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方法文章

围产期窒息羔羊模型：一种用于新生儿复苏的模型

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DOI：

10.3791/57553

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2018年8月15日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of California Davis, 2Department of Pediatrics, University at Buffalo

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

对胎羊进行侵入性仪器置入，可在高度模拟新生儿的模型中，准确测量循环系统转变过程中的生理参数。

摘要

新生儿窒息每年在全球造成近一百万人死亡，是新生儿早期发病和死亡的主要原因之一。由于需要进行广泛复苏的情况发生频率较低且往往难以预测，开展随机临床试验存在困难，因此目前许多新生儿复苏指南的内容仍存在争议。大多数关于新生儿复苏的研究来源于假人模型，这些模型无法真实反映生理变化，或来源于已经清除肺液并完成从胎儿到新生儿循环转换的仔猪模型。本方案详细描述了如何建立一种围产期窒息新生羔羊模型的逐步操作步骤。该模型具有正在转换过程中的血液循环系统和充满液体的肺部，能够模拟人类新生儿出生后的情况，因此是研究新生儿生理学的优良动物模型。羔羊实验的一个重要局限性是相关成本较高。

引言

在美国，新生儿窒息大约每1000例足月分娩中发生4例，占全球约400万例新生儿死亡的25%1,2。在胎儿自然发育过程中，分娩期间及出生时必须发生一系列适应性变化，以实现从宫内到宫外环境的平稳过渡，此时肺脏将取代胎盘成为气体交换的器官。若新生儿在出生时未能顺利完成这一过渡，将进一步影响复苏效果。当胎儿肺液清除不完全或延迟3,4，或存在持续性肺血管阻力（PVR）升高5等情况时，均会影响通气的有效性，而通气仍是窒息新生儿复苏中最重要的干预措施6。此外，立即钳夹脐带并移除低阻力的胎盘，可能导致心输出量急剧变化，进而引起心肌功能障碍7,8。

由于需要进行积极复苏（如胸外按压和/或肾上腺素给药）的情况较为罕见1,9，目前尚缺乏来自大规模随机临床试验的强有力证据来支持现有的新生儿复苏项目（NRP）指南。许多关于新生儿复苏的转化医学研究采用出生后动物模型（尤其是新生猪）进行，但这些模型无法充分模拟新生儿在产房中所特有的胎儿循环向新生儿循环过渡以及肺内充满液体的生理状态。鉴于从胎儿循环向新生儿循环过渡所面临的独特挑战，围产期窒息性心脏骤停的胎羊模型是研究新生儿复苏生理学的理想模型。

约瑟夫·巴尔克罗特在20世纪30年代对胎羊的研究为胎儿和新生儿生理学奠定了基础1020世纪后半叶th 20世纪，杰弗里·道斯（Geoffrey Dawes）在胎羊模型上开展的创新且严谨的实验，以及随后亚伯拉罕·鲁道夫（Abraham Rudolph）的研究，极大地推动了胎儿心血管和肺部生理学知识的发展11,12近年来，关于胎儿/新生羔羊模型的研究增进了人们对通气对血流动力学影响的理解13,14，氧合作用对肺血管阻力（PVR）的影响15,16，以及脐带夹闭期间发生的循环变化7,17最后，在过去一年中，新生羔羊已成为研究复苏期间血流动力学效应的新型模型。18,19,20将逐步介绍开展羔羊实验所涉及的具体步骤，并详细描述手术器械及实验方法。

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方案

所有实验方案均已获得纽约州立大学布法罗分校机构动物照护与使用委员会（IACUC）的批准。侵入性和非侵入性监测方法的示意图见图1。

1. 动物

  1. 使用经时间标记、Q热血清学阴性且处于妊娠状态的母羊（混合品种，萨福克-多赛特-卡他丁品种），其胎儿羔羊妊娠期为127–143天。
    注：绵羊的妊娠期为145天，而妊娠127天的羔羊行为表现类似于极度早产的婴儿。

2. 术前准备

  1. 在手术前 12 小时对母羊禁食。
  2. 通过静脉注射（IV）给予地西泮（0.25–1.5 mg/kg）和氯胺酮（4 mg/kg）对母羊进行镇静。
  3. 将母羊引导至侧卧位，并置于升降推车上。
  4. 将母羊转移至背卧位，放置于V型手术台上。

