反应调整下一次施加的纤维丝力度。
      注：一组 von Frey 纤维丝包括施加力度为 0.064、0.085、0.145、0.32、0.39、1.1 和 1.7 g 的纤维丝。例如，若初始施加 0.32 g 力度时出现后爪回缩反应，则下一次施加 0.145 g；若未出现爪回缩，则施加 0.39 g。随后根据前述反应依次施加另外四个不同力度的纤维丝，并依据已发表的公式31计算机械阈值。
    4. 每次测试阶段应包括双侧后爪。每侧后爪进行三次试验。将这六个机械阈值的平均值表示为每只动物的平均机械阈值（mg）。

静力学平衡示意图；A：亚克力容器，B：用于物理学研究的网面圆柱形物体。
图1. 用于评估树脂毒素（RTX）诱导的小纤维神经病变小鼠模型神经性疼痛的定制聚甲基丙烯酸甲酯（Plexiglas）笼和金属网装置。 （A，B）这些图示展示了用于测量（A）热痛潜伏期的装置，该装置由一个金属热板（27 cm × 29 cm）和一个透明的聚甲基丙烯酸甲酯笼（长×宽×高：22 cm × 22 cm × 25 cm）组成；以及用于评估（B）机械痛阈值的装置，该装置由一个定制金属网（网孔尺寸：5 mm × 5 mm）和一个半透明圆柱形聚甲基丙烯酸甲酯笼（直径：13 cm；高度：12 cm）组成，适用于RTX诱导的小纤维神经病变小鼠。 请点击此处查看该图的放大版本。

3. 皮肤活检制备及IENF神经支配的评估

  1. 行为学测试后，使用 5% 异氟烷麻醉动物，并通过心脏灌注 0.1 M 磷酸盐缓冲液（PB，pH 7.4）后立即灌注 4% 多聚甲醛（4P）处死动物。
  2. 灌注完成后，切取两只后肢的足垫组织，用 4P 固定液再固定 6 小时，随后将足垫组织转移至 0.1 M PB 中，4 °C 长期保存。
  3. 将足垫组织在 PB 中用 30% 蔗糖进行低温保护过夜，然后沿垂直于足底表面的方向切成 30-µm 厚的切片。对足垫切片依次编号后，置于抗冻液中 -20 °C 保存。
    注：抗冻液的组成为：蒸馏水、乙二醇、甘油和 2×PB，按 3:3:3:1 的比例混合。
  4. 为确保充分取样，选取每第三个足垫切片。
    1. 将选定的足垫切片置于涂覆载玻片上，自然风干。
    2. 在载玻片上覆盖塑料盖板，按标准免疫染色程序进行处理。
      1. 用含 1% H2O2 的甲醇溶液在室温下孵育足垫切片 30 分钟以淬灭内源性过氧化物酶活性，随后在含 0.5% 脱脂奶粉和 0.1% Triton X-100 的 0.5 M Tris 缓冲液（Tris）中封闭 1 小时。
      2. 在 4 °C 下，将足垫切片与兔源性泛轴突标志物 PGP 9.5 抗血清（1:1,000）共同孵育过夜。
      3. 在室温下，用生物素标记的羊抗兔 IgG 二抗孵育足垫切片 1 小时，随后在室温下与亲和素-生物素复合物（ABC）共同孵育 45 分钟。
      4. 用 0.05% 3,3'-二氨基联苯胺（DAB）溶液显色 45 秒，然后用蒸馏水洗涤切片并风干，用于封片。
        注：一抗和二抗均用含 0.5% 脱脂奶粉的 0.5 M Tris 缓冲液稀释。

4. 背根神经节切片制备及损伤小直径神经元的评估

  1. 解剖4th 和 5th 腰段DRG并再固定2小时。
  2. 用30%蔗糖在磷酸缓冲液中对DRG组织进行低温保护过夜，并切至8-µm 厚度依次放置于显微镜载玻片上并标记。将背根神经节切片储存在 -80 °C 冷冻机
  3. 免疫染色DRG切片 80 µm- 以确保充分采样。
    1. 按照足垫切片的免疫染色步骤进行背根神经节（DRG）免疫染色，但双重标记免疫荧光步骤除外。或者，在一抗中加入 ATF3（兔源；1:100），即损伤标志物，以及 peripherin（鼠源；1:800），即小直径神经元标志物。
    2. 在4°C下，将DRG切片与一抗混合液孵育过夜 4 °C.
  4. 将DRG切片与Texas red或异硫氰酸荧光素（FITC）标记的二抗（1:200）在室温下孵育1小时，二抗需与相应的一抗匹配，随后封片以进行定量分析。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

