利用磁性纳米颗粒转导病毒载体对原代小鼠肠道类器官进行遗传工程改造以用于冰冻切片

摘要

我们详细描述了以下操作步骤：1）利用磁性纳米颗粒高效构建用于慢病毒或逆转录病毒转导的肠道类器官；2）对经基因工程改造的类器官制备冷冻切片。该方法为高效调控类器官中的基因表达以研究其下游效应提供了有力工具。

摘要

肠道类器官培养为在体外研究肠道干细胞和隐窝生物学提供了独特的机会，尽管目前在类器官中调控基因表达的高效方法在此领域进展有限。虽然CRISPR/Cas9技术能够对用于类器官生成的细胞进行精确的基因组编辑，但该策略需要通过测序分析进行大量筛选和鉴定，耗时且成本高昂。本文提供了一种高效的病毒转导肠道类器官的详细实验方案。该方法快速且效率高，显著降低了CRISPR/Cas9技术所固有的时间和经济成本。我们还介绍了一种从完整类器官培养物制备冷冻切片的方案，可用于后续的免疫组织化学或免疫荧光染色分析，以验证基因表达或沉默效果。在成功实现病毒载体介导的基因表达或沉默后，可快速评估肠道干细胞和隐窝功能。尽管大多数类器官研究采用体外检测方法，但类器官也可移植至小鼠体内进行体内功能分析。此外，我们的方法在预测药物治疗反应方面具有优势，因为目前可用的治疗方法通常通过调控基因表达或蛋白质功能发挥作用，而非改变基因组。

引言

将小鼠或人类小肠和结肠隐窝细胞在体外长期培养为三维（3D）类器官的能力是一项重大突破，因为这些培养物能够再现体内肠上皮的关键特征^1,2,3。源自原代隐窝的类器官具有自我更新和自我组织的能力，表现出与其来源组织相似的细胞功能。事实上，类器官不仅重现了体内隐窝的结构组织，还保留了多种分子特征，因此为研究正常生理机制和疾病状态提供了有力的工具。例如，类器官研究已揭示了参与组织再生的新分子通路^1,2,3,4,5，以及在病理条件下可能增强功能的药物靶点^6,7。

肠道干细胞的研究备受关注，因为肠上皮是哺乳动物体内再生能力最强的组织之一，每3-5天即可自我更新一次，从而保护机体免受肠道腔内细菌、毒素及其他病原体的侵害。肠道干细胞（ISCs）正是介导这种强大再生能力的关键细胞，因此为研究成体干细胞功能提供了一个独特的范式^1,2。在小鼠中进行的谱系示踪实验表明，分离出的Lgr5阳性干细胞可在体外培养形成三维类器官或称为“迷你肠”（mini-guts），其结构与功能高度模拟体内真实的肠道组织。此外，类器官培养也可通过分离包含前体细胞、肠道干细胞及潘氏细胞的肠隐窝细胞实现，其中潘氏细胞在体内构成上皮干细胞微环境中的关键支持细胞。事实上，利用原代肠隐窝细胞进行类器官培养已发展为一种相对常规的技术，大多数实验室均可借助广泛可得的试剂轻松实施。该模型还适用于通过RNA测序（RNA-Seq）对基因表达进行定量分析，以及通过质谱、免疫组织化学或免疫荧光染色对蛋白质进行检测^2,4,8。此外，还可采用功能获得性（如基因过表达或激活型突变基因表达）或功能缺失性（如基因沉默或功能缺失型突变基因表达）策略来研究功能遗传学²。

重要的是，标准质粒DNA或使用聚凝胺（polybrene）的病毒转导方法在效率低下和毒性较高方面仍是该领域的主要障碍。尽管CRISPR/Cas9技术能够实现精确的基因组编辑，但该方法需要耗时的筛选过程，并随后进行测序验证⁹。本文介绍了一种用于原代肠道类器官的病毒转导方案，通过将病毒颗粒与磁性纳米颗粒偶联并施加磁场，优化了病毒颗粒的递送效率。我们提供了对先前方案^{4,5,10,11,12,13}的关键改进以及提高转导效率的建议。此外，我们还描述了一种从在三维基质胶（matrigel，下文简称基底膜基质或基质）中培养的完整类器官制备冷冻切片的方法，以便进一步进行免疫组织化学或免疫荧光染色分析。