3. 麻醉

注意：在剖宫产手术前，母羊需先用安定（diazepam）和氯胺酮（ketamine）进行镇静，并实施气管插管，随后持续吸入异氟烷（1–4%）。麻醉效果通过肌肉张力、眼反射的评估，以及脉搏血氧仪对血氧水平和心率的持续监测来判断。在仪器植入过程中，羔羊会受到母体麻醉的影响，同时也会在仪器植入部位接受局部麻醉。

  1. 使用带套囊的10.0 mm气管插管（ETT）对母羊进行气管插管。将ETT通过声门推进至套囊远端1–2 cm处。充盈ETT套囊，并将ETT固定于母羊下颌以确保其位置稳固。
    1. 当眼睑反射消失时，调整异氟烷浓度（通常2–3%即可）。
    2. 通过常规机械通气（CMV）提供人工呼吸，吸入氧分数（FIO2）设为0.21。设置呼吸机以提供10–15 mL/kg的潮气量。
    3. 将脉搏血氧仪置于母羊舌部，持续监测氧合血红蛋白饱和度。
    4. 使用二氧化碳监测仪测量呼气末二氧化碳（EtCO2）。
    5. 调整FIO2和CMV参数，使氧合血红蛋白饱和度维持在90–97%，呼出CO2分压维持在35–45 mm Hg。
  2. 使用手术固定带将母羊四肢固定于手术台上。
    1. 调整手术台至反向特伦德伦堡位，以减轻对胎儿的压力。
  3. 插入经口胃管以减压并引流胃内容物。
  4. 以10 mL/kg/h的速度补充静脉输液（生理盐水或乳酸林格液）。
  5. 放置直肠温度探头以持续获取核心体温。

4. 手术

注意：剖宫产和胎儿操作被视为急性手术，通过静脉注射戊巴比妥钠 100 mg/kg 对动物实施安乐死。母羊在产下羔羊后被实施安乐死，羔羊在实验结束后被实施安乐死。安乐死的确认依据为心搏停止。同时采用双侧开胸或放血作为辅助安乐死方法。在此情况下，手术过程中不执行无菌技术。但人员在接触动物时仍需穿戴防护装备。

  1. 剃除腹部腹侧的羊毛。
  2. 使用电灼器沿腹白线做一长度为 15–18 cm 的皮肤切口，以暴露筋膜。
    1. 用钝头止血钳施加压力，在腹腔上创建一个小开口。
    2. 保持该开口的同时，将钝头剪刀滑入腹壁。
    3. 使用剪刀完成腹白线的切开。
  3. 在子宫内从腹部定位并牵出胎儿头部。
    1. 用一只手固定胎儿头部，并使用电灼器在子宫壁上（位于羔羊前额处）做一长度为 10 cm 的切口，注意避免损伤任何子叶结构。
    2. 使用Babcock钳在子宫和胎盘的四个对角位置将两层组织一起夹住。
    3. 将羔羊头部经子宫切口牵出至母羊腹腔外。
    4. 在胎儿手术期间，将Babcock钳留在腹腔外。

5. 胎儿气道

  1. 使用带套囊的3.5–4.5 mm气管导管对部分暴露的胎羊进行气管插管。将气管导管经声门推进，超过套囊1 cm。
    1. 充盈套囊，并用脐带绳在导管上打结后绕头固定以固定气管导管。
    2. 将胎羊头部侧倾，使气管导管内的多余胎儿肺液自然引流排出，以模拟分娩过程中肺液的排出。
    3. 在窒息期间阻塞气管导管，以防止喘息时发生气体交换。

