方法文章

含宏观结构的光学组织仿体的制备与表征

DOI:

10.3791/57031

2018年2月12日

本文内容

摘要

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

光学组织仿体是光学成像系统校准与表征以及理论模型验证的重要工具。本文详细介绍了一种仿体制备方法,该方法包含组织光学特性的复制以及三维组织结构的构建。

摘要

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

新型光学成像技术的快速发展依赖于低成本、可定制且易于重复生产的成像标准物的可获得性。通过模拟成像环境,可避免为验证成像技术而进行昂贵的动物实验。预测并优化成像系统性能 在体离体 成像技术需要在光学特性与目标组织相似的样本上进行测试。组织模拟光学体模为光学系统的评估、表征或校准提供了标准。均匀聚合物光学组织体模被广泛用于在较窄光谱范围内模拟特定类型组织的光学特性。对于表皮和真皮等分层组织,可通过简单堆叠这些均匀平板体模来实现模拟。然而,许多 体内 成像技术被应用于空间结构更为复杂的组织,其中三维结构(如血管、气道或组织缺损)可能影响成像系统的性能。

本方案描述了一种组织模拟体模的制备方法,该体模采用具有组织光学特性的材料,并包含三维结构复杂性。文中提供了用于实现目标光学吸收和散射特性的印度墨水和二氧化钛配方的查找表。同时介绍了表征和调节材料光学特性的方法。本文详述的体模制备技术包含一个内部具有分支结构的模拟气道空腔;然而,该技术可广泛应用于其他组织或器官结构。

引言

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

组织仿体被广泛用于光学成像和光谱仪器的系统表征与校准,包括整合了超声或核医学模态的多模态系统1,2,3,4。仿体为多种生物成像技术的系统表征和质量控制提供了可控的光学环境。组织模拟仿体是预测系统性能和针对特定生理任务优化系统设计的有用工具;例如,可用于预测光谱探针在评估肿瘤边界时的探测深度5。通过调节仿体的光学特性和结构设计,可模拟仪器实际应用中的特定生理环境,从而支持可行性研究和系统性能验证3,6,7。在进入临床前或临床试验之前,使用逼真的光学仿体验证成像系统的性能,可降低在活体研究中发生故障或获取不可用数据的风险。in vivo 研究中发生故障或获取不可用数据的风险。光学仿体的可重复性和稳定性使其成为光学技术中可定制的校准标准,用于监测仪器内和仪器间的变异,特别是在使用不同仪器、操作人员和环境条件的多中心临床试验中尤为关键8,9

组织模拟仿体还可作为可调且可重复的物理模型,用于验证理论光学模型。模拟有助于设计和优化 体内 光学仪器,同时减少动物实验的需求10,11光学模拟的开发与验证,以准确表征 体内 环境可能因组织结构的复杂性、生化成分以及目标组织在体内的位置而变得复杂。个体间的差异使得利用动物或人体测量来验证理论模型具有挑战性。聚合物光学组织仿体通过提供一个已知且可重复的光学环境,可用于研究光子迁移,从而实现对理论模型的验证。12,13,14,15.

为了系统校准,固体光学仿体可由单层均质的固化聚合物构成,其光学散射、吸收或荧光特性针对感兴趣波长进行了调节。分层聚合物仿体常用于模拟上皮组织模型中组织光学性质随深度的变化16,17。这类仿体结构适用于上皮成像与建模,因为每一层内的组织结构相对均质。然而,在其他器官中,更大尺度且更复杂的结构会影响辐射传输。已有方法被开发用于制备更复杂的仿体,以模拟皮下血管18,19甚至整个器官(如膀胱)20的光学环境。由于肺部存在气-组织界面的分支结构,光传输建模面临独特挑战;固体仿体难以准确再现器官内的辐射传输过程21。为描述将复杂结构引入光学仿体的方法,本文介绍一种构建内部可重复分形树状空隙的方法,该空隙代表气道的三维(3D)宏观结构(图1)。

