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方法文章

建立小鼠原位转移性乳腺癌模型及实施小鼠根治性乳房切除术

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DOI：

10.3791/57849

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2018年11月29日

 ,  ,  , 
1Breast Surgery, Department of Surgical Oncology, Roswell Park Comprehensive Cancer Center, 2Holy Cross Hospital Michael and Dianne Bienes Comprehensive Cancer Center, 3Department of Surgery, Massachusetts General Hospital, 4Department of Surgery, University of Miami Miller School of Medicine, 5Department of Surgery, Nova Southeastern University School of Medicine, 6Department of Surgery, University at Buffalo Jacobs School of Medicine and Biomedical Sciences, 7Department of Breast Surgery and Oncology, Tokyo Medical University, 8Department of Surgery, Yokohama City University, 9Department of Surgery, Niigata University Graduate School of Medical and Dental Sciences, 10Department of Surgery, Fukushima Medical University

本文内容

摘要

我们介绍了一种利用生物发光技术量化肿瘤负荷的小鼠原位乳腺癌模型和根治性乳房切除术模型，以模拟人类乳腺癌的进展过程。

摘要

用于评估乳腺癌进展的体内小鼠模型对癌症研究至关重要，包括临床前药物开发。然而，已发表的文章通常会省略大部分实际操作和技术细节，因此使得这些模型难以重复，尤其是涉及手术技术时。生物发光技术能够在肿瘤尚不可触及的情况下检测到极少量的癌细胞。利用表达荧光素酶的癌细胞，我们建立了一种具有高成瘤率的乳腺癌原位接种技术。肺转移通过离体（ex vivo）方法进行评估。随后，我们建立了一种局部复发率较低的乳腺切除模型，以评估转移性肿瘤负荷。本文中，我们详细描述了分别用于乳腺癌研究的原位移植和乳腺切除手术技术，其实现了高成瘤率和低局部复发率，从而提高了乳腺癌模型的效率。

引言

动物模型在癌症研究中发挥着关键作用。当一个假设在体外实验中得到验证后，应进一步在体内进行测试，以评估其临床相关性。与体外模型相比，动物模型通常能更真实地反映癌症的发展和转移过程，因此在药物开发的临床前研究中，必须在动物模型中对新药进行测试1,2。然而，已发表文章中往往对动物实验的技术细节描述不足，导致模型难以成功重复。事实上，建立这些原位接种和乳腺切除模型的研究人员都经历了长期且严格的试错过程。癌细胞接种后成瘤的成功率是决定动物实验成功与否及效率高低的关键因素之一3。细胞系的选择、接种细胞数量、接种部位以及小鼠品系均为影响实验结果的重要因素。众所周知，与体外技术相比，动物实验的结果因个体差异而存在较大变异性。因此，采用经过充分验证的模型和标准化的技术对于获得稳定的结果、提高动物实验效率并避免误导性结论至关重要。

本文介绍了一种成熟可靠的技术4，用于建立乳腺癌原位移植和乳房切除术小鼠模型。这些方法的目的包括：1）模拟人类乳腺癌的发生发展过程及治疗过程；2）与其它乳腺癌接种或乳房切除技术相比，能够更高效、更成功地开展体内实验。在原位癌细胞接种过程中，为了更好地模拟人类乳腺癌的进展，我们选择胸部的第2对乳腺脂肪垫作为接种部位。在大多数研究中，乳腺癌细胞通常被接种于皮下5。该方法无需手术，操作简便。然而，皮下微环境与乳腺组织的微环境存在显著差异，导致肿瘤进展过程及分子特征均可能不同6,7。部分研究采用位于腹部的第4对乳腺作为接种部位6。但由于第4对乳腺位于腹部，最常见的转移模式为腹膜癌病7，而该转移方式在转移性乳腺癌中发生率低于10%8。本文所介绍的技术在第2对乳腺接种肿瘤细胞后，其转移部位主要为肺部，而肺是乳腺癌最常见的转移部位之一9。

采用该技术的目的还在于，与其他乳腺癌接种技术相比，实现更高的成瘤率并减少肿瘤大小的变异性。为此，将悬浮于凝胶状蛋白质混合物中的癌细胞通过胸前壁正中切口，在直视下进行接种。与皮下注射或非手术注射方法相比，该技术可产生更高的成瘤率，且肿瘤大小和形态的变异更小，这一点在此前已有报道3,7。