本方案描述了一种新型的RTX神经病变小鼠模型，该模型特异性影响小直径神经元，伴有表皮内神经纤维（IENF）退变，与感觉障碍相关（图2）。根据本方案操作，动物在RTX注射后第7天（D7）出现热痛觉减退和机械性异常性疼痛。为建立这一小纤维神经病变模型，通过腹腔注射（i.p.）给予三组不同剂量的RTX：200、50和10 µg/kg。其中RTX剂量（50 µg/kg）被确定为关键剂量，初步研究表明高剂量RTX（200 µg/kg）导致小鼠死亡率显著升高（图3）。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

临床上迫切需要有效的治疗手段来促进小纤维神经病变患者的功能恢复和生活质量提升。目前，由于对小直径神经元损伤的分子机制缺乏全面认识，尚缺乏针对小纤维神经病变相关感觉障碍的治疗指南。以往的神经病变模型通常同时影响大直径和小直径感觉神经，例如化疗诱导的神经病变12,32,33和机械性诱导的神经病变34,35。因此，在这些神经病变模型的行为学检测中，无法完全排除运动功能减弱和大直径感觉神经损伤所带来的影响。本实验方案介绍了一种新的小纤维神经病变小鼠模型，该模型仅影响小直径感觉神经，并通过IENF变性的病理学和功能学证据加以证实。

RTX 是 TRPV1 的一种超强激动剂，也是辣椒素的类似物，可能在体外培养36和体内系统

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者无任何利益冲突需要披露

致谢

本研究工作得到了中国台湾科技部（106-2320-B-037-024）、高雄医学大学（KMU-M106028、KMU-S105034）以及高雄医学大学顶尖大学计划补助（TP105PR15）的资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
化学试剂
ResiniferatoxinSigmaR8756
Tween 80SigmaP1754
3,3’-diaminobenzidineSigmaD8001
avidin-biotin complexVectorPK-6100
名称公司目录编号备注
一抗
PeripherinChemiconMAB-1527
ATF3Santa CruzSC-188
PGP9.5UltraCloneRA95101
名称公司目录编号备注
二抗
生物素标记的山羊抗兔IgGVectorBA-1000
Texas Red标记的山羊抗小鼠IgGJackson ImmunoResearch115-075-146
异硫氰酸荧光素（FITC）标记的驴抗兔IgGJackson ImmunoResearch711-095-152
名称公司目录编号备注
设备
热板仪IITCModel 39
von Frey纤维丝Somedic Sales AB10-600-0001
名称公司目录编号备注
材料
Shandon盖板Thermo scientific72110017
载玻片架Thermo scientific73310017

