方法文章

用于细胞培养和皮肤应用的薄膜复合硅胶弹性体：制造与表征

12.4K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/57573

⸱

2018年7月3日

 ,  ,  ,  ,  , 
1INM - Leibniz Institute for New Materials, 2Department of Materials Science and Engineering, Saarland University, 3University of Applied Sciences Kaiserslautern

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本文介绍了一种用于制备具有不同杨氏模量或厚度的聚合物薄膜复合结构的制造工艺。所制备的薄膜可用于高级细胞培养研究或作为皮肤粘合剂。

摘要

在本实验方案中，我们介绍了用于先进细胞培养应用及皮肤粘合剂开发的薄型弹性体复合膜的制备方法。研究中采用了两种不同的聚二甲基硅氧烷（PDMS 和软性皮肤粘合剂 SSA），以深入探究其生物学效应与粘附特性。该复合膜由柔性背层和粘性表层涂层组成，两层均采用刮刀涂布法制备。本研究考察了复合膜的粘附性能随涂层厚度或表层杨氏模量变化的关系。通过调节 PDMS 基体与交联剂的混合比例来改变其杨氏模量。此外，SSA 膜的厚度在约 16 µm 至约 320 µm 范围内进行调控。采用扫描电子显微镜（SEM）和光学显微镜进行厚度测量。弹性体薄膜的粘附性能强烈依赖于膜厚、聚合物的杨氏模量以及表面特性。因此，研究了这些薄膜在光滑和粗糙玻璃基底上的法向粘附性能。剥离应力和分离功均受硅酮弹性体混合比例的影响。

此外，通过改变置于支撑背衬层上方的软性皮肤粘合剂的厚度，制备了适用于皮肤的贴片。已对L929小鼠成纤维细胞在PDMS薄膜（混合比例10:1）和SSA薄膜（混合比例50:50）上的细胞毒性、增殖及细胞粘附性进行了研究。本文首次并列比较了由这两种聚合物制成的薄型复合薄膜，并对其生物学性能和粘附性能进行了考察。

引言

本方案中介绍了制造薄型弹性体薄膜的详细方法。采用广泛使用的刮刀涂布技术来制备薄型复合薄膜。该制造工艺在聚对苯二甲酸乙二醇酯（PET）薄膜上进行，可实现此类薄膜的大规模后续生产。本方案的重点在于评估可重复性、精确制备复合薄膜的不同层结构，并测定最终复合贴片的生物学性能和粘附性能。有机硅弹性体聚二甲基硅氧烷（PDMS）在生物医学技术中被广泛应用，包括皮肤粘合剂、微流控应用及其他研究领域1,2,3,4。最近，另一类PDMS材料即所谓的柔软皮肤粘合剂（SSAs）已被引入，特别适用于温和的皮肤粘接与脱粘。

硅酮SSA是乙烯基官能化的弹性体，与类似聚合物的区别在于不含增强型二氧化硅5。与其他PDMS类似，通过调节交联剂浓度或固化时间，可在较宽范围内调整SSA的杨氏模量6,7,8 。硅酮弹性体杨氏模量的这种变化会显著影响材料的粘附性能，同时对培养在其表面的原核和真核细胞也产生深远影响9,10,11。在细胞生物学层面，已有研究表明，真核细胞在信号转导层面会响应基质弹性或表面厚度的调节9,10,12,13,14。因此，人们对具有可调机械性能的聚合物在细胞培养中的应用产生了广泛兴趣。重要的是，基于硅酮的弹性体本身表面能较低，无法为真核细胞的培养提供理想条件。氧气等离子体处理是一种广泛应用的技术，可暂时提高PDMS的低表面能，从而增强其剥离强度，减少分子在表面的吸附，同时促进真核细胞的贴附、铺展和增殖15,16,17,18。

除了材料特性外，表面形貌也显著影响细胞黏附以及两种材料之间的黏附相互作用19,20,21,22表面粗糙度对两个表面之间接触的形成具有多种影响：接触面积的减小、粗糙峰周围较高的弹性应变能以及对裂纹扩展的影响均可能改变黏附强度23,24自粘性薄膜与人体皮肤的粘附是一个新兴的应用领域， 例如， 伤口敷料，心电图电极或其他可穿戴电子设备的固定25,26,27,28为了测量自粘材料的粘附性能与表面形貌之间的关系，可在常规粘附力测试中使用具有不同粗糙程度的玻璃基底。8,21此处选择了两种玻璃基底来研究聚合物薄膜的粘附性能。首先，制备了以10:1质量比的PDMS作为背衬层、表面覆盖不同混合比例PDMS的复合薄膜，并对其进行表征。随后，在支撑性PDMS薄膜上，采用等量质量比的组分制备了粘附性SSA层，并调控其薄膜厚度进行进一步研究。

方案

警告：使用前请查阅所有相关的材料安全数据表（MSDS）。本实验方案中使用的某些化学品具有刺激性、急性毒性 和/或致癌性。操作这些化学品时，请务必采取所有适当的安全措施，包括使用工程控制设备（如化学通风柜）和个人防护装备（如安全眼镜、手套、实验服、长裤和封闭式鞋履）。以下部分操作涉及动物细胞系的培养，因此请遵循相应的生物安全规定。化学和生物废弃物的处置须遵守具体的国家和机构法规及建议。

1. 硅弹性体薄膜复合结构的制备

  1. 聚合物的制备
    1. 按10:1的比例制备1.1 g聚二甲基硅氧烷（PDMS），将1.0 g组分A与0.1 g组分B混合。
    2. 在真空条件下，使用高速混合器以2350 rpm转速混合并脱气预聚物3分钟。
    3. 将组分A与组分B的质量比改为45:1和70:1，参照步骤1.1.2所述方法进行制备。
    4. 按50:50的比例制备1 g软性皮肤粘合剂（SSA），因此将0.5 g组分A与0.5 g组分B混合，操作方法同1.1.2所述。
  2. 聚乙烯醇（PVA）涂覆聚对苯二甲酸乙二醇酯（PET）薄膜的制备
    1. 通过将PVA加入去离子水中，配制18%（w/w）的PVA水溶液，并使用磁力搅拌器搅拌过夜。将该溶液储存于4 °C环境中。
    2. 使用刮刀涂布机，设置刮刀间隙为100 µm，移动速度约为2.0 mm/s，制备有效厚度为15 µm的薄膜。
    3. 将薄膜置于95 °C烘箱中加热15分钟。
  3. 采用刮刀法制备PDMS 10:1混合比例的背衬层
    1. 使用自动控制的刮刀涂布机进行薄膜制备。
    2. 用100%异丙醇清洁PET薄膜，并将其放置于刮刀涂布区域的表面上。
    3. 将刮刀置于薄膜上方，通过微调定位螺钉调节厚度。在湿膜制备过程中，设定厚度分别为60 µm、100 µm、200 µm和500 µm。
    4. 使用一次性注射器将步骤1.1中制备的PDMS 10:1聚合物注入刮刀涂布机的储液槽中。启动刮刀移动，速度约为2.0 mm/s。
    5. 将带有PDMS 10:1涂层的PET薄膜从机器中取出，并置于烘箱中，在95 °C下加热1小时，烘箱所在环境的相对湿度应维持在40%至65%之间。
    6. 使用异丙醇和纸巾清洁刮刀。
    7. 对所有所需厚度重复此操作步骤。
  4. 采用刮刀法以不同混合比例制备PDMS顶层
    1. 使用手术刀或剃刀片去除底层薄膜长度方向两侧的窄条部分，以便刮刀能够在PET薄膜上放置并滑动。
    2. 按照步骤1.3.3至1.3.6的操作流程进行。所施加的湿膜厚度为160 µm。
    3. 重复该操作流程，分别以PDMS组分的另外两种混合比例（45:1和70:1）制备两组独立的薄膜。将薄膜储存在方形培养皿中，于室温（约22 °C，相对湿度40%至65%）下保存，以防污染和灰尘附着。
  5. 制备具有不同SSA 50:50层厚度的复合薄膜
    1. 按照步骤1.3所述方法，制备PDMS 10:1作为背衬层的薄膜。
    2. 按照步骤1.4.1和1.4.2的操作流程制备这些薄膜。使用混合比例为50:50的SSA，制备湿膜厚度为40 µm的薄膜。
    3. 对以下额外的湿膜厚度重复该操作：120 µm、300 µm、500 µm。