我们还介绍了一种小鼠根治性乳房切除术技术，该技术将原位乳腺肿瘤连同周围组织及腋窝淋巴结一并切除。在临床实践中，对于无远处转移的乳腺癌患者，标准治疗方案为乳房切除术10,11。在实施乳房切除术前，通常通过影像学检查和前哨淋巴结活检来评估腋窝淋巴结是否发生转移。若未发现腋窝淋巴结转移的证据，患者将接受全乳房切除术或部分乳房切除术，此时可省略腋窝淋巴结切除。全乳房切除术是指将乳腺癌组织与整个乳腺组织整块切除，而部分乳房切除术仅切除乳腺癌组织及其周围一定范围的正常乳腺组织，从而保留患者其余正常的乳腺组织。然而，接受部分乳房切除术并保留了正常乳腺组织的患者，术后需接受放射治疗，以防止局部复发10。对于存在腋窝淋巴结转移的患者，则需进行根治性乳房切除术，即将乳腺癌组织、全部正常乳腺组织、腋窝淋巴结以及受侵犯的组织整块切除10,11。在小鼠模型中，对腋窝淋巴结转移的监测以及术后放疗均不合理或不可行。因此，我们采用根治性乳房切除术技术，以避免局部复发或腋窝淋巴结转移。

通过尾静脉接种癌细胞是建立肺转移小鼠模型最常用的方法12，即所谓的"实验性转移"模型。该模型易于构建，且无需手术操作；然而，其并不能模拟人类乳腺癌的自然进展过程，可能导致转移性疾病的生物学行为存在差异。为了更真实地模拟人类乳腺癌的治疗过程（即转移常发生在乳房切除术后），可在原位接种癌细胞后切除原发肿瘤。如先前报道所述13，与单纯的肿瘤切除相比，该技术产生的局部复发较少，适用于新型治疗药物的临床前研究以及转移性乳腺癌的相关研究。本文所述技术适用于大多数乳腺癌原位模型实验。然而，需要注意的是，明胶状蛋白混合物可能影响肿瘤微环境，而手术操作可能影响机体的应激/免疫反应14。因此，针对微环境和/或应激/免疫反应开展研究的研究人员应充分意识到潜在的混杂因素。

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方案

所有实验均已获得罗斯威尔公园综合癌症中心机构动物照护与使用委员会的批准。

注意： 九 从中国台湾获得6至12周龄雌性BALB/c小鼠。使用4T1-luc2细胞，这是一种源自BALB/c小鼠的鼠源乳腺腺癌细胞系，经基因工程改造可表达荧光素酶。这些细胞在含10%胎牛血清（FBS）的RPMI 1640培养基中培养。

1. 仪器准备

  1. 在生物安全柜中将冷冻的凝胶状蛋白质混合物（例如 Matrigel）置于冰上解冻。
  2. 手术前清洁并高压灭菌两套外科器械（显微解剖剪、Adson 镊子和持针器）。准备灭菌的 5-0 丝线缝合线和干式灭菌剂（计划进行连续手术时）。
  3. 手术前使用剃毛器剪除小鼠胸部中段的毛发，并通过耳缘打孔标记小鼠以供识别。
  4. 准备手术操作台，确保其可立即用于手术操作。
    1. 铺上吸水垫，用胶带固定四角，用胶带固定麻醉鼻罩，在操作区域旁放置灭菌剂和消毒剂（氯己定、碘伏和 75% 乙醇），并按手术顺序摆放小鼠。

2. 细胞制备（适用于10只小鼠）

注意：细胞从培养皿上解离后应在1小时内接种，以避免细胞活力下降。具体而言，细胞解离后应在15分钟内将细胞悬液混入胶状蛋白质混合物中，以维持其活力。

  1. 在含10%胎牛血清（FBS）的RPMI 1640培养基中，于37 °C、5% CO2的湿化培养箱中培养4T1-luc2细胞（一种表达荧光素酶的小鼠乳腺腺癌细胞系）。
  2. 在生物安全柜中，使用10 mL移液管以磷酸盐缓冲液（PBS）清洗10 cm培养皿中的贴壁4T1-luc2细胞。使用P1000移液器加入1 mL 0.25%胰蛋白酶，于37 °C孵育5分钟。随后，使用5 mL移液管加入4 mL生长培养基（含10% FBS的RPMI-1640），将细胞悬液转移至15 mL锥形离心管中。在180 × g条件下离心5分钟。
  3. 吸除上清液，将细胞重悬于2 mL PBS中，然后使用血细胞计数板进行细胞计数。
  4. 在生物安全柜中，将2 × 106个4T1-luc2细胞重悬于40 μL冷PBS（pH 7.4，4 °C）中。
  5. 在生物安全柜中，将40 μL细胞悬液与360 μL胶状蛋白混合物在冰上置于1.5 mL微量离心管中混合。
    注意：最终浓度为1 × 105/20 μL（PBS与胶状蛋白混合物比例为1:9）。对于原位模型（不进行乳房切除术），采用最终浓度1 × 104/20 μL，以避免在两周内达到安乐死标准（肿瘤大小> 2 cm）。

