需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

通过眼后注射阿霉素诱导小鼠肾病综合征及缓释抑肽酶预防液体潴留

8.1K 次观看

⸱

DOI:

10.3791/57642

⸱

2018年5月6日

 , 

本文内容

摘要

本文描述了通过快速眶后注射阿霉素在129S1/SvImJ小鼠中诱导实验性肾病综合征的方法。我们还使用含有抑肽酶的缓释丸对肾病小鼠进行治疗,以抑制尿液中丝氨酸蛋白酶活性并防止钠潴留。

摘要

肾病综合征是蛋白尿性肾病最严重的表现形式,其特征为大量蛋白尿、低白蛋白血症、由于钠潴留引起的水肿以及高脂血症。为研究该综合征的病理生理机制,已开发出基于注射毒性物质(如导致足细胞损伤的阿霉素)的啮齿类动物模型。在小鼠中,仅有少数品系对该模型敏感。在野生型129S1/SvImJ小鼠中,通过快速静脉注射阿霉素至眶后窦可诱导出实验性肾病综合征,表现出人类疾病的所有症状,包括钠潴留和水肿。在蛋白尿发生后,小鼠尿液中丝氨酸蛋白酶活性升高,导致上皮钠通道(ENaC)激活和钠潴留。通过持续释放抑肽酶进行治疗,药理学抑制尿液中的丝氨酸蛋白酶,可消除ENaC的激活并防止钠潴留。该模型非常适合研究蛋白尿性肾病的病理生理机制, 即即活性丝氨酸蛋白酶的排泄,这些蛋白酶通过裂解ENaC的γ亚基使其激活。这可被视为蛋白尿性肾病中ENaC激活和钠潴留的主要机制。

引言

肾病综合征的特征是大量蛋白尿、低白蛋白血症、水肿和高脂血症,可被视为蛋白尿性肾病最极端的表现形式。在啮齿类动物中,可通过单次注射蒽环类药物或嘌呤霉素诱导实验性肾病综合征,导致足细胞损伤,其病理表现类似于人类的微小病变性肾病和局灶节段性肾小球硬化(FSGS)1。自1955年Frenk et al.首次描述以来2,嘌呤霉素核苷肾病(PAN)在大鼠中已成为众多研究中探讨肾病综合征病理生理机制的标准模型3,4,5,6。在小鼠中,相应的模型可通过蒽环类药物阿霉素诱导建立7。然而,该模型存在显著的品系依赖性,其遗传基础至少由两个遗传位点决定8。此外,不同品系小鼠在蛋白尿反应及肾病综合征病程方面也存在差异9,10。使用129S1/SvImJ品系小鼠并通过眶后静脉窦快速静脉注射阿霉素,可产生足以引发肾病综合征典型特征的蛋白尿水平,尤其是表现为腹水和几乎无钠尿液的容量潴留7。实验性肾病综合征中的钠潴留被认为是由远端小管上皮钠通道(ENaC)异常激活所致,其机制涉及血浆丝氨酸蛋白酶(如纤溶酶)异常滤过并降解ENaC的γ亚基4,11,12。最近的研究证实,在肾病小鼠中,使用丝氨酸蛋白酶抑制剂抑肽酶治疗可有效阻断ENaC的蛋白水解激活和钠潴留,其效果与ENaC阻滞剂氨苯蝶啶相当13。为确保药物持续递送至远端小管,抑肽酶通过皮下植入的缓释丸剂给药。未来仍需进一步研究以鉴定在肾病综合征中负责ENaC蛋白水解激活的具体丝氨酸蛋白酶,这一机制被认为与人类疾病情况相似。为此,阿霉素诱导的肾病综合征是一种有价值的模型,既可用于野生型小鼠,也可扩展应用于基因工程小鼠。该模型的优势包括药物成本低、管理简便以及良好的可重复性14。

本文中,我们通过向眶后静脉窦快速静脉注射阿霉素诱导实验性肾病综合征,并植入含有抑肽酶的缓释小丸以抑制尿液丝氨酸蛋白酶活性,后者通过显色法测定。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