2. 使用不同表面粗糙度的基底进行正常黏附力测量

  1. 不同表面粗糙度玻璃基板的制备与表征
    1. 使用直径为2 mm的玻璃圆柱体作为“光滑基底”。
    2. 使用玻璃刀从磨砂载玻片上切割出一块尺寸约为 4×4 mm 的“粗糙基底”样品。用研磨性钻石手磨垫打磨，获得一个直径约 3 mm 的圆形区域。
    3. 使用紫外胶将玻璃粘附到铝制锥体上，并在紫外照射室中照射3分钟。
    4. 使用光学显微镜测定基底表面积的半径。根据公式 A = πr² 计算面积。2.
    5. 确定粗糙度参数 Ra 和 Rz （依据：DIN EN ISO 4287，ASME B46.1）使用触针式表面粗糙度仪。
    6. 将样品固定在轮廓仪的样品台上，并使探针（金刚石，标准： 2 µm/60°与样品接触。
    7. 以0.3 mm/s的速度和1 mm的长度记录粗糙度轮廓。
    8. 为分析表面形貌，精确测量1 mm的区域2 使用配套软件操作的触针式表面轮廓仪。
      注意：轮廓仪由外部计算机操作。当x方向位移达到1 mm后，载物台在y方向移动0.001 mm。将记录的.RS3文件导入Surfcom Map Expert软件以生成3D图像。
  2. PDMS或SSA制成的薄膜的常规粘附力测量
    1. 使用剃须刀片将 PET 酒箔上的薄膜切成面积约 4.0 cm² 的小片2 将它们用紫外胶置于载玻片上，用紫外光照射3分钟。
    2. 将聚合物样品安装在样品台上。
    3. 用乙醇轻轻清洁基底表面，并用氮气吹干。
    4. 将安装在铝制锥体上的玻璃基底连接到载荷传感器上。
    5. 使用可调倾角台（测角仪）通过调节基底接近聚合物薄膜时的倾斜角度，精确对齐表面。为此，手动将基底与薄膜接触，调节倾斜角度，直至通过相机图像观察到两个表面完全相互平行。
      注意：载荷传感器与可倾斜平台相连。样品下方放置一个玻璃棱镜，如图所示。 图4，通过两台相机可视化接触区域，并实现基底在聚合物薄膜上的对准。
    6. 将基底移至聚合物薄膜表面，直至达到13 ± 5 kPa的预载应力（图4).
    7. 启动使用 LabView 编写的自定义编程软件包，以控制所需的测量参数，例如停留时间以及接近/ retract 速度。停留时间 t保持 为1秒，接近和分离速度为 30 µm/s 和 10 µm/s 分别。
    8. 在三个独立制备的样品上进行黏附力测量，且在每种薄膜表面的六个不同位置进行测量。
  3. 数据分析与关键力学参数的计算：脱附应力与分离功
    1. 计算应力 静态平衡 ΣF=0 图示；力的表示；物理概念；平衡分析 通过将记录的力除以基底面积 AS.
      应力公式 σ=F/As，表示材料科学中的应力分析，以方程形式呈现。
    2. 测定脱附应力，即法向应力的最大值。
      静力平衡公式，σmax=max(F/As)，与材料应力分析相关。
    3. 通过从拉伸阶段的起始位置减去初始位置来获得位移 Δss0 从样品位置 s结束 解离已完成的位置。将拉伸阶段的起点定义为 s0 = 0.
      熵变公式，Δs = s_end - s_0，热力学方程。
    4. 根据以下公式，利用系统柔量 C 对样品位置的测量值进行校正：
      静力平衡方程，S = S_测 - C*F，数学分析公式。
    5. 在 s 之间对应力-位移曲线进行积分0 和 s结束 以计算分离功。
      静力平衡方程公式；积分学；物理学研究中的力的分解分析
  4. 使用数学计算软件 Origin 计算关键力学参数
    1. 将单次黏附力测量记录的 .dat 文件导入 Origin 表格中。记录的参数包括时间、样品位置和力。将这些参数分别插入 A 列（时间）、B 列（样品位置）和 C 列（力）。
    2. 为确定空白值，取接触聚合物薄膜前约20个力测量值的平均值。将该平均值记为 F偏移量 并将其粘贴到 D 列。
    3. 根据以下公式计算背景校正后的力 F*
      力校准方程，F*=F-F_offset，用于实验中的力偏移校正。
      并将此方程插入 E 列，如下所示。
      颜色测定公式：col(E) = col(C) - F_offset。
    4. 将拉伸阶段的起始点定义为零位移， 即，s0 = 0。因此，确定 s0 并从B列的位移中减去该值，将结果保存在F列：
      线性变换公式，col(F) = col(B) - s₀，数学方程。
    5. 此外，根据机器的柔量校正样品位置。该校正在 G 列中进行。将以下公式插入 G 列
      矩阵列运算公式：col(G) = col(F) - C * col(E)，线性代数概念。
    6. 在下一列 H 中计算应力。因此，将力除以基底面积。插入以下公式
      色谱分离方程：col(H) = col(E)/A。色谱法的数学表达式。
      其中 A 为玻璃基板的表面积，单位为 mm²2 （在2.1中确定）。
    7. 根据应力和位移值计算分离功。因此，将位移沿 x 轴绘制，应力沿 y 轴绘制。对该曲线从 s 开始积分0 s结束 其中 s结束 定义为拉伸应力恢复至零时的位移，即完全脱离已发生。为对图形进行积分，选择积分函数。将计算得到的数值填入第 I 列和第 J 列。

3. 通过扫描电子显微镜（SEM）和光学显微镜对薄膜进行表征

  1. 光学显微镜
    1. 使用剃刀将聚合物薄膜切成小片（约 0.25 cm2），并将其贴附在载玻片边缘。将载玻片垂直置于正置显微镜下，测量薄膜横截面的厚度。
      注意：测量约 ≤ 20 µm 的薄膜厚度时，使用 20X 物镜（NA = 0.45，800 nm 下理论分辨率为 1.1 µm）；测量 20 µm 至 50 µm 范围内的薄膜厚度时，使用 10X 物镜（NA = 0.30，800 nm 下理论分辨率为 1.6 µm）；测量 ≥ 50 µm 的薄膜厚度时，使用 5X 物镜（NA = 0.15，800 nm 下理论分辨率为 3.3 µm）。
  2. 扫描电镜（SEM）检测
    1. 切割 PET 薄膜，取约 2 cm2 的样品贴附于载玻片上，并将其垂直固定在样品台夹持装置内，位置应低于样品台顶面 ≤ 2 mm。
    2. 选择 10 kV 的加速电压、背散射电子探测器（BSD）以及低真空条件（60 Pa）。
    3. 调节图像的焦距、放大倍数、亮度和对比度。
    4. 设置图像采集时间为 28 秒，分辨率为 1024 x 2048 像素。
    5. 将样品台从扫描电镜中取出。