3. 肿瘤细胞接种

  1. 将小鼠放入麻醉诱导室，使用2-4%异氟烷和0.2 L/min的氧气流，直至小鼠呼吸平稳（2–3分钟）。
  2. 抓取小鼠，并在其肩部皮下注射0.05 mg/kg的丁丙诺啡。
  3. 通过脚趾夹捏无反应确认麻醉充分。将小鼠的鼻子插入小鼠面罩的孔中，连接活性炭过滤装置，以2-4%异氟烷和2 L/min氧气流维持吸入麻醉。
  4. 使用实验室胶带固定小鼠四肢，并用棉签依次以氯己定、碘酒和75%乙醇对其皮肤进行消毒。
  5. 使用无菌显微剪刀在前胸壁正中做5 mm皮肤切口，提起切口右侧的皮肤，用剪刀将其与胸壁分离，然后翻转皮肤以暴露右侧第2乳腺脂肪垫。
  6. 在直视伤口条件下，使用带有28.5 G针头的1 mL胰岛素注射器，向脂肪垫内缓慢注射20 μL癌细胞悬液。
    注意：针头应通过伤口进入，而非穿透皮肤。拔针前需在脂肪垫内留针5秒，以便凝胶状蛋白混合物凝固。
  7. 使用无菌5-0不可吸收缝线缝合皮肤切口。
  8. 术后将动物放回清洁笼具，并持续观察直至其恢复意识并能自由活动（约1–2分钟后）。 若动物在术后24小时内健康状况不佳 ，应给予丁丙诺啡（0.2 mg/kg）。
  9. 术后7天在麻醉状态下拆除缝线（参见步骤3.1）。

4. 乳房切除术

注意：乳房切除术的时机非常关键。若手术过早，肺转移不会发生；若手术过晚，原发肿瘤已侵入主要血管，导致难以完成彻底的肿瘤切除。因此，研究人员测试了多个乳房切除术的时间点，以确定在等待转移发生的同时，又能保证切除仍具可行性的最佳时机。在进行了50多例小鼠实验后，结果表明，在癌细胞接种后8天（或肿瘤大小达到5 mm时）进行乳房切除术，是实现这一平衡的理想时间点13。

  1. 使用 2-4% 吸入式异氟烷麻醉小鼠，并注射布托啡诺（参见步骤 3.1 和 3.2）。
  2. 固定小鼠并对其皮肤进行消毒（参见步骤 3.4）。
  3. 使用显微解剖剪，在初次癌细胞接种时所形成的手术瘢痕左侧 2 mm 处做一个 5 mm 的皮肤切口。将切口向肢根部延伸，以切除肿瘤、包含手术瘢痕的皮肤、与肿瘤接触的病灶，以及腋窝淋巴结区域——在乳房切除术时，该区域通常无可见淋巴结13。注意勿损伤腋静脉。
  4. 使用无菌 5-0 不可吸收缝线以“Y”形缝合方式闭合皮肤缺损。
  5. 与步骤 3.8 相同，将小鼠放回清洁笼具，并监测直至其恢复。
  6. 术后 7 天在麻醉下拆除缝线（参见步骤 3.1）。

5. 原位接种（不进行乳房切除术）原发肿瘤或（乳房切除术模型）肺转移的生物发光定量分析

注意：对于原发肿瘤负荷的定量，自原位接种后的第二天起，每周测量两次生物发光信号；对于肺转移的定量，自乳房切除术后的第二天起，每周测量两次生物发光信号。

  1. 在组织培养罩中，将D-荧光素溶于杜氏磷酸盐缓冲液（DPBS）中，配制成终浓度为15 mg/mL的溶液。分装至避光的1.5 mL微量离心管中，于-80 °C保存。
    注意：对于一只20 g的小鼠，需要200 µL稀释后的D-荧光素溶液。
  2. 打开成像软件并点击初始化。
    注意：电荷耦合器件（CCD）冷却约需15分钟。当CCD达到设定温度时，温度指示条的颜色将由红色变为绿色。
  3. 成像前，在专用诱导室中使用2-4%异氟烷对小鼠进行麻醉（参见步骤3.1）。
  4. 称量小鼠体重。
  5. 使用28.5 G针头，在腹部中线位置以150 mg/kg剂量腹腔注射D-荧光素。
  6. 将每只小鼠以仰卧位固定于成像系统内的鼻罩中（每次最多可同时放置五只小鼠）。成像过程中通过鼻罩持续供给1%–3%异氟烷（以100%氧气为载体）以维持麻醉状态。
  7. 每5分钟采集一次图像，持续50分钟以检测生物发光信号峰值（或直至确认达到峰值）。
    1. 选择发光成像模式为自动， binning 为中等，视野为D。
    2. 点击采集以获取图像。
  8. 将小鼠放回笼中，并持续观察直至其完全恢复（参见步骤3.8）。