方案

本方案已获得约翰斯·霍普金斯医学机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准。本方案改编自先前已发表的方法^10,11,12,13。

1. 试剂的准备

1. 提前数小时配制新鲜的293T培养基，并在使用前于37 °C水浴中预热至少10分钟（表1）。
2. 准备用于病毒包装的质粒DNA^2,13,14（表2）。
3. 准备所有其他所需材料（材料表）。

2. 慢病毒或逆转录病毒颗粒的制备

1. 人胚胎肾（HEK）293T细胞接种 （第1天）
   1. 用含50 µg/mL多聚-D-赖氨酸的磷酸盐缓冲液（PBS；每皿10 mL）在室温（RT）下孵育1小时，对一个150 mm培养皿进行包被处理。
   2. 吸除磷酸盐缓冲液（PBS）/多聚-D-赖氨酸溶液，并用5 mL PBS洗涤包被后的培养皿两次。
   3. 将293T细胞（8‒10 × 10⁶）接种至293T培养基中（表1），总体积为15 mL。
   4. 在标准组织培养箱中（37 °C，5% CO₂）培养293T细胞过夜。
2. HEK 293T细胞转染（第2天）
   1. 当细胞融合度达到70–80%时进行转染（通常在接种8‒10 × 10⁶个细胞后约24小时）。
   2. 使用高效方法（如商用阳离子脂质体试剂）制备转染混合物（表1‒2，材料表）²。
      1. 将慢病毒DNA质粒构建体¹²（总约24 µg质粒DNA，表2）溶于1.2 mL转染培养基中，于1.5 mL离心管中室温（RT）孵育5分钟（材料表）。
      2. 将转染试剂（36 μL）溶于1.2 mL转染培养基中（材料表），按生产商说明在5 mL离心管中室温孵育5分钟。
      3. 将慢病毒试剂（步骤2.2.2.1）加入转染试剂（步骤2.2.2.2）中，用5 mL移液器缓慢吹打数次，轻轻混匀。
      4. 室温孵育混合物20分钟。
   3. 用5 mL转染培养基轻柔洗涤293T细胞，弃去原液后加入10 mL新鲜转染培养基。
   4. 将DNA-脂质复合物（来自步骤2.2.2.3）逐滴加入293T细胞培养基中，通过水平和垂直方向轻轻晃动培养皿，使DNA-脂质复合物在各培养皿中均匀分布。
   5. 在标准组织培养箱中孵育6小时（37 °C，5% CO₂）。
   6. 孵育结束后，弃去原培养基，更换为20 mL新鲜病毒收集培养基（表1）。
3. 病毒收集（第3–5天）
   1. 将病毒培养基收集至50 mL离心管中，4 °C冰箱保存，用于后续浓缩。
   2. 每隔24小时更换20 mL新鲜病毒收集培养基，并继续培养过夜（约24小时）。在接下来的两天内（第4–5天）重复收集培养基。
   3. 确保第5天后收集的培养基总体积约为60 mL（20 mL/天 × 3天）。
4. 病毒浓缩（第5天）
   1. 将收集的培养基（60 mL）在400 × g条件下离心5分钟。随后将上清液通过0.45 µm孔径滤膜过滤，以去除细胞碎片。
5. 取15 mL过滤后的病毒培养基加入离心过滤装置中（材料表），在4 °C、2,500 × g条件下离心15分钟，实现病毒浓缩。由于病毒无法通过滤膜，将被截留在过滤装置的上层腔室中。
   1. 吸除管中滤过液（下层腔室），将剩余的15 mL病毒收集上清液再次加入同一离心过滤装置中，按上述条件（2,500 × g，4 °C，15分钟）离心，进一步浓缩上清液中的病毒。
   2. 使用同一滤器重复该过程，处理单个转染培养皿产生的60 mL培养基，直至达到理想浓缩倍数（约100倍）。
      注：通常将约60 mL病毒收集培养基浓缩至约600 µL。
   3. 用1 mL移液器从滤器上层腔室中取出浓缩后的病毒，分装至1.5 mL离心管中（每管50–60 µL），于-80 °C保存以备后续使用。浓缩病毒颗粒可保存6–12个月。