4. 生物学研究

  1. L929细胞的常规培养
    1. 使用小鼠成纤维细胞系 L929 进行研究。将细胞培养于添加 10% 胎牛血清及青霉素和链霉素的罗斯韦尔公园纪念研究所（RPMI）1640 基础培养基中 37 °C，5% CO₂2 在T75细胞培养瓶中培养。当细胞融合度达到约70%至80%时进行传代。
    2. 细胞传代时，吸除培养基，用无钙、无镁的磷酸盐缓冲液（DPBS）洗涤-/-) 在超净工作台中静置30秒。随后，加入2 mL具有蛋白水解和胶原酶活性的酶溶液Accutase，孵育细胞最多5分钟 37 °C，5% CO2.
    3. 使用相差显微镜确认细胞是否从细胞培养瓶表面脱落。
    4. 向烧瓶中加入8 mL含血清培养基，然后将细胞悬液转移至15 mL反应管中。
    5. 取 10 µL 从细胞悬液中取样并混匀 10 µL 台盼蓝
    6. 使用血细胞计数板确定细胞数量，并计算细胞总数。
      警告：台盼蓝具有毒性，因此须查阅材料安全数据表（MSDS），遵循其中规定的强制性操作程序，佩戴适当的个人防护装备，并在通风橱内操作。废弃物应收集后作为化学废物处理。
      注意：台盼蓝阳性细胞呈蓝色，表明细胞膜不完整。
    7. 接下来的步骤中，培养 5 x 105 细胞接种于含10 mL新鲜培养基的新无菌细胞培养瓶中。实验条件下，培养3 x 105 6孔板中的细胞及6 × 104 24孔板中每个孔的细胞，含有聚合物样品（方案步骤4.2）。
  2. 用于细胞培养实验的复合膜制备
    1. 用手术刀从PET支撑层上切下按步骤1.4和1.5制备的所需尺寸的单片薄膜，用镊子将其转移至直径为12 mm的玻璃盖玻片表面。将样品置于24孔板的孔中。
    2. 进行细胞毒性测定和细胞计数时，不要将薄膜从PET箔上取下。剪取约9.4 cm²的圆形区域2将1.4和1.5中制备的薄膜整齐地放入6孔板的单个孔中，并置于细胞培养板的孔内。
    3. 将聚合物样品浸入去离子 H2O 至少 30 分钟。
      注意：聚合物样品可通过高压灭菌进行消毒。因此，需将所有含聚合物的样品从细胞培养皿中取出，并置于玻璃培养皿中。在高压灭菌器中，于2.05 bar压力、20分钟、温度为 121 °C.
  3. 聚合物的等离子体处理
    1. 将附着在PET箔片或圆形玻璃盖玻片上的薄膜（按4.2.1节制备）放入等离子体设备的反应室中。
    2. 关闭盖子并抽真空，直至压力达到1.6 x 10-2 mbar 达到。
    3. 进行等离子体处理3分钟。
    4. 通风反应室，并将样品置于24孔板或6孔板中，用于后续细胞培养研究。
    5. 使用一个样品，通过接触角测量仪测定水接触角。因此，利用软件包将注射器移至聚合物表面附近，并放置一滴 3 µL 表面顶部的水。使用接触角测量仪软件计算静态水接触角。
  4. 染色与显微镜观察
    1. 按照步骤4.1.7所述制备细胞，并在37°C、5% CO₂条件下培养3天 37 °C 和5% CO2.
    2. 在固定前，拍摄细胞在原始膜和等离子体处理膜上培养三天后的相差显微镜图像。
    3. 配制含0.2% Triton-X-100的PBS缓冲液。缓慢吹打混匀。 200 µL 将贮存液加入100 mL磷酸盐缓冲液（PBS-T）中。
    4. 配制4%多聚甲醛/PBS溶液（PFA/PBS-T）。
      警告：多聚甲醛具有毒性，因此须查阅材料安全数据表（MSDS），遵循其中规定的强制性操作程序，佩戴适当的个人防护装备，并在化学通风橱内进行操作。
    5. 配制5% BSA/PBS-T溶液。
    6. 在超净工作台中用抽吸法移除培养基。向孔中加入 PBS 以去除培养基残留物。
    7. 将培养板转移至通风橱中，并用 PBS 替换 400 µL 室温下用 PFA/PBS 溶液固定 25 分钟。
    8. 从单个孔中移除PFA/PBS溶液，用PBS小心洗涤四次。每次洗涤步骤之间间隔3分钟，并收集废液用于化学废弃物处理。可直接使用该培养板，或将其保存于 4 °C.
    9. 加入5%牛血清白蛋白（BSA）/PBS-T至各孔中，室温孵育60分钟，以封闭非特异性结合位点。
    10. 吸去溶液，替换为含0.2% Triton-X-100的Alexa-488（1:160稀释）标记的鬼笔环肽/PBS-T溶液。
      警告：鬼笔环肽-488（Phalloidin-488）具有毒性，因此必须查阅其材料安全数据表（MSDS），遵循其中规定的强制性操作程序，佩戴适当的个人防护装备，并在通风橱内进行操作。
    11. 用铝箔覆盖培养板，在室温下孵育3小时，或在4℃过夜 4 °C.
    12. 吸弃溶液，用 PBS 洗涤三次，每次洗涤间隔 3 min。收集废液用于化学废弃物处理。
    13. 配制溶液 1 µL Hoechst 染料 33342（储存液 1 mg/mL）。按 1:1000 稀释比例移取 1 µL 将Hoechst染料3334加入1 mL PBS-T中，充分混匀。加入 300 µL 向孔中加入 Hoechst 染料 33342 溶液，避光室温孵育 10 分钟。
      警告：Hoechst Dye 33342 是一种DNA嵌入试剂，因此具有潜在致突变性，必须查阅材料安全数据表（MSDS），遵循其中规定的操作规程，佩戴适当的个人防护装备，并在化学通风橱内进行操作。
    14. 吸弃溶液，用 PBS 洗涤样品四次，每次洗涤间隔 3 min。收集废液并按化学废弃物处理。
    15. 包埋时，小心地将膜从培养表面取下，置于显微镜玻片上。加入20至 40 µL 加入水溶性包埋介质至薄膜上，然后轻轻施加压力，将新的圆形玻璃盖玻片贴附于其上。
    16. 使用荧光显微镜进行成像。所需的激发滤光片：Alexa-488 的最大激发波长为 496 nm，最大发射波长为 519 nm，因此其发射光颜色为绿色。Hoechst 染料 33342 三盐酸盐三水合物与 DNA 形成复合物后，最大激发波长为 355 nm，与 DNA 复合后的最大发射波长为 465 nm。
  5. 细胞毒性测定及细胞数量测定
    1. 使用第4.3步制备的6孔板中培养的细胞以及第4.1.7步制备的细胞进行实验。将细胞在37°C、5% CO₂培养箱中培养3天。 37 °C 和5% CO₂2对于阳性对照，使用在未经聚合物薄膜处理的细胞培养级聚苯乙烯表面培养的细胞。对于背景值测定（阴性条件），取不含细胞的孔中的培养基。
      注意：也可从培养细胞的细胞培养处理聚苯乙烯表面的孔中获取培养基。
    2. 根据实验样本数量标记15 mL离心管。
    3. 添加 40 µL 含0.9% Triton X-100的PBS溶液加入阳性对照中，并用移液器剧烈混匀 1000 µL 尖端。等待约 3 分钟。
    4. 不移除贴壁细胞，吸出所有样本（包括4.5.3步骤中制备的样本）中的培养基，并将培养基转移至15 mL离心管中。加入3 mL DPBS-/- 加入单个孔中，并将培养板置于超净工作台内保存，用于后续按照4.5.9节所述方法测定细胞数量。
    5. 在200 × g下离心3分钟，移除1 mL上清液用于LDH活性测定。将含有细胞和剩余培养基的15 mL离心管置于超净工作台内保存。
    6. 采用平底黑色96孔板进行检测。加入 50 µL CytoTox-ONE 试剂的添加 50 µL 样品培养基并充分混匀30秒。
    7. 用铝箔覆盖培养板，在室温下孵育10分钟。
    8. 添加 25 µL 向每孔中加入终止液，使用荧光酶标仪记录荧光强度。振荡酶标板10秒，采用520 nm激发波长和560 nm发射波长检测荧光信号。避免产生气泡。
    9. 为确定细胞数量，吸取 DPBS-/- 从培养板的孔中取出溶液（来自方案步骤4.5.4），并将其加入含有步骤4.5.5中收集的上清液的15 mL反应管中。
    10. 将15 mL反应管在200 × g下离心3 min，吸除上清液。加入0.5 mL胰蛋白酶/EDTA，于37 °C孵育10 min 37 °C.
    11. 向培养板的各孔中加入 2 mL 胰蛋白酶/EDTA，并在约 10 分钟内孵育 37 °C 用以从聚合物薄膜上分离细胞。
    12. 将细胞悬液从第4.6.10步的15 mL反应管中转移。此外，用含血清的培养基剧烈洗涤培养板。
    13. 将样品在200 × g下离心3分钟，吸除上清液，并向管中加入含血清的培养基。
    14. 按照步骤 4.1.5 和 4.1.6 中所述方法测定细胞数量。