6. 颈部血管插管术

  1. 在所有切口部位剃除羊毛，并于皮下注射 1–2 mL 盐酸布比卡因（0.25%）。
    1. 在颈部两侧（距头部约 6 cm 处）气管旁各做一个 3 cm 长的皮肤切口，切口方向应横跨颈部。
    2. 使用电灼器进行切口时需提起皮肤，以避免损伤深层组织。
  2. 使用弯形 Kelly 钳或蚊式止血钳分离筋膜。
  3. 游离右侧颈内静脉和右侧颈总动脉。
    1. 将两根 20 cm 长的 0 号丝线置于上述两根血管下方。
    2. 两根丝线之间应保持 1 cm 的距离（近端至远端）。
    3. 轻轻提起绕在血管上的每根丝线，浅表性地暂时阻断血流，然后使用虹膜手术剪在血管上做 1–2 mm 的横向切口。
  4. 对于颈总动脉，将一根预冲好的 导管（15–17 G）从右侧颈总动脉向尾侧插入，直至主动脉弓，用于血压监测和采血。
    1. 使用近端结扎线完全结扎动脉。
    2. 重复步骤 6.3.2 – 6.3.3。
    3. 插入预冲好的颈动脉导管，并使用远端丝线将导管与动脉一起打三个结固定。
  5. 采用类似技术，将一根预冲好的导管（14–16 G）插入颈内静脉，重复步骤 6.3.2–6.3.3，向尾侧推进 7–10 cm，使其末端位于胸廓入口处（朝向右心房），用于输液、给药以及静脉压测量。
    1. 用肝素化生理盐水检查导管通畅性，然后仅使用近端丝线将血管与导管一起打 2–3 个结完成固定。
    2. 将第二根导管（14–16 G）从同一皮肤切口向前上方插入约 5 cm，用于采集脑循环血液。
    3. 对远端丝线和导管执行步骤 6.5.1 的操作，然后将丝线缠绕在相对的导管线上以固定位置，防止导管扭曲。
  6. 将先前制作的切口在左侧延长成 T 形（1–2 cm）。
    1. 使用张开的弯血管钳抬起左侧颈总动脉。
    2. 在血管周围放置一个 2 mm 的血管周围血流探头，用于测量血流量。
    3. 用一段 1 cm 长的柔性聚合物套管覆盖血流探头，以稳定其位置。
    4. 将血流探头的电缆线置入 T 形切口内，使电缆与血管平行走行。
    5. 缝合皮肤切口，将电缆线及其回路线圈分别打结固定，以防牵拉时影响血流。

7. 大血管操作技术

  1. 取出胎羊以暴露胸部，并用聚乙烯包裹物覆盖暴露的皮肤以防止热量散失。
  2. 将羔羊置于右侧卧位。
  3. 将左前肢环绕颈部以暴露手术区域。
  4. 沿4处浸润注射3 mL盐酸布比卡因（0.25%）th 肋间隙，使用电灼器做一条6 cm的皮肤切口。
    1. 用钝头弯镊小心刺穿肋间肌，环绕至第3肋骨下方rd 肋骨，并从下一肋间隙穿出。注意避免损伤肺或心脏。
    2. 打开止血钳，将一段预先剪好的0号丝线穿过并环绕肋骨。
    3. 重复步骤 7.4.1–7.4.2，将缝线固定在 4 下方th 肋
    4. 用扎带固定每根肋骨。轻轻提起，在第4肋间下方将棉签插入胸腔th 肋间隙
    5. 使用涂药棒保护胸腔内容物，同时用电灼器打开肋间间隙约1 cm，最终切口长度为6–8 cm。确保肺组织未被夹在肋骨结扎线中。
    6. 将肋骨撑开器放入胸腔切口。打开胸腔后，可暴露肺的左上叶、主肺动脉（PA）和动脉导管。
  5. 使用 2 英寸 × 2 英寸的纱布包裹肺部，并轻轻将暴露的组织推离手术区域。
    1. 必要时使用小型手动拉钩以改善视野。
    2. 将预先浸泡在羊膜中的脐带绳（1/4英寸宽，6英寸长）环绕大血管。浸泡脐带绳可减少对血管壁的摩擦（及损伤）。
  6. 用镊子提起心包膜，沿肺动脉主干剪开，注意避免剪到迷走神经。使用涂药棒防止右心房妨碍沿迷走神经侧方剪开心包膜的操作。
  7. 使用双子钳，将钳子从导管/肺动脉切迹处缓慢绕至左肺动脉后方 "环绕" 并从左侧肺动脉的另一侧穿出。此区域下方有许多精细的组织，若遇阻力则不得继续推进。
    1. 当观察到镊子尖端时，仅需张开至足以夹住预先湿润的脐带绳一端的程度。夹紧时仅扣合一个齿位。周围组织可能也会被镊子夹住，若夹得过紧，这些组织可能随脐带绳一同被夹住，导致血管损伤。
    2. 轻轻向后退出镊子，以将胶带拉至合适位置。这一步可为流量探头留出空间，并有助于引导流量探头的插入。图2保护血管切迹部分至关重要，因为这是组织中最脆弱的部位。
  8. 轻轻提起脐带绳，将血管周围血流探针的4–6 mm部分通过已建立的开口，引导探针的L形金属部分环绕血管放置。
    1. 将胶带朝向探头后方，以帮助固定血管位置，并观察L形支架的末端，从而确保滑动闭合装置能够牢固固定。
    2. 确保容器 > 探针尺寸的75%，以确保紧密贴合和准确的流量测量。
    3. 小心地在靠近探针处剪断脐带夹线，并轻柔地拉动另一端，将夹线从血管中取出。若不移除夹线，其将干扰测量结果。
    4. 涂抹超声耦合剂，并调整探头和电缆的位置以提高信号强度和质量。
  9. 重复步骤7.6–7.7.4，针对将一个6–8 mm的血管周围血流探头放置于动脉导管周围的操作。
  10. 移除胸部任何保护性的2英寸×2英寸纱布，使肺复位。
  11. 在流量探头的每个金属支架周围放置一块新的 2 x 2 纱布，以保护肺组织。
  12. 使用锥形针和2.0合成单丝缝线逐层关闭胸腔。用切割针和2.0丝线缝合打结，将流量探头的电缆固定于外层皮肤。