在过去的几十年中,3D打印已成为医疗设备和模型快速成型的主要方法22,光学组织仿体也不例外。3D打印已被用作一种增材制造工具,用于制造带有通道23、血管网络24以及全身体积的小型动物模型25的光学仿体。这些方法通常使用一种或两种具有独特光学特性的打印材料。此外,已有方法被开发用于调节打印材料的光学特性,以模拟一般的浑浊生物组织25,26。然而,可实现的光学特性范围受限于打印材料,通常为丙烯腈-丁二烯-苯乙烯(acrylonitrile butadiene styrene, ABS)等聚合物26,因此该方法并不适用于所有类型的生物组织。聚二甲基硅氧烷(Polydimethylsiloxane, PDMS)是一种光学透明的聚合物,可轻易与散射和吸收颗粒混合,具有更高的可调性27,28。PDMS还曾被用于制作带有动脉瘤模型的仿体,以实现栓塞装置的部署29,30。这些仿体同样利用了可溶解的3D打印部件,但保持光学透明性,以便观察装置的部署过程。在此,我们将该方法与PDMS材料通过散射和吸收颗粒调节其光学特性的能力相结合,制备出小鼠肺组织与气道的初步模型。

尽管本文所述模型专用于肺部,但该方法可适用于多种其他器官。通过3D打印模型的内部结构,可针对不同用途和可打印比例对设计进行定制,无论是血管或淋巴管网络、骨髓,还是心脏的四腔结构31。由于我们关注肺部的光学成像与建模32,33,34,因此选择采用四代分形树作为聚合物模型内部的复制结构。该结构设计用于近似模拟气道的分支结构,并在3D打印过程中使用可剥离支撑材料。若无需可剥离支撑材料,亦可打印解剖结构更精确的气道。尽管此特定模型代表气道,但模型的内部结构不必保持为空腔。当周围聚合物固化且3D打印部件被溶解后,该内部结构可用作流体通道,或作为具有特定吸收和散射特性的材料的二次模具。例如,若本方案中的内部结构设计为数字骨骼而非气道,则可将骨骼结构3D打印后,用具有手指光学特性的PDMS进行翻模,再将其从模型中溶解。留下的空腔随后可填充具有不同光学特性的PDMS混合物。此外,每个模具并不局限于单一可溶部件。例如可构建包含骨骼、静脉、动脉及一般软组织层的手指模型,各部分均可具备各自独特的光学特性。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. 基质材料特性的选择与验证