结果

在首次实验中，已在聚对苯二甲酸乙二醇酯（PET）薄膜上制备了厚度不同但混合比例恒定为10:1的聚二甲基硅氧烷（PDMS）薄膜（图1）。由于支撑层的厚度会显著影响整个复合薄膜的刚度和操作性能，因此在初步实验中制备了厚度介于13 ± 2 µm至296 ± 13 µm之间的单层薄膜（图1）。众所周知，在固化过程中聚合物薄膜会发生收缩。对于最薄的薄膜，我们观察到湿态与固化状态之间的厚度差异为78% ± 3.1%；而对于最厚的薄膜，检测到的收缩率为40.9% ± 2.6%（图1）。

在本实验方案所涉及的应用中，需要手动将薄膜从PET箔上剥离。我们发现，尤其是较薄的薄膜在使用镊子操作时难以处理，并且在此过程中经常被损坏。因此，我们研究了使用一层薄的聚乙烯醇（PVA）作为支撑层的影响。PVA具有较高的刚性，并且由于其可溶于水，可在后续应用中轻松去除。所使用的PVA涂层厚度约为17 µm，因此在此层上涂覆的PDMS薄膜相比无PVA涂层的薄膜略薄（数据未显示）。特别针对操作性能而言，我们得出结论：只有最薄的薄膜在从PET箔上剥离时需要PVA支撑层。

所有后续实验均选择约 40 µm 的有效膜厚。为制备复合膜，采用刮刀技术将不同混合比例的 PDMS（10:1、45:1 和 70:1）涂覆在先前已聚合的 PDMS 膜上（图 2A）。除 10:1 比例外，其余不同比例的膜层均可通过光学显微镜以适当的精度清晰区分。进行显微分析时，将膜用手术刀切割后固定在载玻片边缘。在显微图像中，与底层 10:1 比例相比，顶层较高混合比例的膜在视觉上显得更亮（图 2B）。此外，采用扫描电子显微镜以约 860 倍的放大倍数对样品成像（图 2C）。与 10:1 比例相比，由较高混合比例制备的两层 PDMS 膜之间在亮度上存在明显可观察的差异。切割过程在 SEM 图像中留下了可见痕迹（图 2B）。根据这些结果，复合膜的平均总厚度为 112 µm ± 5.0 µm（图 2D）。

在进一步的实验中，通过使用两种不同玻璃基底的法向力粘附力测量，确定了这些薄膜的粘附性能（图3）。其中，“光滑基底”的表面形貌具有0.013 ± 0.0002 µm的算术平均粗糙度Ra和0.12 ± 0.004 µm的平均峰谷粗糙度Rz（图3A）。基底2（GS2，标记为粗糙）的粗糙度值为0.338 ± 0.021 µm（Ra）和2.055 ± 0.017 µm（Rz）（图3B）。根据2.1.4节中获得的平均半径，计算得“光滑”基底的表面积为3.2 mm2，而“粗糙”基底的表面积为6.07 mm2。

利用这两种基底，测定了不同薄膜的黏附行为。选择两个参数来描述薄膜的黏附性能：脱附应力 σmax 和分离功 Wsep。在整个粘附与脱附过程中，记录样品位置 s 和法向力 F。结果以应力-位移曲线表示（图4）。

为了正确解读实验结果，准确地将基底对齐到聚合物薄膜表面至关重要。此外，必须考虑测量装置的机器柔量，以校正位移。在测量过程中，施加的力不仅作用于样品，还作用于测试设备的其他部分。因此，每块基底均以13 ± 5 kPa的压应力压紧在玻璃载片上。为测量柔量，需考虑加载曲线。 即， 力-位移曲线中，从两个表面开始接触直至达到精确预载荷力时样品位置的这一部分。该曲线的斜率倒数等于机器柔度 C。计算得到的 C 值为 0.12 µm/mN.

在第一个实验中，分析了不同PDMS混合比例的薄膜图5）。对于复合薄膜，背层的厚度和混合比例（由PDMS 10:1制成）保持恒定。表层的厚度也保持恒定，数值为 65 µm. 在PDMS 10:1薄膜上使用光滑玻璃基底测得的最大剥离应力为109 ± 27.6 kPa图 5A混合比例的增加导致脱附应力下降，当混合比例为45:1时，脱附应力为76.7 ± 17 kPa，70:1时为41.4 ± 17 kPa。在粗糙玻璃基底上，测得PDMS 10:1薄膜的脱附应力为22 ± 2.2 kPa。总体而言，两种玻璃基底之间的分离功相当。 例如1.4 ± 0.6 J/m2 在光滑基底上获得的最薄薄膜，其表面能为1.84 ± 0.7 J/m2 在粗糙基底上获得的最薄薄膜（图5B).