8. 非侵入性测量

  1. 将心电图导联连接至右侧腋窝、左侧腋窝和右侧腹股沟区域（三导联心电图）。使用脉搏血氧仪分别监测右前肢和任一后肢的动脉血氧饱和度（SpO2），以评估导管前和导管后氧合情况。用缝线和不透光敷料将近红外光谱仪（NIRS）监测探头固定于前额。

9. 数据收集

  1. 使用数据采集软件收集并记录数据。图1展示了有创和无创参数，包括：动脉和中心静脉血压、左侧颈总动脉、左侧肺动脉及动脉导管血流、心电图（EKG）、血氧饱和度（SpO2, ）、近红外光谱（NIRS）、呼气末二氧化碳（ETCO2）。
    注意：数据采集所用的软件和设备设置可能有所不同，不在本文讨论范围内。

10. 实验方案

  1. 夹闭并切断脐带，将羔羊从母体腹腔转移至辐射保暖台。
  2. 在窒息期间，插入脐静脉导管以给予肾上腺素（0.01–0.03 mg/kg 静脉注射，依据新生儿复苏指南推荐）。
  3. 插入脐动脉导管以采集动脉导管后血气样本。
  4. 监测羔羊是否即将发生心搏停止，其定义为颈动脉血流和血压检测不到。
  5. 确保有足够人员在场，并分配每人负责以下任务：(1) 管理通气和气道，(2) 实施胸外按压，(3) 给药，(4) 采集血样，(5) 指挥抢救流程。
  6. 通过T型复苏器以35/5 cm H2O的压力开始正压通气（PPV），并启动20分钟计时器以执行实验性复苏方案。 
  7. 通气30秒后，用一只手的拇指和其余手指分别置于胸部两侧开始胸外按压。
    1. 通过收拢手指和拇指进行按压，深度约为胸廓前后径的1/3。
  8. 每3分钟给予一次肾上腺素。
  9. 持续复苏直至自主循环恢复或达到20分钟。
  10. 一旦恢复自主循环，经先前建立的颈静脉导管给予持续静脉输液（5 cc/kg/hr）和芬太尼（0.5–2.0 mcg/kg/hr；根据效应滴定）。在完成20分钟复苏后，对动物实施安乐死。若羔羊在20分钟内未实现自主循环恢复（ROSC），则进行安乐死。 

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结果

对胎羊进行仪器置入后，可记录血流动力学参数（图3 和 图4），随后进行分析与解读（图5）。可频繁采集血样，图6 展示了其中一项实验的 pH 和 PaCO2 数据。偶尔，导管或血流探头可能出现故障或移位，导致无法采集用于分析的数据，如 图7 所示。

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讨论

羔羊模型在体型上与人类新生儿相近，便于进行有创血流动力学变量的监测。胎儿/新生儿羔羊模型作为一种宝贵的研究工具，在深入了解循环系统的过渡过程以及新生儿肺部和心血管生理学方面做出了重要贡献。多年来已建立了多种实验性羔羊模型，用于研究早产羔羊的最佳通气策略13,14,21、动脉导管结扎所致持续性肺动脉高压模型中的肺血流动力学22,23,24、胎粪吸入模型中的肺血管反应性25,26,27，以及胎儿脊髓脊膜膨出28,