  1. 在开始模体(phantom)制备过程之前(图1),查找目标生物组织在成像波长下的吸收系数和约化散射系数。初步估计值可参考文献35,36。然而,可能需要对光学系数进行验证。
  2. 利用在488、535、632和775 nm波长下吸收系数µa和约化散射系数µs'的查找表(表1–4图2–3),选择印度墨水和二氧化钛(TiO2)的浓度,以近似所需的光学特性。这些配方专用于聚二甲基硅氧烷(PDMS)制备的模体。由于这些表格仅提供离散波长下的实验数据,可能需要根据具体应用优化配方。
  3. 按照选定的配方制备聚二甲基硅氧烷(PDMS)薄片,以确认其光学特性。
    1. 按照PDMS树脂与固化剂10:1的重量比,将原料按以下顺序倒入混合杯中:PDMS树脂、TiO2、印度墨水、PDMS固化剂。
      注:此处我们测试两种配方:1)每克PDMS中加入2 mg TiO2 + 3.5 µL印度墨水;2)每克PDMS中加入1 mg TiO2 + 10 µL印度墨水。对于每种配方,使用4.5 g PDMS树脂和0.45 g PDMS固化剂,并加入相应量的光学颗粒。
    2. 在高速混合器中(见材料表)混合60秒。若TiO2颗粒粘附在混合杯壁上(高浓度TiO2时较常见),手动搅拌以清除杯底颗粒,然后再次放入混合器中混合30秒。
    3. 将混合物倒入孔板或培养皿中,制成薄层(0.1–1 mm)。
    4. 将薄片置于密闭的负压腔中脱气10分钟,随后放入预热至80 °C的烘箱中加热30–60分钟。取出后冷却至室温。
    5. 从容器中取出冷却后的聚合物薄片,修剪边缘,获得平整均匀的薄片。使用游标卡尺测量薄片厚度。
  4. 使用积分球测量薄片的透射率(T)和反射率(R)。更多细节和操作说明可参见反向叠加倍增法(IAD)手册37
    1. 打开积分球系统的光源和光谱仪。检查系统准直,确保细小的准直光束准确对准积分球的入射口和出射口中心。
    2. 校准积分球系统。
      1. 关闭光源,用盖帽封住积分球出射口,记录三条暗光谱。
      2. 重新打开光源,在出射口加盖帽且入射口为空时获取透射参考值,记录三条光谱。
      3. 使用反射率标准物获取反射率参考测量值。将每个标准物置于积分球出射口处,对每个反射率标准物记录三条光谱。
    3. 测量薄片的透射率。在出射口加盖帽的情况下,将薄片置于积分球入射口进行透射测量,记录三条光谱。
    4. 测量薄片的反射率。移除出射口盖帽,将薄片置于出射口进行反射测量,记录三条光谱。
  5. 使用IAD软件确定光学特性。有关该软件的完整教程可在IAD手册及软件下载包中找到37,38
    1. 对每次测量获得的三条光谱取平均值。
    2. 根据IAD手册37中的公式,将这些测量值转换为R和T值。如有必要,可通过降低光谱采样率来压缩文件大小。
    3. 准备输入文件.rxt(补充材料1),按照IAD手册37的要求包含波长、反射率、透射率和样品厚度信息。在命令提示符(Windows系统)或终端(Mac系统)中导航至正确路径,输入"iad '输入文件名'"以运行IAD程序。软件将生成一个包含估算光学特性的输出文本文件。
  6. 如果测得的光学特性与目标值的偏差超出可接受范围(约±15%),则相应调整配方,并重复步骤1.3–1.5。

2. 可溶解3D打印内部结构的制备

  1. 使用计算机辅助设计(CAD)软件设计内部结构。将结构的实体模型转换为立体光刻文件,以便在3D打印机上进行制造。如果有条件,也可以将分段的CT扫描数据直接转换为立体光刻文件,而无需手动绘制内部结构的实体模型。
    注意:本文所用分形树结构的CAD文件详见补充材料2。本研究使用的打印机为挤出式打印机,因此零件设计时需包含可剥离的支撑材料。
  2. 选择一种可溶解材料用于打印,例如聚乙烯醇(PVA)或高抗冲聚苯乙烯(HIPS)(参见材料表)。使用该可溶解材料打印实体模型。
  3. 当打印件充分冷却后,通过折断、溶解或机械加工方式去除支撑材料。用锉刀或砂纸打磨掉任何明显的表面缺陷。
  4. 对打印件进行蒸汽抛光,以降低表面粗糙度。
    1. 将打印件固定在台钳上,在其底部钻一个通孔,孔径略大于细钢丝或镍钛合金丝,以便穿线。
    2. 将不锈钢丝或镍钛合金丝穿过孔洞,弯折两端并相互钩连,以便将零件完全浸入烧杯中的丙酮蒸气中。将导线和零件放置一旁备用。
    3. 在大烧杯中加入约10%体积的丙酮。将烧杯置于加热板上,加热至100 °C。注意:此步骤应在通风橱中进行,以避免吸入丙酮蒸气。
    4. 当丙酮蒸气在烧杯内壁的冷凝液面上升至约一半高度时,将带有模拟气道的环形导线悬挂在另一根导线上,并置于丙酮蒸气中15–30秒。确保打印件不接触烧杯壁,且多个零件同时抛光时彼此不接触。
    5. 取出打印件,悬挂在空烧杯或容器上方。让其干燥至少4小时。
  5. 根据需要,验证内部结构的尺寸是否在CAD设计的公差范围内。根据精度要求,可使用游标卡尺或三维激光扫描仪对结构进行测量。