接下来，探索了用于皮肤应用和细胞培养应用的薄膜制备方法（图6）。复合薄膜的顶层采用SSA 50:50制备，底层则使用以1:10混合比例配制、厚度约为40 µm的PDMS。与图5所示的先前实验不同，本实验中保持混合比例恒定，而改变顶层的厚度（图6A）。选择SSA是因为其在高表面粗糙度基底（尤其是人体皮肤）上的粘附性能优异，且制造商推荐使用50:50的混合比例5,8。人体表皮具有较高的表面粗糙度，根据年龄和解剖部位的不同，其平均表面粗糙度深度（RZ）在48 µm至71 µm之间29。牢固且温和的皮肤粘附对于新生儿的敏感皮肤或老年人难以再生的皮肤尤为重要。实验中应用了不同的湿膜厚度，分别为40 µm、120 µm、300 µm和500 µm（图6A）。根据湿膜厚度的不同，复合薄膜的总厚度在51 µm至344 µm之间变化（图6B）。固化后，将复合薄膜贴附于志愿者手背（图6C）。不同厚度的薄膜在适应皮肤粗糙度方面表现出明显差异（图6C）。与较厚的薄膜（总厚度220 µm和340 µm）相比，较薄的薄膜（总厚度50 µm和100 µm）对皮肤褶皱的适应性更高。这些结果表明，采用所用的刮刀涂布技术可精确制备出厚度范围广泛的复合薄膜。

使用这些复合薄膜进行了粘附实验（图7）。根据SSA顶层薄膜的厚度不同，观察到剥离应力随薄膜厚度增加而降低。在光滑基底上测得最高的剥离力，为133 ± 36.6 kPa（图7A）。在最厚的薄膜上，粗糙基底测得最低的剥离应力，为18 ± 4 kPa。有趣的是，两种基底之间的比较显示，在最薄的薄膜上差异达2.7倍（图7A）。随着薄膜厚度增加，尤其是在最厚的薄膜上，差异不再显著（图7A）。使用光滑基底时，在总厚度约为100 µm的薄膜上检测到分离功为1.8 ± 0.8 J/m2，随后随着薄膜厚度增加而降低（220 µm厚度：1.6 ± 0.6 J/m2；330 µm厚度：1.3 ± 0.4 J/m2）（图7B）。使用粗糙基底测得的分离功总体略低于光滑基底（100 µm厚度：1.63 ± 0.6 J/m2；220 µm厚度：1.1 ± 0.6 J/m2；330 µm厚度：1.0 ± 0.2 J/m2）（图7B）。

此外，在测量过程中记录了剥离机制（图7C）。在最薄的薄膜上几乎未观察到空化现象，而在较厚的薄膜上可观察到指状裂纹的形成（图7C）。

测量在薄膜制备后一个月内完成。然而，弹性薄膜的力学性能稳定性与保存可能受到环境因素（包括温度和湿度）的影响。如方案步骤1.4.3所述，薄膜储存在室温及40–65%湿度条件下。为防止污染和灰尘，薄膜被置于塑料培养皿中避光保存。为研究其长期稳定性，对SSA 50:50薄膜在制备约四个月后进行了黏附力测量和厚度测定。储存后未发现薄膜厚度、脱附应力和分离功发生显著变化。例如，以120 µm湿膜厚度SSA和100 µm湿膜厚度PDMS制备的SSA复合薄膜，其制备后的脱附应力为46.6 ± 6 kPa，分离功为1627 ± 592 mJ/m2；制备约四个月后，测得脱附应力为48.8 ± 5.4 kPa，分离功为1666 ± 723 mJ/m2。此外，这些薄膜在制备后不久的总厚度为103.3 ± 13.9 µm，储存后为98.1 ± 9.1 µm。

在进一步的实验中，使用总厚度约为 105 µm 的 PDMS 10:1 与 SSA 50:50 复合薄膜作为细胞培养基底（图8）。按照方案第1步制备的复合薄膜可轻松从PET膜上剥离，并切割成所需的尺寸和几何形状。此外，当将这些薄膜粘附于刚性表面（例如玻璃）时，可将具有不同杨氏模量的多片薄膜并排贴附，并置于细胞培养板的单个孔内。这些薄膜可直接粘附于聚苯乙烯表面，无需额外的盖玻片。同时，薄膜也可适配于不同表面和几何结构，如管状或环状结构，从而实现传统细胞培养材料无法完成的进一步研究。在如图8所示的实验中，复合薄膜可直接连同PET膜一起放入细胞培养板中，或从PET膜上剥离后置于玻璃盖玻片上。在实验条件下，部分聚合物经空气等离子体处理以提高其自由表面能。通常情况下，PDMS在等离子体处理前的水接触角约为115°，处理后则变得高度亲水（水接触角 < 30°）8。等离子体处理使表面具备生物相容性，并促进真核细胞的贴附。根据处理时间和强度的不同，聚合物表面结构会发生改变，粗糙度增加，甚至可能出现裂纹。处理完成后立即开始发生疏水性恢复过程。如方案第4.3.5步所述，使用接触角测量仪测定静态水接触角。因此，在空气等离子体处理后，将聚合物置于ddH2O中1小时，随后进行分析。等离子体处理显著降低了水接触角（原始PDMS：117.0 ± 2.2°；原始SSA：127.9 ± 5.6°；等离子体处理后PDMS：18.0 ± 7.2°；等离子体处理后SSA：29.3 ± 11.5°）。

对于样品包埋，已使用水性封片介质。若在任何时间点需要再次取出样品，可将标本置于含水的培养皿中过夜。最终，可移除盖玻片以进行额外分析。

通过相差显微镜观察以及使用荧光标记的鬼笔环肽-488（phalloidin-488）和Hoechst 33342染料染色后，分析了L929细胞在PDMS和SSA 50:50复合膜上培养3天后的贴附行为和形态（图8）。强烈建议使用相差显微镜进行图像采集，尤其是对于未经等离子体处理的聚合物材料。由于细胞在这些聚合物表面的黏附较弱，单个细胞或细胞团簇容易脱落，从而增加了后续分析方法正确解读的难度。

细胞在未经处理的聚合物表面接种后表现出较差的贴附性和铺展行为（图8A1 和 C1) 而在经等离子体处理的表面培养的细胞则观察到融合的单层细胞图8B1 和 D1）。在原始表面上，细胞聚集体的形成及从表面脱离的现象更为明显。经4%多聚甲醛固定后观察肌动蛋白纤维，结果显示仅有少数细胞迁移至细胞聚集体的周边区域，并在原始PDMS及SSA 50:50复合薄膜上可见片状伪足突起的延伸。图8A2 和 C2，箭头）。在比较两种聚合物材料时，未观察到明显的定性差异。附带指出，与PDMS相比，SSA 50:50表面的细胞聚集体数量较少。此外，附着在SSA 50:50表面的聚集体形态更为扁平（图8C1）。如预期所示，空气等离子体处理显著改善了细胞在两种表面上的贴附和铺展，导致明显的片状伪足突起形成以及汇合单层的产生（图8B2 和 8D2).