3. 分离隐窝

1. 使用 CO₂ 处死小鼠₂ 根据当地IACUC指南。
2. 将安乐死的动物仰卧放置，并用70%乙醇喷洒腹部进行清洗。
3. 从胸骨至腹股沟做纵行正中切口，先切开皮肤，再切开皮下组织。
4. 从胃到盲肠处切除小肠。
5. 在小肠内确定感兴趣区域；隐窝可从十二指肠、空肠和回肠中分离。
6. 使用10 mL注射器，用隐窝分离缓冲液（预冷的含1 mM二硫苏糖醇（DTT）、1%青霉素/链霉素（无Ca²⁺ 和 Mg²⁺）置于10 cm组织培养皿中（表格 1)
7. 去除肠组织周围的脂肪组织，在无菌玻璃板（15 cm × 15 cm）上纵向切开或“剖片”肠组织。
8. 使用细胞刮轻轻刮取肠上皮绒毛。
9. 将小肠切成2‒3厘米长的纵行片段。
10. 使用平头镊子（116 mm）将组织转移至含有预冷PBS的15 mL离心管中。通过手动剧烈振荡约30秒（以相反方向移动试管约60次）清洗组织碎片。
11. 更换 PBS 并重复洗涤，直至 PBS 变澄清。
    注意：我们通常清洗片段 2‒3 次。
12. 将组织置于含有10 mL隐窝解离缓冲液的15 mL锥形管中孵育（表1) 4 ℃下孵育10分钟 °在 PBS 变澄清后，于中等速度的摇床上进行。
13. 用手剧烈振荡试管约30秒（相反方向） ≈60 次），然后用平头镊子将组织转移至另一含有 10 mL 隐窝解离缓冲液的 15 mL 圆底离心管中。将此部分置于冰上孵育。请勿使用第一部分进行类器官培养，因其主要含有绒毛。
14. 重复步骤 3.11‒3.13，共 3‒4 次，收集每次的组分并置于冰上。
15. 选择富含最高百分比肠隐窝的组分，通过扫描200 µ在倒置显微镜下（4倍）观察各组分中的 L 样本。根据先前描述的典型形态识别隐窝图1A)¹⁰.
    注意： 它们呈圆形或椭圆形，含有颗粒状的潘氏细胞。相比之下，绒毛为指状结构，缺乏颗粒状的潘氏细胞。图1B).
16. 将所选组分通过40 µ若需要获得大小相似的隐窝，可使用m细胞筛。或者，若小鼠已与EGFP-Lgr5+背景或其他可识别Lgr5+细胞的合适模型杂交，则可根据绿色荧光蛋白（GFP）通过流式细胞术分离Lgr5+干细胞².
17. 按如下方法计数所选组分中的隐窝总数。
    1. 移液50 µ将选定组分的 L 加入血细胞计数板，使用倒置光学显微镜（4×）计数隐窝数量。使用48孔板时，每孔接种约100个隐窝，以便进行转导实验，每个实验条件下需对3–6个孔进行基因沉默或过表达处理。
    2. 根据每50个隐窝的数量 µL，计算所需隐窝解离缓冲液体积，并将该体积转移至1.5 mL离心管中。
       注意：例如，每50个隐窝中取10个 µL 被计数，6 × 50 µL 或 300 µ300 个隐窝需要 L。
18. 将类器官在1.5 mL离心管中以300 x g离心 g 5 分钟。
19. 小心弃去上清液，用移液管轻轻吸走上层液体，将沉淀重悬于100 μL中 µ生长因子减少的基底膜基质，冰上放置材料表).
20. 将含有基质的隐窝接种到37 °C 预热的 48 孔板（30 µ每孔约100个隐窝）。将培养板置于标准组织培养孵育箱中孵育5–15分钟，以使基质凝胶化（37 °C）。 °C，5% CO₂).
21. 将每块凝胶覆盖250 µL 器官oid 培养（ENR）培养基（表1）并将48孔板放回标准组织培养孵育箱（37 °C，5% CO₂₂)。24小时后检查培养物是否形成小而圆的囊状结构；2‒5天后将出现芽体。
22. 每3天轻轻更换一次ENR培养基。用轻柔的吸力移除旧的ENR培养基，更换时注意不要触碰基质。
23. 每4至7天传代类器官培养物，方法如前所述¹¹.