参考文献

  1. Shun, C. T., et al. Skin denervation in type 2 diabetes: correlations with diabetic duration and functional impairments. Brain. 127 (Pt 7), 1593-1605 (2004).
  2. Polydefkis, M., et al. The time course of epidermal nerve fibre regeneration: studies in normal controls and in people with diabetes, with and without neuropathy. Brain. 127 (Pt 7), 1606-1615 (2004).
  3. Holland, N. R., et al. Small-fiber sensory neuropathies: clinical course and neuropathology of idiopathic cases. Ann Neurol. 44 (1), 47-59 (1998).
  4. Chaudhry, V., Rowinsky, E. K., Sartorius, S. E., Donehower, R. C., Cornblath, D. R. Peripheral neuropathy from taxol and cisplatin combination chemotherapy: clinical and electrophysiological studies. Ann Neurol. 35 (3), 304-311 (1994).
  5. Mellgren, S. I., Nolano, M., Sommer, C. The cutaneous nerve biopsy: technical aspects, indications, and contribution. Handb Clin Neurol. 115, 171-188 (2013).
  6. Hsieh, Y. L., Chiang, H., Lue, J. H., Hsieh, S. T. P2X3-mediated peripheral sensitization of neuropathic pain in resiniferatoxin-induced neuropathy. Exp Neurol. 235 (1), 316-325 (2012).
  7. Fukuoka, T., et al. Re-evaluation of the phenotypic changes in L4 dorsal root ganglion neurons after L5 spinal nerve ligation. Pain. 153 (1), 68-79 (2012).
  8. Joint Task Force of the, E., et al. European Federation of Neurological Societies/Peripheral Nerve Society Guideline on the use of skin biopsy in the diagnosis of small fiber neuropathy. Report of a joint task force of the European Federation of Neurological Societies and the Peripheral Nerve Society. J Peripher Nerv Syst. 15 (2), 79-92 (2010).
  9. Hsieh, S. T. Pathology and functional diagnosis of small-fiber painful neuropathy. Acta Neurol Taiwan. 19 (2), 82-89 (2010).
  10. Kennedy, W. R., Wendelschafer-Crabb, G. Utility of the skin biopsy method in studies of diabetic neuropathy. Electroencephalogr Clin Neurophysiol Suppl. 50, 553-559 (1999).
  11. Kennedy, W. R. Opportunities afforded by the study of unmyelinated nerves in skin and other organs. Muscle Nerve. 29 (6), 756-767 (2004).
  12. Verdu, E., et al. Physiological and immunohistochemical characterization of cisplatin-induced neuropathy in mice. Muscle Nerve. 22 (3), 329-340 (1999).
  13. Ko, M. H., Hu, M. E., Hsieh, Y. L., Lan, C. T., Tseng, T. J. Peptidergic intraepidermal nerve fibers in the skin contribute to the neuropathic pain in paclitaxel-induced peripheral neuropathy. Neuropeptides. 48 (3), 109-117 (2014).
  14. Hsieh, S. T., Chiang, H. Y., Lin, W. M. Pathology of nerve terminal degeneration in the skin. J Neuropathol Exp Neurol. 59 (4), 297-307 (2000).
  15. Tseng, T. J., Hsieh, Y. L., Ko, M. H., Hsieh, S. T. Redistribution of voltage-gated sodium channels after nerve decompression contributes to relieve neuropathic pain in chronic constriction injury. Brain Res. 1589, 15-25 (2014).
  16. Hsieh, Y. L., Lin, W. M., Lue, J. H., Chang, M. F., Hsieh, S. T. Effects of 4-methylcatechol on skin reinnervation: promotion of cutaneous nerve regeneration after crush injury. J Neuropathol Exp Neurol. 68 (12), 1269-1281 (2009).
  17. Tseng, T. J., Chen, C. C., Hsieh, Y. L., Hsieh, S. T. Effects of decompression on neuropathic pain behaviors and skin reinnervation in chronic constriction injury. Exp Neurol. 204 (2), 574-582 (2007).
  18. Hsieh, Y. L., Chiang, H., Tseng, T. J., Hsieh, S. T. Enhancement of cutaneous nerve regeneration by 4-methylcatechol in resiniferatoxin-induced neuropathy. J Neuropathol Exp Neurol. 67 (2), 93-104 (2008).
  19. Hsieh, Y. L., et al. Role of Peptidergic Nerve Terminals in the Skin: Reversal of Thermal Sensation by Calcitonin Gene-Related Peptide in TRPV1-Depleted Neuropathy. PLoS One. 7 (11), e50805(2012).
  20. Neubert, J. K., et al. Peripherally induced resiniferatoxin analgesia. Pain. 104 (1-2), 219-228 (2003).
  21. Almasi, R., Petho, G., Bolcskei, K., Szolcsanyi, J. Effect of resiniferatoxin on the noxious heat threshold temperature in the rat: a novel heat allodynia model sensitive to analgesics. Br J Pharmacol. 139 (1), 49-58 (2003).