所有方法均依照《美国国立卫生研究院实验动物护理与使用指南》以及德国动物福利法进行,并已获得当地主管部门(蒂宾根行政区政府)的批准。

1. 通过向眶后窦注射阿霉素诱导实验性肾病综合征

  1. 使用标记活塞的止动位置,准备一支带有固定30G套管针的0.5 mL注射器。
  2. 根据早晨测得的小鼠体重,计算雄性小鼠(7.25 µL/g体重(bw),相当于14.5 µg/g bw阿霉素)和雌性小鼠(6.9 µL/g bw,相当于13.8 µg/g bw阿霉素)的注射体积。
    注意:所给剂量适用于诱导肾病综合征。剂量的微小变化会导致肾病进程显著不同,从仅表现为肾小球滤过率轻微改变的轻度慢性肾病(12.6 µg/g bw阿霉素)到急性肾衰竭(15.4 µg/g bw阿霉素)7,15。
  3. 将计算量的阿霉素溶液(2 µg/µL)置于37 °C温育箱中预热。
    警示:阿霉素吞食有害,并可能致癌。操作阿霉素时务必佩戴手套,避免任何皮肤接触。
  4. 用阿霉素溶液预填充注射器至标记位置,并将天平归零。将注射体积的溶液吸入注射器,并通过称重注射器来核对体积。
  5. 使用蒸发器和2 L/min的氧气流,以5 vol%异氟烷深度麻醉小鼠。
    1. 注射前不要在眼睛上涂抹眼膏。操作者需要清晰观察眼眶,以确保进行安全且成功的眶后注射。
    2. 通过足底反射评估麻醉深度,并在开始注射前根据需要调整麻醉剂量。
  6. 将小鼠置于右侧卧位,背部朝向操作者身体,头部朝向操作者进行注射的手。
    注意:本操作描述适用于右利手人员;左利手人员使用左手注射时,建议将体位和操作左右对调,更为方便。
  7. 轻柔地对眼球背侧和腹侧的皮肤施加压力,使小鼠左眼球从眼眶中轻微突出。
  8. 从内眼角(内眦)穿刺左侧眶后窦。避免与小鼠眼球发生任何接触。
  9. 轻微倾斜注射器,一次性注入全部体积。确保注射过程无阻力,且无眼球突出或注射部位渗漏等外渗迹象。
  10. 由于阿霉素为高毒性物质,应每天至少一次使用Morton和Griffiths et al.16的评分表评估小鼠健康状况,并特别关注注射部位。若注射后或随后几天内出现眼球突出、眼睑闭合障碍等外渗迹象,或肿胀、皮肤损伤等坏死征象,应立即实施安乐死。

2. 植入含抑肽酶的缓释颗粒

  1. 提前订购所需每日剂量和释放持续时间的药丸。若使用抑肽酶,选择每日释放 1 mg、持续 10 天的剂量。
    注意:本研究中使用的抑肽酶药丸含有 10 mg 剂量。
    1. 将药丸储存在干燥环境中,避免接触任何湿气。
  2. 准备手术所需物品,包括一把修毛剪、一把皮肤准备剪、手术刀、外科镊子、两把组织镊子、持针器和 15 cm 单股不可吸收缝线。
    1. 使用热力灭菌器在 240 °C 下对器械灭菌 5 分钟。使用前等待 5 分钟,使器械冷却至室温。
      1. 避免灭菌后的器械尖端接触非无菌表面。
      2. 防止热器械造成皮肤烫伤。
  3. 使用异氟烷(5 vol%)诱导麻醉,随后以 1.5 vol% 维持麻醉,氧气流速为 2 L/min。
  4. 将小鼠俯卧位放置在覆盖纱布的加热装置上,以避免热损伤。表面温度约为 37 °C。
  5. 使用眼膏保护眼睛。
  6. 使用剪刀或修毛器去除背部中央约 0.5 cm2 区域的毛发,并使用适用于皮肤消毒的消毒剂对无毛皮肤进行消毒。尽可能少去除毛发,以便小鼠术后更难触及伤口和缝线末端,同时有助于维持体温。
  7. 使用手术刀沿头尾方向切开无毛皮肤,切口长约 5 mm。使用钝性分离法在皮下结缔组织中制备一个左侧横向囊袋,深度约 1 cm。
    1. 通过足底反射评估麻醉深度,必要时在开始手术前调整麻醉给药。
  8. 使用无菌组织镊子将一枚 10 天释放药丸插入制备好的左侧囊袋中。将药丸平放于囊袋底部。
    1. 在放入制备好的囊袋前,避免药丸接触任何液体或湿气。
  9. 使用 2–3 道缝线关闭皮肤切口。仅保留很短的线尾,以增加小鼠通过啃咬打开缝线的难度。
  10. 将小鼠单独饲养,以减少术后应激并防止其啃咬导致缝线裂开。在麻醉恢复期间应持续观察小鼠,直至其意识充分恢复。
    注意:由于该操作耐受性良好,无任何不适或疼痛表现,因此无需术后镇痛处理。 或者,我们建议使用局部镇痛药物,例如在缝合前于切口处滴加一滴布比卡因,可提供长达 8 小时的镇痛效果。