4. 类器官片段制备

1. 类器官形成后（1‒2 周内）或传代后即可进行转导。单次转导实验中，每种条件需在 48 孔板中准备 2‒3 个孔的类器官培养物，每孔约含 100‒200 个类器官，或每个实验转导条件共含 200‒600 个类器官。
2. 用 250 µL 转导培养基（表 1）替换 ENR 培养基，并在转导培养基中继续培养 3 天或更长时间，直至类器官呈现囊状形态。转导培养基中需同时添加 Wnt3a 和 ROCK 抑制剂（Y27632），以增加干细胞和潘氏细胞的数量；烟酰胺（Nic）可提高培养效率（参见 表 1 中的转导培养基）。
3. 使用 1 mL 移液器及枪头，通过培养基和吹打机械性破坏类器官的圆顶状基底膜基质结构。
4. 将类器官及培养基转移至无菌的 1.5 mL 离心管中。
5. 使用 200 µL 移液器反复吹打约 10‒15 次，进一步机械性破坏基质。
6. 在室温下以 500 × g 离心 5 分钟，收集类器官碎片。
7. 小心使用移液器弃去上清液，并将沉淀重悬于 1 mL DMEM/F12 培养基（表 1）中。
8. 加入 Dispase I（6 µL，10 mg/mL）和 DNase I（2.5 µL，10 mg/mL），用 1 mL 移液器轻轻吹打混匀。
9. 将类器官在 37 °C 下孵育 20 分钟（使用 1.5 mL 离心管）。
10. 加入 500 µL ENR 培养基以终止消化反应；ENR 中的血清可终止该反应。
11. 将类器官细胞通过 20 µm 细胞筛过滤，并以 400 × g 离心 5 分钟收集类器官碎片。
12. 用 150 µL 转导培养基（表 1）重悬类器官碎片。

5. 通过病毒转导对类器官或隐窝细胞进行基因工程改造

注意：参见图2。

1. 在48孔板中，每孔加入200 µL转导培养基接种类器官细胞簇，并在标准组织培养孵箱（37 °C，5% CO₂）中孵育。或者，将新鲜分离的隐窝细胞（约1,000个隐窝）接种于48孔板中，每孔加入200 µL转导培养基，并在标准组织培养孵箱（37 °C，5% CO₂）中孵育。
2. 解冻用于转导的病毒冻存管，每孔48孔板转导需使用约50 µL浓缩病毒，或每孔24孔板转导需使用约100 µL浓缩病毒。
3. 在1.5 mL离心管中，将病毒与12 µL磁性纳米颗粒溶液在室温下孵育15分钟（表3）。
4. 将磁性纳米颗粒溶液与病毒的混合物加入待转导的细胞中。
5. 将细胞培养板置于磁板上，在标准组织培养孵箱（37 °C，5% CO₂）中孵育至少2小时（最长可达约6小时）。

6. 接种感染的类器官片段

1. 将每个孔中感染的类器官细胞团簇和转导培养基转移至1.5 mL离心管中。
2. 在500 × g 条件下离心5分钟。
3. 用轻柔抽吸法弃去上清液，并将含有沉淀的离心管置于冰上冷却5分钟。
4. 加入120 µL基底膜基质，通过缓慢吹打重悬沉淀。
5. 将30 µL基质-细胞混合物滴加至新的48孔板中。
6. 将培养板置于37 °C孵育5–15分钟，直至基质凝固。
7. 向每孔中加入转导培养基，并在标准组织培养孵箱中孵育3–4天（37 °C，5% CO₂）。
8. 3–4天后，在光学显微镜（10倍）下观察培养物，确认细胞团簇已形成类器官结构。随后，轻柔地将转导培养基更换为250 µL ENR培养基。
9. 每3–4天更换一次培养基。