3. 耐热模具的构建

注意:准备一个防漏且耐热的模具,用于制作PDMS模体。选择最适合最终模体设计的模具几何形状。此处描述的是一个可重复使用的矩形模具。

  1. 设计用于3D打印的模具实心模型底座。该模具专为基底尺寸为1.17 cm × 1.79 cm的模体设计。模具底座设有一个1 mm厚、5 mm深的凹槽,其内尺寸与模体基底相匹配,以便于拆卸模具侧板,实现模具的拆解与重复使用。
  2. 打印一个带有足够宽度凹槽的模具底座,以固定模具的侧板。
  3. 将侧板放入模具底座的凹槽中。此处使用1 mm厚的聚碳酸酯板材作为模具侧板。
  4. 使用耐高温胶带密封模具的边缘。必须确保所有角落和边缘均被充分密封,胶带中不得有气泡,以防止成型过程中发生任何泄漏。
  5. 将一块聚碳酸酯底板放入步骤3.4中准备好的模具内。该底板与模具侧板相同,为1 mm厚的聚碳酸酯板材,可使模体基底获得光滑表面,避免模具底座3D打印表面的粗糙度。将完全干燥且经蒸汽抛光的部件粘接到底板上,并留出足够的胶水干燥时间。

4. 聚合物模型的制备

注意:请使用步骤1中确定的适用于特定应用的块体基质材料的已验证配方。本方案提供了在535 nm波长下具有40 cm-1的µs'和2 cm-1的µa的健康小鼠肺组织模拟体的制备步骤。在制备过程中,可额外制作一个不含光学颗粒的模拟体作为参考。

  1. 将9.1 g PDMS树脂倒入塑料混合杯中。加入20 mg金红石型TiO2,随后加入35 µl印度墨水。最后将0.91 g固化剂加至混合物上方。按照步骤1.3.2中的混合规程操作。
  2. 将最终的聚合物混合物倒入耐热模具中。
  3. 将少量混合物倒入另一个独立容器中,制备一块聚合物平板,用于确认材料的光学特性。确保倒入足够的聚合物,使平板厚度至少达到100 µm。
  4. 将模拟气道模具和独立的平板一同放入真空干燥箱(钟罩)中进行脱气。启动真空过程。若模拟气道模具中的聚合物开始上升,应缓慢让空气重新进入钟罩以破裂表面气泡,然后再次抽真空。重复此过程,直至聚合物不再明显上升。该过程通常需要5–10分钟,具体时间取决于步骤4.2中夹带空气的量。当PDMS不再上升后,继续脱气15分钟。
  5. 脱气完成后,缓慢将空气重新通入腔室。取出模拟气道模型和聚合物平板,置于水平烘箱中,在80 °C下加热2小时。
  6. 从烘箱中取出模型和平板,冷却20分钟。使用解剖刀拆解聚合物模具,注意不要割伤已固化的聚合物。将基板从模拟气道底座上拆下。
  7. 将模型置于加热(60 °C)的约0.5 M氢氧化钠(NaOH)碱性溶液中,直至内部结构完全溶解。一个光学透明的参考模型有助于判断内部组分的溶解时间。内部结构溶解后,将模型从溶液中取出,并完全干燥(约24小时),之后再进行任何光学测量。

5. 模体制备的验证

  1. 如有需要,可使用高分辨率磁共振成像(MRI)或显微计算机断层扫描(micro-CT)验证模型的几何结构。这些方法可对混浊材料内部结构进行三维验证,轴向分辨率可达<400 µm39,40。或者,可对光学透明的参考模型进行光学成像,以验证打印部分已完全溶解,且残留空腔具有正确的几何形状。
    注:我们已使用North Star Imaging(NSI)X50设备上的显微CT验证了光学不透明模型(2 mg TiO2 + 3.5 µl 碳素墨水)的内部几何结构。该模型在各维度上的成像分辨率为20 µm(补充材料3、4)。
  2. 使用聚合物平板和积分球(见步骤1.5–1.6)验证模型的光学特性。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

为演示模体制造技术,制备了模拟在535 nm波长下测得的健康与炎症小鼠肺组织光学特性的鼠肺组织模体表5)。该感兴趣波长是既往研究中用于重组报告菌株分枝杆菌的tdTomato荧光蛋白的激发波长33. 采用与步骤1.4–1.5中所述相同的方法获取小鼠肺组织的光学测量数据。动物使用已获得德克萨斯农工大学机构动物护理和使用委员会(IACUC)的批准。&M大学。适宜的TiO₂比例2 对535 nm波长的光,印度墨水在健康与炎症的小鼠肺组织中均显示出效果(表5).