3. 模型诱导、肾病综合征体征及健康状况的评估

  1. 从注射当天开始,每天早晨(08:00)通过按摩膀胱将晨尿收集到反应杯(1.5 mL)中。
    1. 使用Bradford蛋白测定法检测蛋白尿,并以肌酐进行标准化。
      注:为诱导肾病综合征,注射阿霉素后第7至第10天之间,蛋白尿应达到120 mg/mg肌酐的阈值。
  2. 观察腹水的形成情况。检查腹部周长是否增加或出现悬垂侧腹。
  3. 每天早晨(08:00)称量小鼠、食物颗粒和饮水瓶的重量。
  4. 每天至少使用Morton和Griffiths等人et al.16的评分表检查一次动物福利状况。

4. 采用显色法测定尿液中丝氨酸蛋白酶

  1. 将15 mL无菌磷酸盐缓冲液(PBS)加入含有25 mg冻干显色底物S-2251的瓶中,配制底物工作液,终浓度为2 mM。用PBS溶解抑肽酶,配制成浓度为2 mg/mL的抑肽酶溶液。
    1. 将配制好的溶液储存于-20 °C。这可显著减缓S-2251的自降解。避免使用颜色明显偏黄的陈旧溶液。
  2. 使用新鲜配制或解冻的底物工作液,并在37 °C恒温孵育箱中预热。
  3. 将尿液样本在室温下解冻。
    1. 为防止蛋白酶降解,避免反复冻融。尿液样本应储存于-20 °C。
  4. 使用适用于光度测定的96孔微孔板。在两个孔中各加入3 µL未稀释尿液,然后向孔中加入50 µL底物工作液以及3 µL PBS或抑肽酶溶液。用微孔板封板膜覆盖微孔板。
  5. 将封好的微孔板置于37 °C恒温孵育箱中孵育60分钟。
  6. 使用酶标仪在450 nm波长下测定每孔的光密度值。
  7. 以未加抑肽酶与加抑肽酶条件下的吸光度差值表示尿液中抑肽酶敏感性丝氨酸蛋白酶活性。
    注意:通过同时检测加与不加抑肽酶的配对样本,可提高检测特异性,因为该底物也可能被其他无病理生理作用的蛋白酶切割。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

在异氟烷麻醉诱导后,通过左侧眶后窦迅速注射阿霉素。全部体积的 7.25 µL/g bw 注射时无任何阻力和外渗,证明导管位置正确位于静脉内。小鼠从麻醉中迅速恢复,当日及之后均无异常表现,尤其是左眼未见任何损伤迹象。阿霉素注射后,由于阿霉素的普遍毒性作用,小鼠的食物和液体摄入量在前3天内下降,之后逐渐恢复。图1a)。注射后的前3天内,小鼠因食欲减退导致体重下降了3.4%(图1b)。从第5天开始th 当天,小鼠出现明显蛋白尿(图1c) 随后尽管食物摄入充足,尿钠排泄量仍出现显著下降(图1a,b)。这种钠潴留导致小鼠从第3天到第10天体重显著增加22.2%,并伴有腹水。由于蛋白尿,小鼠出现低白蛋白血症(图1c在第10天采集的血浆...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