7. 筛选（如适用）

1. 转导后2‒3天，根据需要向转导培养基中加入相应的抗生素或激素用于筛选。
   注意：由于质粒携带嘌呤霉素抗性基因，我们使用嘌呤霉素（2 µg/mL）进行慢病毒转导后的筛选^2,14。

8. 转导成功及基因表达或沉默的确认

1. 若使用 FUGW 慢病毒^2,14，可通过荧光显微镜或流式细胞术检测 GFP 信号，以评估转导效率。
2. 采用定量反转录聚合酶链反应（RT-PCR）对对照组和实验组类器官培养物中的 mRNA 进行定量比较，以验证基因的过表达或沉默效果。
3. 通过 Western Blot 或免疫染色²检测蛋白编码基因表达或沉默后的蛋白水平，以进行确认。

9. 基底膜基质中类器官的冷冻切片

注意：参见图3。

1. 轻轻抽吸去除 ENR 培养基，注意不要扰动基底膜基质，并用 500 µL PBS 轻柔洗涤一次。
2. 加入 1.0 mL 4% 多聚甲醛（PFA）溶液（材料表），在室温下固定类器官 30 分钟。
3. 抽吸去除 PFA，用 1 mL PBS 轻柔洗涤两次。
4. 抽吸去除 PBS，每份样品中加入 1.0 mL 30% 蔗糖缓冲液。将固定的类器官置于冷室、冰箱或冰上，在 4 °C 下孵育 1 小时，以脱水样品。
5. 抽吸去除蔗糖缓冲液，每孔加入足量包埋剂（材料表）覆盖基质层（约 300 µL/孔）。
6. 在室温下孵育 5 分钟。
7. 将样品置于 -80 °C 超低温冰箱中 10 分钟，或直至包埋剂变为固体且呈白色。
8. 将含有冻结包埋剂的培养皿置于室温，使包埋剂边缘轻微融化。使用手术刀将包埋块从孔壁分离。
9. 用镊子取出基质-包埋剂块，并迅速将其放入样品模具（如冷冻模具）中，操作需迅速以防止融化。
10. 用包埋剂完全填充模具，并在 -80 °C 冷冻 30 分钟。
11. 将所得包埋块用于切片，或储存于 -80 °C 超低温冰箱中以备后续使用。

结果

本文介绍一种快速且高效的转导技术，该技术利用暴露于磁场中的磁性纳米颗粒，将慢病毒递送至目标细胞。借助 readily available 的工具，我们不仅将该方法应用于新分离的隐窝细胞的转导（图1A），还成功用于类器官（图2）以及其他对常规转导方法不敏感的细胞类型。慢病毒颗粒可轻松与磁性纳米颗粒偶联，通过使用磁板施加磁场，可高效递送病毒-纳米颗粒复合物。为优化该方法，我们首先测试了携带 GFP 的慢病毒载体，以便通过荧光显微镜观察 GFP 表达来识别转导成功的细胞。在类器官发育的各个阶段均可观察到 GFP 信号，包括早期隐窝细胞形成囊状结构时（图4A），以及后期类器官形成芽状结构时（图4B）。成功转导的肠类器官可进一步进行功能分析，通过染色细胞膜和细胞核以计数总细胞数，并结合谱系标志物（如溶菌酶）标记潘氏细胞，评估发育过程中的变化（

讨论

成年肠道上皮组织的类器官原代培养为研究干细胞功能、肠道上皮稳态及病理过程中的分子机制提供了一种强有力的工具^1,2,3,4。尽管CRISPR/Cas9技术可用于对类器官进行基因工程改造⁹，但其应用受限于必须通过测序分析对目标遗传改变进行大量筛选和筛选。本实验方案的目标是提供清晰简明的操作步骤，并辅以基于视频的教程，介绍利用磁性纳米颗粒将慢病毒或逆转录病毒递送至肠道类器官，随后进行冷冻切片以供进一步分析的方法。