具有不同光学特性的材料配方如下所示 表 1-4 以及以图形方式在 图23吸收和散射对颗粒浓度的依赖性总结于 图4<...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

我们已展示一种用于制备光学仿体的方法,该仿体可模拟具有内部分支结构的小鼠肺组织,以再现其内部的气-组织界面。通过在主体聚合物基质中均匀分布特定浓度的光学散射和吸收颗粒,可实现小鼠肺组织的光学特性。这些光学特性可进行调节,以模拟不同生理状态下组织在不同光谱范围内的生理数值(例如,健康组织与病变组织)。光学特性取决于目标波长、基体材料以及仿体中颗粒的浓度。然而,当使用多种颗粒时,散射与吸收之间的关系并不总是直观可预测的41。吸收增加速率不仅依赖于吸收颗粒的浓度,也受散射颗粒浓度的影响;同样,约化散射系数的增加速率也受两者浓度的共同影响(图2-4)。已有研究表明,聚二甲基硅氧烷(PDMS)仿体可在长达1年内保持其光学特性稳定27,28。我们在积分球测量误差范围内(<15%)测得该仿体的光学特性在3周内保持稳定。将这些仿体和标准样品存放在避光容器中,有助于更长期地...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

本工作得到了美国国家科学基金会职业奖(项目编号:CBET-1254767)和美国国家过敏与传染病研究所资助(项目编号:R01 AI104960)的支持。我们衷心感谢Patrick Griffin和Dan Tran在表征测量方面的协助,以及德克萨斯A&M大学超分辨率成像中心(TAMUSRI)提供的支持。&M 心血管病理学实验室用于微计算机断层扫描成像。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
道康宁 Sylgard 184 硅胶封装剂 透明 0.5 kg 套件艾尔斯沃思胶粘剂公司184 SIL ELAST KIT 0.5KG聚二甲基硅氧烷:光学仿体的聚合物基质
白色金红石型二氧化钛粉末大西洋设备工程师公司TI-602用于光学仿体的散射颗粒
Higgins 钢笔用印度墨水Michaels 工艺品商店 10015483用于光学仿体的吸收颗粒
耐热胶带UlineS-7595用于聚合物模具的耐热胶带
Fortus 360mc 3D 打印机Stratasys 公司N/A该型号打印机可切换构建材料与支撑材料
ABS 象牙白模型材料Stratasys 公司SDS-000001用于打印模具部件和/或作为打印内部结构时的支撑材料 
SR-30 可溶性支撑材料Stratasys 公司400638-0001用于打印内部结构的可溶性基础支撑材料
Flacktek 高速混合器Flacktek 公司DAC 150.1 FV用于高效混合聚合物与颗粒 
积分球Edmund Optics 公司58-585用于测量光学特性
聚碳酸酯构建板(1 mm)Stratasys 公司N/A也可使用 Stratasys 打印机上拆下的聚碳酸酯构建板