6. 通过离体成像定量肺转移瘤负荷

注意： 肺转移定量适用于原位接种模型，无论是否结合乳房切除术模型。在乳房切除术模型中， 离体 根据实验目的选择成像或生存观察。在原位接种（不进行乳房切除术）模型中，大多数情况下会达到以原发肿瘤大小作为安乐死标准的临界值> 接种后约21天，菌落直径达2 cm。

  1. 在癌细胞接种后第21天，通过离体成像定量肺转移病灶。
  2. 在专用诱导室中使用2-4%异氟烷麻醉小鼠（参见步骤3.1）。
  3. 称量小鼠体重。
  4. 腹腔注射150 mg/kg D-荧光素酶底物（参见步骤5.6）。
  5. 注射后15分钟，通过颈椎脱臼法处死小鼠。
  6. 使用弯头Mayo剪刀在腹部中线切开皮肤和腹膜，并向左右两侧延伸切口。用镊子取出肝脏，直至可见膈肌，然后剪开膈肌。
  7. 使用弯头Mayo剪刀从尾侧（第12肋）向头侧（第1肋）剪断双侧肋骨，翻起前胸壁以暴露肺组织。
  8. 用镊子提起肺组织，识别呈绳索状连接肺与脊柱的胸段食管，然后使用显微解剖剪剪断食管。
  9. 用镊子提起双侧肺和心脏（施加从头侧向尾侧的牵引力），然后使用显微解剖剪在头侧剪断气管及通向肺尖的主要血管。
    注意：此步骤可将肺和心脏从体内完整分离。
  10. 使用显微解剖剪将心脏从肺组织上分离。
  11. 将肺组织置于直径10 cm的培养皿中。
  12. 处死后5分钟（荧光素酶底物注射后20分钟）采集生物发光图像（参见步骤5.7.1和5.7.2）。

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结果

原位模型的目的是模拟人类癌症的发展进程（即，原发肿瘤的生长，随后是淋巴结转移，然后是远处肺转移）15在癌细胞接种后，定期定量检测生物发光信号（每周两到三次）图1A）。肺部的生物发光信号比原发灶更深且范围更小。活体小鼠中的生物发光主要反映原发肿瘤负荷3 (图1B 和 1C）。肿瘤大小也通过游标卡尺测量。肿瘤体积采用以下公式估算：体积 = 长度 × 宽度2/2 (图1D). 通过生物发光和游标卡尺测量对肿瘤负荷进行定量，代表性结果显示出相似的趋势（图1B 和 1D）；然而，我们有时会遇到差异。我们推测，当肿瘤直径小于1.5 cm时，利用生物...

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讨论

近十年来，我们建立了多种小鼠癌症模型，包括乳腺癌模型3,7,13,16,20,21。此前，我们已证明，在直视下将乳腺癌细胞正位接种至乳腺组织，相较于不经手术切口直接注射至乳头周围，所形成的肿瘤体积更大且大小变异更小7。通过使用明胶样蛋白混合物悬浮细胞，该模型得到了进一步优化。由明胶样蛋白混合物悬浮细胞所生成的肿瘤呈圆形，形态变异较小；而由PBS悬浮细胞生成的肿瘤则在乳腺组织中呈弥散分布3。

我们进一步验证了，与非手术方法或皮下注射产生的肿瘤相比，本研究中采用的手术原位移植方法所产生的肿瘤高度表达在...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本研究工作获得了美国国立卫生研究院（NIH）R01CA160688 基金以及苏珊·G·科门基金会（Susan G. Komen Foundation）研究者发起的研究基金（IIR12222224）对 K.T. 的资助。小鼠生物发光成像由罗斯韦尔·帕克综合癌症中心（Roswell Park Comprehensive Cancer Center）的转化影像共享资源平台完成，该平台得到了癌症中心支持基金（P30CA01656）和共享仪器基金（S10OD016450）的支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
显微解剖剪RobozRS-5983用于癌细胞接种和乳腺肿瘤切除术
阿登镊RobozRS-5233用于癌细胞接种和乳腺肿瘤切除术
持针器RobozRS-7830用于癌细胞接种和乳腺肿瘤切除术
梅奥剪RobozRS-6873用于离体实验
5-0 丝线缝合线Look774B用于癌细胞接种和乳腺肿瘤切除术
干式消毒剂（Germinator 500）Braintree ScientificGER 5287-120V用于癌细胞接种和乳腺肿瘤切除术
动物毛发剪Wahl9908-717用于癌细胞接种和乳腺肿瘤切除术
基质胶（Matrigel）Corning354234用于癌细胞接种
D-荧光素钾盐GOLD-BioLUCK-1K用于生物发光定量分析
罗斯韦尔帕克纪念研究所1640培养基（RPMI 1640）Gibco11875093用于细胞培养
胎牛血清Gibco10437028用于细胞培养
胰蛋白酶-EDTA（0.25%）Gibco25200056用于细胞培养

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