  22. Karai, L., et al. Deletion of vanilloid receptor 1-expressing primary afferent neurons for pain control. J Clin Invest. 113 (9), 1344-1352 (2004).
  23. Apostolidis, A., et al. Capsaicin receptor TRPV1 in urothelium of neurogenic human bladders and effect of intravesical resiniferatoxin. Urology. 65 (2), 400-405 (2005).
  24. Helyes, Z., et al. Antiinflammatory and analgesic effects of somatostatin released from capsaicin-sensitive sensory nerve terminals in a Freund's adjuvant-induced chronic arthritis model in the rat. Arthritis Rheum. 50 (5), 1677-1685 (2004).
  25. Kissin, I., Bright, C. A., Bradley, E. L. Jr Selective and long-lasting neural blockade with resiniferatoxin prevents inflammatory pain hypersensitivity. Anesth Analg. 94 (5), table of contents 1253-1258 (2002).
  26. Helyes, Z., et al. Inhibitory effect of anandamide on resiniferatoxin-induced sensory neuropeptide release in vivo and neuropathic hyperalgesia in the rat. Life Sci. 73 (18), 2345-2353 (2003).
  27. Kissin, I. Vanilloid-induced conduction analgesia: selective, dose-dependent, long-lasting, with a low level of potential neurotoxicity. Anesthesia and analgesia. 107 (1), 271-281 (2008).
  28. Pan, H. L., Khan, G. M., Alloway, K. D., Chen, S. R. Resiniferatoxin induces paradoxical changes in thermal and mechanical sensitivities in rats: mechanism of action. J Neurosci. 23 (7), 2911-2919 (2003).
  29. Iadarola, M. J., Mannes, A. J. The vanilloid agonist resiniferatoxin for interventional-based pain control. Current topics in medicinal chemistry. 11 (17), 2171-2179 (2011).
  30. Zimmermann, M. Ethical guidelines for investigations of experimental pain in conscious animals. Pain. 16 (2), 109-110 (1983).
  31. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  32. Cliffer, K. D., et al. Physiological characterization of Taxol-induced large-fiber sensory neuropathy in the rat. Ann Neurol. 43 (1), 46-55 (1998).
  33. Lipton, R. B., et al. Taxol produces a predominantly sensory neuropathy. Neurology. 39 (3), 368-373 (1989).
  34. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
  35. Ko, M. H., Hsieh, Y. L., Hsieh, S. T., Tseng, T. J. Nerve demyelination increases metabotropic glutamate receptor subtype 5 expression in peripheral painful mononeuropathy. Int J Mol Sci. 16 (3), 4642-4665 (2015).
  36. Jeftinija, S., Liu, F., Jeftinija, K., Urban, L. Effect of capsaicin and resiniferatoxin on peptidergic neurons in cultured dorsal root ganglion. Regul Pept. 39 (2-3), 123-135 (1992).
  37. Caudle, R. M., et al. Resiniferatoxin-induced loss of plasma membrane in vanilloid receptor expressing cells. Neurotoxicology. 24 (6), 895-908 (2003).
  38. Acs, G., Biro, T., Acs, P., Modarres, S., Blumberg, P. M. Differential activation and desensitization of sensory neurons by resiniferatoxin. J Neurosci. 17 (14), 5622-5628 (1997).
  39. Athanasiou, A., et al. Vanilloid receptor agonists and antagonists are mitochondrial inhibitors: how vanilloids cause non-vanilloid receptor mediated cell death. Biochem Biophys Res Commun. 354 (1), 50-55 (2007).
  40. Wu, C. H., Ho, W. Y., Lee, Y. C., Lin, C. L., Hsieh, Y. L. EXPRESS: NGF-trkA signaling modulates the analgesic effects of prostatic acid phosphatase in resiniferatoxin-induced neuropathy. Mol Pain. 12, (2016).
  41. Hsiao, T. H., Fu, Y. S., Ho, W. Y., Chen, T. H., Hsieh, Y. L. Promotion of thermal analgesia and neuropeptidergic skin reinnervation by 4-methylcatechol in resiniferatoxin-induced neuropathy. Kaohsiung J Med Sci. 29 (8), 405-411 (2013).
  42. Chao, C. C., et al. Pathophysiology of neuropathic pain in type 2 diabetes: skin denervation and contact heat-evoked potentials. Diabetes Care. 33 (12), 2654-2659 (2010).
  43. Kim, S. H., Chung, J. M. An experimental model for peripheral neuropathy produced by segmental spinal nerve ligation in the rat. Pain. 50 (3), 355-363 (1992).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

树脂毒素神经病变TRPV1激动剂表皮内神经纤维热痛觉减退机械性痛觉超敏Von Frey纤维丝热板实验背根神经节组织分析免疫染色步骤
建立纯小纤维神经病小鼠模型的瞬时受体电位香草素受体1超强激动剂方法
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。