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
巴布科克钳Miltex16-44
血压换能器Becton DickinsonP23XL-1使用充满生理盐水的隔膜圆顶
钝头剪刀Miltex98SCS50-56
capnograph飞利浦7900与新生儿流量传感器配合使用
电凝笔Valley Lab287879
电烙器Valley LabSSE2K
弯头镊子Everost711714
数据采集软件Biopac Systems Inc.ACK100W
心电图Biopac Systems Inc.ECG100C
带套囊气管插管Rusch111780035
流调节器Transonic Systems 公司 T403
流速探针Transonic Systems Inc. MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA
胃管Jorgensen Labs Inc.J0106LE分解并引流母羊胃部
理发剪安迪斯公司65340 # 40号剪毛刀头
婴儿辐射保暖台GE 医疗7810
静脉导管Becton Dickinson381234
虹膜手术剪Patterson510585
凯利镊子Patterson510535
蚊式止血钳RICA 外科产品公司1-74
近红外光谱学Nonin Medical Inc. X-100MSensmart Equanox & PureSAT
RSO2 传感器Nonin Medical Inc. 8004CB-NA新生儿 
手术刀柄和刀片Everost707203
缝合线 - 2-0 丝线CovidienSS-695用于将导管固定在血管上
缝线 - 维可莱  2-0EthiconJ269H用于关闭开胸手术切口 
T型复苏器Neo-TeeMCM1050812
脐带结扎Jorgensen Labs Inc.J0025UA
韦特兰德拉钩Miltex11-625