培养3天后乳酸脱氢酶（LDH）的释放量被用作评估细胞毒性的指标（图9A）。总体而言，两种聚合物材料上培养的细胞LDH水平相似，细胞毒性均低于5%（原始PDMS：2.8 ± 2.0%；原始SSA 50:50：4.5 ± 3.6%；等离子体处理PDMS：3.4 ± 1.5%；等离子体处理SSA 50:50：3.4 ± 1.6%）。这些结果与我们先前发表的研究中关于两种弹性体的研究数据相当。8 为进一步验证LDH检测结果，进行了台盼蓝排斥实验。此外，还统计了整个细胞群体以显示增殖活性的差异（图9B）。总体上，台盼蓝阳性细胞比例低于5%（原始PDMS：2.4 ± 0.3%；原始SSA 50:50：3.8 ± 2.5%；等离子体处理PDMS：0.74 ± 1.3%；等离子体处理SSA 50:50：0.95 ± 1.6%）。

聚合物层制备，PDMS厚度影响；示意图与柱状图显示分析结果。
图1：在聚乙烯醇（PVA）涂层的PET薄膜上制备PDMS薄膜： 采用在PET薄膜上制备不同厚度PDMS薄膜的工艺，以评估其可重复性与操作性能（A）。PDMS薄膜在95 °C固化后，通过光学显微镜分析其厚度（B）。共分析了3个独立制备的样品（N=3），从每个样品中选取三个不同位置进行裁切，并对每个样本的3个位点进行分析（k=27）。误差线表示标准偏差。请点击此处查看该图的放大版本。

PDMS 层压过程；比例 10:1、45:1、70:1；示意图、显微镜图像、厚度分析结果。
图 2：不同混合比例制备的 PDMS 复合薄膜的制备： 采用刮刀涂布法制备了由 PDMS 基体（组分 A）与交联剂（组分 B）以不同比例混合而成的复合薄膜。在预先固化的 PDMS 10:1 薄膜上依次涂覆 PDMS 比例为 10:1（组分 A:B）、45:1 和 70:1 的上层薄膜（A）。在 95 °C 下进一步固化后，通过光学显微镜（B）和扫描电子显微镜（C）对复合薄膜的厚度进行分析。共进行了 N=3 次独立实验，并使用光学显微镜进行分析（D）。每次独立制备的薄膜选取三个不同位置进行切割，每个样品分析 3 个位点（k=27）。误差线表示标准偏差。请点击此处查看该图的放大版本。

显微镜下的表面粗糙度分析；显示高度变化的彩色图谱和线形图。
图3：用于黏附力测量的两种基底表面形貌粗糙度的测定： 对两种具有不同表面粗糙度的玻璃基底进行了表征。对“光滑”基底GS（A1）和“粗糙”基底GR（B1）进行了三维轮廓分析。相应的单线曲线如A2和B2所示。请点击此处查看该图的放大版本。

聚合物薄膜应力分析：A）光谱测量装置，显微镜；B）设备示意图；C-D）应力随时间/位移变化曲线。
图4：法向黏附力测量原理：采用自行搭建的实验装置对聚合物样品的黏附性能进行表征。测量装置如（A）所示，其细节如（B）所示。在测量分析中，通过应力-时间曲线确定应力（C）。分离功则通过对 send 与 s0 之间的应力-位移曲线进行积分获得（D）。请点击此处查看该图的高清版本。

剥离应力与分离功的柱状图；在光滑/粗糙玻璃基底上的分析。
图 5：不同PDMS混合比例的复合薄膜粘附性能测定：测量了PDMS混合比例为10:1、45:1和70:1的复合薄膜的剥离应力（A）和分离功（B）。分析中使用了表面粗糙度Ra = 0.013 µm的“光滑”玻璃基底（GS）和Ra = 0.338 µm的“粗糙”玻璃基底（GR）。共分析了N=3个独立制备的薄膜，从每个薄膜中选取两个样品，每个样品分析三个不同位置（k=18）。误差棒表示标准偏差。请点击此处查看该图的放大版本。

聚合物厚度实验；示意图和柱状图；用于分析的皮肤上的PDMS和SSA层。
图 6：不同厚度的SSA复合薄膜的制备：将SSA 50:50涂覆在预先固化的PDMS 10:1薄膜上（A）。该层涂覆的湿厚度范围为40至500 µm，并通过光学显微镜检测固化后的厚度（B）。将薄膜贴附于志愿者手背的结果显示，总厚度约为100 µm的薄膜（薄膜#2）能够很好地贴合皮肤表面的粗糙度（C）。单层厚度及复合薄膜的总厚度如图 6B所示。分析时，采用光学显微镜测量了n=3个独立制备的样品；对每个薄膜选取三个不同位置进行切割，并对每个样品的3个位点进行分析（k=27）。误差线表示标准偏差。图6C中的比例尺约为1 cm。请点击此处查看该图的放大版本。

剥离应力与厚度关系图；接触形貌图像；玻璃表面粘附性分析。
图7：软性皮肤粘合剂复合膜粘附性能的测定： 制备了以SSA为顶层、PDMS 10:1为背衬层的薄型复合膜。顶层厚度在50至330 µm之间变化。分析了在两种不同玻璃基底上测得的复合膜的剥离应力（A）和分离功（B）（一种“光滑”玻璃基底（GS），其Ra = 0.013 µm；另一种“粗糙”玻璃基底（GR），其Ra = 0.338 µm）。典型的脱附过程图像如C所示。数据分析基于n=3次独立制备的实验。从每张膜上选取两个样品，每个样品分析三个不同位置（k=18）。误差棒表示标准偏差。图7C中的比例尺为0.5 mm。请点击此处查看该图的放大版本。

PDMS、SSA 表面的相差显微镜和荧光显微镜图像；细胞形态学分析。
图 8：L929 成纤维细胞在薄膜上培养后的细胞形态学： 将 L929 小鼠成纤维细胞在由 PDMS（A1, A2, B1, B2）或 SSA（C1, C2, D1, D2）制备的薄膜上培养 3 天。为提高表面亲水性，进行了空气等离子体处理（B1, B2, D1, D2）。D1 和 D2 中的比例尺表示 100 µm。请点击此处查看该图的放大版本。

比较PDMS和SSA、原始与等离子体处理的细胞毒性及细胞计数柱状图
图9：细胞毒性和细胞增殖的测定：为评估细胞毒性效应和细胞增殖情况，将L929细胞接种于PDMS 10:1和SSA 50:50复合膜上培养三天。通过乳酸脱氢酶（LDH）活性检测法测定LDH的释放量，结果显示细胞毒性低于5%（A）。培养期结束后，使用血细胞计数板人工计数单个细胞，测定总细胞数量（B）。共进行了三次独立重复实验。误差线表示标准偏差。请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

复合结构的设计使得材料性能（如杨氏模量或样品厚度）的调节变得简单。通过改变两种组分之间的混合比例，或使用不同的硅橡胶制备共混物，可以在较宽范围内有效调节聚二甲基硅氧烷（PDMS）的杨氏模量30,31。本研究所述方法不仅限于当前所用的PDMS类型，尤其粘附性能会显著依赖于所使用的具体类型。本实验方案中的一个关键步骤是复合薄膜的制备过程（图1）。研究表明，薄膜厚度显著影响其在不同基底（包括皮肤）上的粘附行为（图5 和 图6）。除了薄膜厚度外，固化过程中的时间和温度也会影响材料性能32。因此，聚合物层的厚度等参数必须仔细调整并验证。