本研究显示,通过129S1/SvImJ小鼠眶后窦注射阿霉素可诱导实验性肾病综合征,表现为蛋白尿、钠潴留、低白蛋白血症和高脂血症。然而,使用该模型时需考虑两个关键问题。首先,模型的诱导严格依赖于剂量,阿霉素剂量即使仅偏差0.3 µg/g,也会影响小鼠的反应15。当注射剂量较低(如14 µg/g体重或更低)时,阿霉素仅引起非肾病范围的蛋白尿,且不伴有明显的钠潴留、腹水和高脂血症。相反,注射较高剂量则会导致急性肾衰竭和高急性死亡率。根据剂量及小鼠的反应,阿霉素可引起类似于人类急性肾损伤(AKI)、肾小球滤过率保持的慢性肾脏病(CKD G1-3期),或进展性肾小球滤过率降低的慢性肾脏病(CKD G4-5期),最终导致尿毒症7,15。

其次,该模型仅适用于某些小鼠品系,而广泛使用的 C57Bl/6 品系具有抗性8。此外,在回交过程中可能存在的遗传污染会导致反应率显著降低。这在一定程...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本研究得到了德国研究基金会(DFG, AR 1092/2-1)资助项目的资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
<强>耗材
BD Micro FINE + U-40(0.30 mm × 8 mm)BD Deutschland GmbH,德国海德堡PZN: 07468060注射器
ETHILON*II(5/0,16 mm,3/8c,45 cm)Johnson&Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, 诺德施泰特,德国EH7823H缝合线
<强>名称<强>公司<强>货号<强>评论
<强>试剂
抑肽酶(6000 KIU/mg)LOXO,德国海德堡CAS 9087-70-1
Bepanthen 眼鼻软膏Bayer Vital GmbH,德国勒沃库森PZN: 1578681软膏
Chromogenix S-2251HAEMOCHROM DIAGNOSTICA GmbH,德国埃森82 0332 39显色底物
阿霉素(2.0 µ克/µL)Cell Pharm,德国巴特维尔贝尔CAS 25316-40-9阿霉素
异氟烷 CP (1 mL/mL)CP-Pharma,德国布尔戈多夫CAS 26675-46-7异氟烷
具有基质驱动持续释放功能的微球(定制)Innovative Research of America,佛罗里达州萨拉索塔X-999沉淀物
<强>名称<强>公司<强>货号<强>评论
<强>设备
ELx808 吸光度微孔板读数仪BioTek,德国巴特弗里德里希斯哈尔ELx808酶标仪
MICROSTERIL - 436意大利特雷斯科雷巴尔内阿里奥,B.M.S.GAL/436灭菌器
杂交炉/摇床通用电气医疗英国有限公司,Amersham生命科学,小查尔方特,英国RPN 2511加热室
Thermo MAT Pro 10 W,15x25 cm,Lucky Reptile进口出口 Peter Hoch GmbH,德国瓦尔德基尔希61201小鼠加热装置