参考文献

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Curatolo, A., Kennedy, B. F., Sampson, D. D. Structured three-dimensional optical phantom for optical coherence tomography. Opt Express. 19 (20), 19480-19485 (2011).
  2. Miranda, D. A., Cristiano, K. L., Gutiérrez, J. C. Breast phantom for mammary tissue characterization by near infrared spectroscopy. J Phys Conf Ser. 466 (1), 012018(2013).
  3. Solomon, M., et al. Multimodal Fluorescence-Mediated Tomography and SPECT/CT for Small-Animal Imaging. J Nucl Med. 54 (4), 639-646 (2013).
  4. Wagnières, G., et al. An optical phantom with tissue-like properties in the visible for use in PDT and fluorescence spectroscopy. Phys Med Biol. 42 (7), 1415-1426 (1997).
  5. Rajaram, N., Reesor, A. F., Mulvey, C. S., Frees, A. E., Ramanujam, N. Non-Invasive, Simultaneous Quantification of Vascular Oxygenation and Glucose Uptake in Tissue. PLoS ONE. 10 (1), 0117132(2015).
  6. Niedre, M. J., Turner, G. M., Ntziachristos, V. Time-resolved imaging of optical coefficients through murine chest cavities. J Biomed Opt. 11 (6), 064017(2006).
  7. Schmidt, F. E. W., et al. Multiple-slice imaging of a tissue-equivalent phantom by use of time-resolvedoptical tomography. Appl Opt. 39 (19), 3380-3387 (2000).
  8. Cerussi, A. E., et al. Tissue phantoms in multicenter clinical trials for diffuse optical technologies. Biomed Opt Express. 3 (5), 966-971 (2012).
  9. Marín, N. M., et al. Calibration standards for multicenter clinical trials of fluorescence spectroscopy for in vivo diagnosis. J Biomed Opt. 11 (1), 014010(2006).
  10. Alexandrakis, G., Rannou, F. R., Chatziioannou, A. F. Tomographic bioluminescence imaging by use of a combined optical-PET (OPET) system: a computer simulation feasibility study. Phys Med Biol. 50 (17), 4225-4241 (2005).
  11. Wan, Q., Beier, H. T., Ibey, B. L., Good, T., Coté, G. L. Optical Diagnostics and Sensing VII. Coté, G. L., Priezzhev, A. V. , SPIE. (2007).
  12. Chen, C., et al. Preparation of a skin equivalent phantom with interior micron-scale vessel structures for optical imaging experiments. Biomed Opt Express. 5 (9), 3140-3149 (2014).
  13. Pogue, B. W., Patterson, M. S. Review of tissue simulating phantoms for optical spectroscopy, imaging and dosimetry. J Biomed Opt. 11 (4), 041102(2006).
  14. Wróbel, M. S., et al. Use of optical skin phantoms for preclinical evaluation of laser efficiency for skin lesion therapy. J Biomed Opt. 20 (8), 085003(2015).
  15. Cubeddu, R., Pifferi, A., Taroni, P., Torricelli, A., Valentini, G. A solid tissue phantom for photon migration studies. Phys Med Biol. 42 (10), 1971-1979 (1997).
  16. Bae, Y., Son, T., Park, J., Jung, B. Fabrication of a thin-layer solid optical tissue phantom by a spin-coating method: pilot study. J Biomed Opt. 18 (2), 025006(2013).
  17. Park, J., et al. Design and Performance Validation of Phantoms Used in Conjunction with Optical Measurement of Tissue V. Nordstrom, R. J., et al. , SPIE. (2013).
  18. Luu, L., Roman, P. A., Mathews, S. A., Ramella-Roman, J. C. Microfluidics based phantoms of superficial vascular network. Biomed Opt Express. 3 (6), 1350-1364 (2012).
  19. Chen, A. I., et al. Multilayered tissue mimicking skin and vessel phantoms with tunable mechanical, optical, and acoustic properties. Med Phys. 43 (6), Part 1 3117-3131 (2016).
  20. Lurie, K. L., Smith, G. T., Khan, S. A., Liao, J. C., Ellerbee, A. K. Three-dimensional, distendable bladder phantom for optical coherence tomography and white light cystoscopy. J Biomed Opt. 19 (3), 036009(2014).
  21. Golabchi, A., et al. Refractive errors and corrections for OCT images in an inflated lung phantom. Biomed Opt Express. 3 (5), 1101-1109 (2012).