采用法向力黏附测量法，使用两种不同表面粗糙度（最大至Ra = 0.338 µm）的玻璃基底对薄膜的黏附性能进行了分析（图3）。通常情况下，粗糙度对表面黏附性具有显著影响，尤其是对弹性材料的影响更为明显33,34。通过使用不同粗糙度的砂纸对玻璃进行研磨，可方便地调节其表面粗糙度，从而制备出具有更高粗糙度值的基底21。此外，也可使用其他材料（例如环氧树脂）制备基底15,35，这可能是本实验方案的重要改进策略。例如，当需要具有不同表面自由能或特定表面形貌的基底时。本研究中，采用自行搭建的装置（宏观黏附测量装置（MAD，图4））分析了由PDMS和SSA制成的薄膜的脱附应力和分离功36。基底与压头的光学对准是测量结果分析中的关键步骤，因此需尽可能精确地利用测角仪调节倾斜角度。该步骤可通过手动将基底与薄膜表面接触，直至实现水平接触，从而达到足够的精度。

在本实验方案中，保压时间保持恒定，为1秒（图5和图7）。特别是对于研究弹性薄膜与粗糙基底表面之间的粘附性能，延长保压时间可提供额外的信息。例如，已有研究报道，随着保压时间的增加，脱附应力也随之增大8。除了本方案中所进行的测量外，还可采用其他方法，例如剥离测试，以更全面地评估粘附性能37。

测定了具有不同软性表层胶粘剂厚度的复合薄膜的粘附性能（图7）。我们的结果与已发表的数据一致，表明随着限制度（i.e.，基底直径与薄膜厚度之比）的增加，薄膜厚度的减小会导致脱粘应力增大38,39。基于这些结果以及图7所示数据，我们得出结论：总厚度约为100 µm（在厚度约为40 µm的PDMS薄膜上涂覆一层厚度约为60 µm的SSA层）的复合薄膜在粗糙表面上表现出良好的粘附性能。

接下来，在原始复合薄膜和等离子体处理的复合薄膜上进行了与生物学表征相关的实验（图8）。对硅基弹性体进行等离子体处理是一种常用且多功能的技术，可增强表面的亲水性，并促进细胞黏附与铺展40,41。硅橡胶以其低毒性和高生物稳定性而著称，但可能含有残留的单体或催化剂，这些成分可能影响生理过程，从而导致细胞毒性42,43。在本研究的实验中，我们采用乳酸脱氢酶（LDH）释放作为指标，并结合台盼蓝排斥实验，观察到细胞毒性低于5%。在本方案中，增殖分析涵盖了全部细胞群体，包括从表面脱落的细胞聚集体（图9B）。对该方案的改进可获得更具区分性的结果：对于每个样品，可将含有脱落细胞聚集体的上清液转移至独立的反应管中，而不与通过酶法从聚合物表面解离的细胞混合。这种方法能够精确评估附着在表面的细胞数量，进而更详细地揭示聚合物对细胞黏附过程的影响。除了本文所介绍的免疫细胞化学方法外，还可收集细胞用于免疫印迹法分析，从而对蛋白表达水平进行详细的定量评估。

综上所述，我们已建立了用于生产超薄弹性复合膜的制造条件，可用于先进的细胞培养研究。此外，这些超薄薄膜对皮肤粗糙度具有高度适应性，能够实现皮肤粘合剂的精密设计。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

感谢 Martin Danner 在样品制备和细胞培养方案建立过程中提供的帮助。作者感谢德国汉堡 Biesterfeld Spezialchemie GmbH 公司，特别是 Robert Radsziwill，对本研究持续的支持与讨论。本研究工作获得了欧洲研究理事会（European Research Council）在欧盟第七个框架计划（FP/2007-2013）下的资助，项目编号为 340929。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
2-丙醇，97%Stockmeier Chemie1000452610000异丙醇
金刚石研磨手垫BohleMO 5007522粒度：220
AccutaseCapricorn ScientificACC-1B
白蛋白第五组分Roth0163.2BSA
Alexa Fluor 488 鬼笔环肽ThermoFischer ScientificA12379高毒性
AquamountPolysciences18606-20水溶性封片剂
CytoTox-ONE 均一性膜完整性检测试剂盒PromegaG7890
不含 Ca2+、Mg2+的 DPBSThermoFischer Scientific14190094
优质胎牛血清GE Health Care Life ScienceA15-151FBS
接触角测量仪 OCA35Dataphysics用于静态水接触角测定
Hoechst 染料 33342Sigma-AldrichB1155-100MG双苯并咪唑 H 33342 三盐酸盐，高毒性
显微镜 Axiovert 25Zeiss用于细胞培养记录的显微镜
显微镜 Eclipse LV100NDNikon用于薄膜厚度测定的显微镜
多聚甲醛，16% 水溶液Electron Microscopy SciencesRT 15710电镜级
青霉素-链霉素溶液Sigma-AldrichP4333-100ML
Phenom XL 扫描电子显微镜（SEM）Phenom
聚乙烯醇 4-88，分子量 31000Sigma-Aldrich81381-1KGMowiol 4-88
聚二甲基硅氧烷，Sylgard 184Dow Corning(400)000108351397PDMS
RPMI 1640 基础培养基ThermoFischer Scientific21875034
软性皮肤粘合剂（SSA）Dow Corning(400)000108251792MG 7-9800 软性皮肤粘合剂（SSA）
高速混合器 DAC 600.2 VAC-PHauschild
触针式表面轮廓仪Zeiss型号：SURFCOM 1500SD3
Tecan Infinite M200 proTecan荧光酶标仪
Triton X-100Calbiochem648466
台盼蓝溶液Sigma-AldrichT8154-100ML高毒性
胰蛋白酶/EDTA 溶液PAN-BiotechP10-023500含 0.05% 胰蛋白酶和 0.02% EDTA 的 PBS 溶液
紫外固化胶BohleBO MV76002中等黏度