参考文献

  1. Lee, V. W., Harris, D. C. Adriamycin nephropathy: a model of focal segmental glomerulosclerosis. Nephrology (Carlton). 16 (1), 30-38 (2011).
  2. Frenk, S., Antonowicz, I., Craig, J. M., Metcoff, J. Experimental nephrotic syndrome induced in rats by aminonucleoside; renal lesions and body electrolyte composition. Proc Soc Exp Biol Med. 89 (3), 424-427 (1955).
  3. Ichikawa, I., et al. Role for intrarenal mechanisms in the impaired salt excretion of experimental nephrotic syndrome. J Clin Invest. 71, (1983).
  4. Deschenes, G., Wittner, M., Stefano, A., Jounier, S., Doucet, A. Collecting duct is a site of sodium retention in PAN nephrosis: a rationale for amiloride therapy. J Am Soc Nephrol. 12 (3), 598-601 (2001).
  5. Lourdel, S., et al. Hyperaldosteronemia and activation of the epithelial sodium channel are not required for sodium retention in puromycin-induced nephrosis. J Am Soc Nephrol. 16 (12), 3642-3650 (2005).
  6. Seigneux, S., Kim, S. W., Hemmingsen, S. C., Frokiaer, J., Nielsen, S. Increased expression but not targeting of ENaC in adrenalectomized rats with PAN-induced nephrotic syndrome. Am J Physiol Renal Physiol. 291 (1), F208-F217 (2006).
  7. Artunc, F., et al. Serum- and glucocorticoid-inducible kinase 1 in doxorubicin-induced nephrotic syndrome. Am J Physiol Renal Physiol. 295 (6), F1624-F1634 (2008).
  8. Zheng, Z., et al. A Mendelian locus on chromosome 16 determines susceptibility to doxorubicin nephropathy in the mouse. Proc Natl Acad Sci U S A. 102 (7), 2502-2507 (2005).
  9. Kimura, M., et al. Interstrain differences in murine daunomycin-induced nephrosis. Nephron. 63 (2), 193-198 (1993).
  10. Wang, Y., Wang, Y. P., Tay, Y. C., Harris, D. C. Progressive adriamycin nephropathy in mice: sequence of histologic and immunohistochemical events. Kidney Int. 58 (4), 1797-1804 (2000).
  11. Svenningsen, P., et al. Plasmin in nephrotic urine activates the epithelial sodium channel. Journal of the American Society of Nephrology : JASN. 20 (2), 299-310 (2009).
  12. Passero, C. J., Hughey, R. P., Kleyman, T. R. New role for plasmin in sodium homeostasis. Curr Opin Nephrol Hypertens. 19 (1), 13-19 (2010).
  13. Bohnert, B. N., et al. Aprotinin prevents proteolytic epithelial sodium channel (ENaC) activation and volume retention in nephrotic syndrome. Kidney Int. 93 (1), 159-172 (2018).
  14. Pippin, J. W., et al. Inducible rodent models of acquired podocyte diseases. Am J Physiol Renal Physiol. 296 (2), F213-F229 (2009).
  15. Bohnert, B. N., et al. Impact of phosphorus restriction and vitamin D-substitution on secondary hyperparathyroidism in a proteinuric mouse model. Kidney Blood Press Res. 40 (2), 153-165 (2015).
  16. Morton, D. B., Griffiths, P. H. Guidelines on the recognition of pain, distress and discomfort in experimental animals and an hypothesis for assessment. Vet Rec. 116 (16), 431-436 (1985).
  17. Beath, S. M., et al. Plasma aprotinin concentrations during cardiac surgery: full- versus half-dose regimens. Anesth Analg. 91 (2), 257-264 (2000).
  18. Kanter, P. M., et al. Preclinical toxicology study of liposome encapsulated doxorubicin (TLC D-99): comparison with doxorubicin and empty liposomes in mice and dogs. In Vivo. 7 (1), 85-95 (1993).
  19. Ma, L. J., Fogo, A. B. Model of robust induction of glomerulosclerosis in mice: importance of genetic background. Kidney Int. 64 (1), 350-355 (2003).
  20. Kren, S., Hostetter, T. H. The course of the remnant kidney model in mice. Kidney Int. 56 (1), 333-337 (1999).
  21. Mizuno-Horikawa, Y., Mizuno, S., Tamura, S., Kurosawa, T. Advanced glomerulosclerosis is reversible in nephrotic mice. Biochem Biophys Res Commun. 284 (3), 707-713 (2001).
  22. Friberger, P. Chromogenic peptide substrates. Their use for the assay of factors in the fibrinolytic and the plasma kallikrein-kinin systems. Scand J Clin Lab Invest Suppl. 162, 1-298 (1982).
  23. Haerteis, S., et al. Plasma kallikrein activates the epithelial sodium channel in vitro but is not essential for volume retention in nephrotic mice. Acta Physiologica. , (2018).
  24. Schork, A., et al. Association of Plasminuria with Overhydration in Patients with CKD. Clin J Am Soc Nephrol. 11 (5), 761-769 (2016).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

探索更多文章

阿霉素注射液眶后窦尿液丝氨酸蛋白酶上皮钠通道蛋白尿检测钠潴留小鼠模型慢性肾脏病