  22. Rengier, F., et al. 3D printing based on imaging data: review of medical applications. Int J Comput Assist Radiol and Surg. 5 (4), 335-341 (2010).
  23. Wang, J., et al. Three-dimensional printing of tissue phantoms for biophotonic imaging. Opt Lett. 39 (10), 3010-3013 (2014).
  24. Ghassemi, P., et al. Evaluation of Mobile Phone Performance for Near-Infrared Fluorescence Imaging. IEEE Trans Biomed Eng. 64 (7), 1650-1653 (2017).
  25. Bentz, B. Z., Chavan, A. V., Lin, D., Tsai, E. H. R., Webb, K. J. Fabrication and application of heterogeneous printed mouse phantoms for whole animal optical imaging. Appl Opt. 55 (2), 280-287 (2016).
  26. Diep, P., et al. Three-dimensional printed optical phantoms with customized absorption and scattering properties. Biomed Opt Express. 6 (11), 4212-4220 (2015).
  27. Pogue, B. W., Patterson, M. S. Review of tissue simulating phantoms for optical spectroscopy, imaging and dosimetry. Journal of Biomedical Optics. 11 (4), 041102-041116 (2006).
  28. de Bruin, D. M., et al. Optical phantoms of varying geometry based on thin building blocks with controlled optical properties. J Biomed Opt. 15 (2), 025001-025010 (2010).
  29. Boyle, A. J., et al. In vitro performance of a shape memory polymer foam-coated coil embolization device. Med Eng Phys. 49, 56-62 (2017).
  30. Hwang, W., Singhal, P., Miller, M. W., Maitland, D. J. In Vitro Study of Transcatheter Delivery of a Shape Memory Polymer Foam Embolic Device for Treating Cerebral Aneurysms. J Med Dev. 7 (2), 020932(2013).
  31. Sgaragli, G., Frosini, M. Human Tuberculosis I. Epidemiology, Diagnosis and Pathogenetic Mechanisms. Curr Med Chem. 23 (25), 2836-2873 (2016).
  32. Mufti, N., Kong, Y., Cirillo, J. D., Maitland, K. C. Fiber optic microendoscopy for preclinical study of bacterial infection dynamics. Biomed Opt Express. 2 (5), 1121-1134 (2011).
  33. Nooshabadi, F., et al. Intravital fluorescence excitation in whole-animal optical imaging. PLoS One. 11 (2), 0149932(2016).
  34. Nooshabadi, F., et al. Intravital excitation increases detection sensitivity for pulmonary tuberculosis by whole-body imaging with beta-lactamase reporter enzyme fluorescence. J Biophotonics. , (2016).
  35. Duck, F. A. Physical Properties of Tissue: A Comprehensive Reference Book. , Academic Press, Inc. (1990).
  36. Tuchin, V. V., Tuchin, V. Tissue optics: light scattering methods and instruments for medical diagnosis. 13, SPIE press. Bellingham. (2007).
  37. Prahl, S. Everything I think you should know about Inverse Adding-Doubling. , Oregon Tech. (2011).
  38. Inverse Adding-Doubling v.3-9-12. , (2014).
  39. Link, T. M., et al. A Comparative Study of Trabecular Bone Properties in the Spine and Femur Using High Resolution MRI and CT. J Bone Miner Res. 13 (1), 122-132 (1998).
  40. Batiste, D. L., et al. High-resolution MRI and micro-CT in an ex vivo rabbit anterior cruciate ligament transection model of osteoarthritis. Osteoarthr cartil. 12 (8), 614-626 (2004).
  41. Greening, G. J., et al. Characterization of thin poly(dimethylsiloxane)-based tissue-simulating phantoms with tunable reduced scattering and absorption coefficients at visible and near-infrared wavelengths. J Biomed Opt. 19 (11), 115002(2014).
  42. Meissner, S., Knels, L., Krueger, A., Koch, T., Koch, E. Simultaneous three-dimensional optical coherence tomography and intravital microscopy for imaging subpleural pulmonary alveoli in isolated rabbit lungs. J Biomed Opt. 14 (5), 054020(2009).
  43. Morris, A. H., et al. A new nuclear magnetic resonance property of lung. J Appl Phys. 58 (3), 759-762 (1985).
  44. Hearon, K., et al. Porous Shape Memory Polymers. Polym Rev (Phila Pa). 53 (1), 41-75 (2013).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

申请许可以重复使用本 JoVE 文章的文本或图表

申请许可

标签

PDMS 3D

相关文章