参考文献

  1. Lloyd, A. W., Faragher, R. G. A., Denyer, S. P. Ocular biomaterials and implants. Biomaterials. 22, 769-785 (2001).
  2. Zhang, M., Wu, J., Wang, L., Xiao, K., Wen, W. A simple method for fabricating multi-layer PDMS structures for 3D microfluidic chips. Lab Chip. 10, 1199-1203 (2010).
  3. Kwak, M. K., Jeong, H. E., Suh, K. Y. Rational design and enhanced biocompatibility of a dry adhesive medical skin patch. Adv. Mater. 23, 3949-3953 (2011).
  4. Gun Park, D., Chul Shin, S., Won Kang, S., Tae Kim, Y. Development of flexible self adhesive patch for professional heat stress monitoring service. Conf. Proc. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 4, 3789-3792 (2005).
  5. Thomas, X. Silicone Adhesives in Healthcare Applications. Dow corning Lit. , (2013).
  6. Fuard, D., Tzvetkova-Chevolleau, T., Decossas, S., Tracqui, P., Schiavone, P. Optimization of poly-di-methyl-siloxane (PDMS) substrates for studying cellular adhesion and motility. Microelectron. Eng. 85, 1289-1293 (2008).
  7. Wang, Z., Volinsky, A. A., Gallant, N. D. Crosslinking effect on polydimethylsiloxane elastic modulus measured by custom-built compression instrument. J. Appl. Polym. Sci. 131, 41050(2014).
  8. Fischer, S. C. L., Kruttwig, K., Bandmann, V., Hensel, R., Arzt, E. Adhesion and cellular compatibility of silicone-based skin adhesives. Macromol. Mater. Eng. , 1-11 (2017).
  9. Martina, D., Creton, C., Damman, P., Jeusette, M., Lindner, A. Adhesion of soft viscoelastic adhesives on periodic rough surfaces. Soft Matter. 8, 5350-5357 (2012).
  10. Brown, X. Q., Ookawa, K., Wong, J. Y. Evaluation of polydimethylsiloxane scaffolds with physiologically-relevant elastic moduli: Interplay of substrate mechanics and surface chemistry effects on vascular smooth muscle cell response. Biomaterials. 26, 3123-3129 (2005).
  11. Song, F., Ren, D. Stiffness of cross-linked poly(dimethylsiloxane) affects bacterial adhesion and antibiotic susceptibility of attached cells. Langmuir. 30, 10354-10362 (2014).
  12. Buxboim, A., Rajagopal, K., Brown, A. E. X., Discher, D. E. How deeply cells feel: methods for thin gels. J. Phys. Condens. Matter. 22, 194116(2010).
  13. Discher, D. E., Janmey, P., Wang, Y. -L. Tissue cells feel and respond to the stiffness of their substrate. Science. 310, 1139-1143 (2005).
  14. Engler, A. J., Sen, S., Sweeney, H. L., Discher, D. E. Matrix Elasticity Directs Stem Cell Lineage Specification. Cell. 126, 677-689 (2006).
  15. Roth, J., et al. Surface functionalization of silicone rubber for permanent adhesion improvement. Langmuir. 24, 12603-12611 (2008).
  16. Thiébaud, P., Lauer, L., Knoll, W., Offenhäusser, A. PDMS device for patterned application of microfluids to neuronal cells arranged by microcontact printing. Biosens. Bioelectron. 17, 87-93 (2002).
  17. Tourovskaia, A., Figueroa-Masot, X., Folch, A. Differentiation-on-a-chip: a microfluidic platform for long-term cell culture studies. Lab Chip. 5, 14-19 (2005).
  18. Peterson, S. L., McDonald, A., Gourley, P. L., Sasaki, D. Y. Poly(dimethylsiloxane) thin films as biocompatible coatings for microfluidic devices: Cell culture and flow studies with glial cells. J. Biomed. Mater. Res. - Part A. 72, 10-18 (2005).
  19. Wan, Y., et al. Nanotextured substrates with immobilized aptamers for cancer cell isolation and cytology. Cancer. 118, 1145-1154 (2012).
  20. Ross, A. M., Jiang, Z., Bastmeyer, M., Lahann, J. Physical aspects of cell culture substrates: Topography, roughness, and elasticity. Small. 8, 336-355 (2012).
  21. Barreau, V., et al. Fibrillar Elastomeric Micropatterns Create Tunable Adhesion Even to Rough Surfaces. Adv. Funct. Mater. 26, 4687-4694 (2016).
  22. Briggs, G. A. D., Briscoe, B. J. The effect of surface topography on the adhesion of elastic solids. J. Phys. D. Appl. Phys. 10, 2453-2466 (1977).
  23. Dapp, W. B., Lücke, A., Persson, B. N. J., Müser, M. H. Self-affine elastic contacts: Percolation and leakage. Phys. Rev. Lett. 108, 1-4 (2012).
  24. Putignano, C., Carbone, G., Dini, D. Mechanics of rough contacts in elastic and viscoelastic thin layers. Int. J. Solids Struct. 69, 507-517 (2015).
  25. Laulicht, B., Langer, R., Karp, J. M. Quick-release medical tape. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 18803-18808 (2012).
  26. Kim, T., Park, J., Sohn, J., Cho, D., Jeon, S. Bioinspired, Highly Stretchable, and Conductive Dry Adhesives Based on 1D-2D Hybrid Carbon Nanocomposites for All-in-One ECG Electrodes. ACS Nano. 10, 4770-4778 (2016).
  27. Adamietz, I. A., et al. Effect of self-adhesive, silicone-coated polyamide net dressing on irradiated human skin. Radiat. Oncol. Investig. 2, 277-282 (1994).
  28. White, R. Evidence for atraumatic soft silicone wound dressing use. Wounds UK. 1, 104-109 (2005).
  29. Quan, M. B., Edwards, C., Marks, R. Non-invasive in vivo techniques to differentiate photodamage and ageing in human skin. Acta Derm. Venereol. 77, 416-419 (1997).
  30. Brown, X. Q., Ookawa, K., Wong, J. Y. Evaluation of polydimethylsiloxane scaffolds with physiologically-relevant elastic moduli: Interplay of substrate mechanics and surface chemistry effects on vascular smooth muscle cell response. Biomaterials. 26, 3123-3129 (2005).
  31. Palchesko, R. N., Zhang, L., Sun, Y., Feinberg, A. W. Development of Polydimethylsiloxane Substrates with Tunable Elastic Modulus to Study Cell Mechanobiology in Muscle and Nerve. PLoS One. 7, e51499(2012).
  32. Johnston, I. D., McCluskey, D. K., Tan, C. K. L., Tracey, M. C. Mechanical characterization of bulk Sylgard 184 for microfluidics and microengineering. J. Micromechanics Microengineering. 24, 35017(2014).
  33. Persson, B. N. J., Gorb, S. The effect of surface roughness on the adhesion of elastic plates with application to biological systems. J. Chem. Phys. 119, 11437(2003).
  34. Peressadko, A. G., Hosoda, N., Persson, B. N. J. Influence of surface roughness on adhesion between elastic bodies. Phys. Rev. Lett. 95, 1-4 (2005).
  35. Purtov, J., et al. Measuring of the hardly measurable: adhesion properties of anti-adhesive surfaces. Appl Phys A. 111, 183-189 (2013).
  36. Kroner, E., Blau, J., Arzt, E. Note: An adhesion measurement setup for bioinspired fibrillar surfaces using flat probes. Rev. Sci. Instrum. 83, 16101(2012).
  37. Sun, S., Li, M., Liu, A. A review on mechanical properties of pressure sensitive adhesives. Int. J. Adhes. Adhes. 41, 98-106 (2013).
  38. Webber, R. E., Shull, K. R., Roos, A., Creton, C. Effects of geometric confinement on the adhesive debonding of soft elastic solids. Phys. Rev. E. 68, 21805(2003).
  39. Creton, C., Lakrout, H. Micromechanics of flat-probe adhesion tests of soft viscoelastic polymer films. J. Polym. Sci. Part B Polym. Phys. 38, 965-979 (2000).
  40. Tan, S. H., Nguyen, N. -T., Chua, Y. C., Kang, T. G. Oxygen plasma treatment for reducing hydrophobicity of a sealed polydimethylsiloxane microchannel. Biomicrofluidics. 4, 32204(2010).
  41. Kim, B., Peterson, E. T. K., Papautsky, I. Long-term stability of plasma oxidized PDMS surfaces. Conf. Proc. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 7, 5013-5016 (2004).
  42. Briganti, E., et al. Silicone based polyurethane materials: A promising biocompatible elastomeric formulation for cardiovascular applications. J. Mater. Sci. Mater. Med. 17, 259-266 (2006).
  43. Regehr, K. J., et al. Biological implications of polydimethylsiloxane-based microfluidic cell culture. Lab Chip. 9, 2132(2009).

重印与许可

标签

聚合物薄膜刮刀涂布法黏附力测量细胞培养应用皮肤黏合剂开发扫描电子显微镜光学显微镜等离子体处理细胞毒性评估
用于细胞培养和皮肤应用的薄膜复合硅胶弹性体：制造与表征
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。