本方案是一种快速高效的方法，用于对肠道类器官进行基因工程改造，并分析从冷冻切片中基因过表达或沉默的影响。图2和图3概述了关键步骤。该策略可用于研究在三维培养条...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
DMEM	Thermo Fisher Scientific	11965092	293T 细胞的基础培养基
DMEM/F12+	Thermo Fisher Scientific	12634010	类器官培养基和类器官消化缓冲液的基础培养基
OPTI-MEM	Thermo Fisher Scientific	11058021	病毒质粒转染培养基
胎牛血清	Corning	35-011-CV	病毒收集培养基和 293T 培养基的组分
青霉素-链霉素（Pen/Strep）	Thermo Fisher Scientific	15140122	类器官培养基和隐窝解离缓冲液的组分
PBS（不含 Ca2+、Mg2+）	Thermo Fisher Scientific	10010049	洗涤缓冲液及隐窝解离缓冲液的组分
Mem-NEAA	Thermo Fisher Scientific	11140050	类器官培养基的组分
GlutamaxII	Thermo Fisher Scientific	35050061	类器官培养基的组分
HEPES	Thermo Fisher Scientific	15630080	类器官培养基的组分
EGF	Millipore Sigma	E9644	类器官培养基的组分
Noggin	Peprotech	250-38 B	类器官培养基的组分
R-spondin	R&D	7150-RS-025/CF	类器官培养基的组分
人重组胰岛素	Millipore Sigma	I9278-5ml	类器官培养基的组分
烟酰胺	Millipore Sigma	N3376-100G	转导培养基的组分
Wnt3A	R&D	5036-WN-010	转导培养基的组分
Y27632	Millipore Sigma	Y0503-1MG	转导培养基的组分
0.5 M EDTA	Thermo Fisher Scientific	15575020	隐窝解离缓冲液的组分
DTT（二硫苏糖醇）	Thermo Fisher Scientific	R0861	隐窝解离缓冲液的组分
Dispase I	Millipore Sigma	D4818-2MG	类器官消化缓冲液的组分
DNase I	Millipore Sigma	11284932001	类器官消化缓冲液的组分
Matrigel（生长因子减少型）	Corning	356231	用于包埋类器官的基质
Opti-MEM	Thermo Fisher Scientific	31985070	病毒生产中用于转染的培养基
ViralMag R/L	Oz Biosciences	RL40200	病毒转导用磁性颗粒
磁力板	Oz Biosciences	MF10000	促进病毒转导的磁力板
Lipofectamine 2000	Thermo Fisher Scientific	11668019	病毒生产中的转染试剂
多聚-D-赖氨酸	Millipore Sigma	A-003-E	接种 293T 细胞前对培养板的包被处理
4% 甲醛溶液	Boster	AR1068	用于固定类器官的溶液
O.C.T. 包埋剂	Thermo Fisher Scientific	4583S	用于类器官的包埋
5 mL Falcon 聚苯乙烯管	Corning	352054
50 mL Falcon 管	Sarstedt	62.547.100
Orbitron rotator II 摇床	Boekel Scientific	260250
Olympus 倒置显微镜 CK30	Olympus	CK30	用于扫描和计数隐窝
Zeiss Axiovert 200 倒置荧光显微镜	Nikon	Axiovert 200	用于观察隐窝中的荧光
Amicon Ultra-15 离心过滤装置（含 Ultracel-100 膜）	Millipore Sigma	UFC910024	用于浓缩病毒
pluriStrainer 20 µm（细胞筛）	pluriSelect	SKU 43-50020	用于制备类器官片段
Falcon 细胞筛	Fisher Scientific	352340	用于隐窝分离后制备大小均一的隐窝
Greiner CELLSTAR 多孔培养板 48 孔（带盖，组织培养处理）	Millipore Sigma	M8937-100EA	用于 D2:D37+D16:D37g 类器官片段
动物品系：C57BL/6J	Jackson Lab	#000664	用于类器官培养