参考文献

  1. Wyckoff, M. H., Berg, R. A. Optimizing chest compressions during delivery-room resuscitation. Semin Fetal Neonatal Med. 13 (6), 410-415 (2008).
  2. Black, R. E., et al. Global, regional, and national causes of child mortality in 2008: a systematic analysis. Lancet. 375 (9730), 1969-1987 (2010).
  3. Guglani, L., Lakshminrusimha, S., Ryan, R. M. Transient tachypnea of the newborn. Pediatr Rev. 29 (11), e59-e65 (2008).
  4. Brown, M. J., Olver, R. E., Ramsden, C. A., Strang, L. B., Walters, D. V. Effects of adrenaline and of spontaneous labour on the secretion and absorption of lung liquid in the fetal lamb. J Physiol. 344, 137-152 (1983).
  5. Lakshminrusimha, S., Saugstad, O. D. The fetal circulation, pathophysiology of hypoxemic respiratory failure and pulmonary hypertension in neonates, and the role of oxygen therapy. J Perinatol. 36 Suppl 2, S3-S11 (2016).
  6. Wyckoff, M. H., et al. Part 13: Neonatal Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 suppl 2), S543-S560 (2015).
  7. Bhatt, S., et al. Delaying cord clamping until ventilation onset improves cardiovascular function at birth in preterm lambs. J Physiol. 591 (Pt 8), 2113-2126 (2013).
  8. Katheria, A. C., Brown, M. K., Rich, W., Arnell, K. Providing a Placental Transfusion in Newborns Who Need Resuscitation). Front Pediatr. 5 (1), (2017).
  9. Kapadia, V. S., Wyckoff, M. H. Drugs during delivery room resuscitation--what, when and why? Semin Fetal Neonatal Med. 18 (6), 357-361 (2013).
  10. Barcroft, J. Researches on Pre-natal Life. 1, Blackwell Scientific Publications. 292(1946).
  11. Dawes, G. S. Foetal and Neonatal Physiosolgy. A Comparative Study of the Changes at Birth. , Yeark Book Medical Publishers. (1968).
  12. Rudolph, A. Congenital Diseases of the Heart: Clinical-Physiological Considerations. , Wiley-Blackwell. 1-24 (2009).
  13. Sobotka, K. S., et al. An initial sustained inflation improves the respiratory and cardiovascular transition at birth in preterm lambs. Pediatr Res. 70 (1), 56-60 (2011).
  14. Polglase, G. R., et al. Positive end-expiratory pressure differentially alters pulmonary hemodynamics and oxygenation in ventilated, very premature lambs. J Appl Physiol (1985). 99 (4), 1453-1461 (2005).
  15. Lakshminrusimha, S., et al. Oxygen concentration and pulmonary hemodynamics in newborn lambs with pulmonary hypertension. Pediatr Res. 66 (5), 539-544 (2009).
  16. Lakshminrusimha, S., et al. Pulmonary hemodynamics in neonatal lambs resuscitated with 21%, 50% and 100% oxygen. Pediatr Res. 62 (3), 313-318 (2007).
  17. Hooper, S. B., et al. Cardiovascular transition at birth: a physiological sequence. Pediatr Res. 77 (5), 608-614 (2015).
  18. Vali, P., et al. Evaluation of Timing and Route of Epinephrine in a Neonatal Model of Asphyxial Arrest. J Am Heart Assoc. 6 (2), (2017).
  19. Vali, P., et al. Continuous Chest Compressions During Sustained Inflations in a Perinatal Asphyxial Cardiac Arrest Lamb Model. Pediatr Crit Care Med. , (2017).
  20. Vali, P., et al. Hemodynamics and gas exchange during chest compressions in neonatal resuscitation. PLoS One. 12 (4), e0176478(2017).
  21. Tana, M., et al. Determination of Lung Volume and Hemodynamic Changes During High-Frequency Ventilation Recruitment in Preterm Neonates With Respiratory Distress Syndrome. Crit Care Med. 43 (8), 1685-1691 (2015).
  22. Morin, F. C. Ligating the ductus arteriosus before birth causes persistent pulmonary hypertension in the newborn lamb. Pediatr Res. 25 (3), 245-250 (1989).
  23. Morin, F. C., Egan, E. A. Pulmonary hemodynamics in fetal lambs during development at normal and increased oxygen tension. J Appl Physiol (1985). 73 (1), 213-218 (1992).
  24. Morin, F. C., Egan, E. A., Ferguson, W., Lundgren, C. E. Development of pulmonary vascular response to oxygen. Am J Physiol. 254 (3 Pt 2), H542-H546 (1988).
  25. Rawat, M., et al. Neonatal resuscitation adhering to oxygen saturation guidelines in asphyxiated lambs with meconium aspiration. Pediatr Res. , (2015).
  26. Chandrasekharan, P. K., et al. Continuous End-Tidal Carbon Dioxide Monitoring during Resuscitation of Asphyxiated Term Lambs. Neonatology. 109 (4), 265-273 (2016).
  27. Lakshminrusimha, S., et al. Tracheal suctioning improves gas exchange but not hemodynamics in asphyxiated lambs with meconium aspiration. Pediatr Res. 77 (2), 347-355 (2015).
  28. Meuli, M., et al. In utero surgery rescues neurological function at birth in sheep with spina bifida. Nat Med. 1 (4), 342-347 (1995).
  29. Meuli, M., et al. Creation of myelomeningocele in utero: a model of functional damage from spinal cord exposure in fetal sheep. J Pediatr Surg. 30 (7), 1028-1032 (1995).
  30. Adzick, N. S., et al. Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. IV. An early gestational fetal lamb model for pulmonary vascular morphometric analysis. J Pediatr Surg. 20 (6), 673-680 (1985).
  31. Harrison, M. R., Bressack, M. A., Churg, A. M., de Lorimier, A. A. Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. II. Simulated correction permits fetal lung growth with survival at birth. Surgery. 88 (2), 260-268 (1980).
  32. Turley, K., et al. Intrauterine cardiothoracic surgery: the fetal lamb model. Ann Thorac Surg. 34 (4), 422-426 (1982).
  33. Reddy, V. M., et al. In utero placement of aortopulmonary shunts. A model of postnatal pulmonary hypertension with increased pulmonary blood flow in lambs. Circulation. 92 (3), 606-613 (1995).
  34. Hemway, R. J., Christman, C., Perlman, J. The 3:1 is superior to a 15:2 ratio in a newborn manikin model in terms of quality of chest compressions and number of ventilations. Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 98 (1), F42-F45 (2013).
  35. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M. Optimal Chest Compression Rate and Compression to Ventilation Ratio in Delivery Room Resuscitation: Evidence from Newborn Piglets and Neonatal Manikins. Frontiers in Pediatrics. 5 (3), (2017).
  36. Solevåg, A. L., et al. Chest compressions in newborn animal models: A review. Resuscitation. 96, 151-155 (2015).

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