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方法文章

乙醇诱导的颈交感神经节阻滞在利用人工神经促进犬下牙槽神经再生中的应用

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DOI：

10.3791/58039

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2018年11月30日

 ,  ,  ,  , 
1Department of Dental Anesthesia, Nippon Dental University Hospital at Tokyo, 2Department of Dental Anesthesiology, Nippon Dental University School of Life Dentistry at Tokyo, 3Department of Bioartificial Organs, Institute for Frontier Medical Science, Kyoto University

本文内容

摘要

我们评估了颈交感神经节阻滞对使用人工神经导管进行神经修复的影响。在雄性比格犬的左侧下牙槽神经上植入人工神经导管，以桥接10 mm的缺损；通过侧胸切开术注射99.5%乙醇，阻滞左侧颈交感神经节。

摘要

聚乙醇酸胶原（PGA-C）管是一种可生物吸收的神经导管，内部填充有多腔结构的胶原材料，由多层薄胶原膜构成。在治疗下牙槽神经（IAN）损伤时，使用此类导管已获得良好的临床效果。利用PGA-C管实现成功神经再生的关键因素之一是周围组织的血液供应。颈交感神经节阻滞（CSGB）可在头颈部区域产生交感神经阻断作用，从而增加该区域的血流量。为了确保充分的治疗效果，需每日使用局部麻醉药进行一至两次阻滞，持续数周；这在建立用于研究该技术的动物模型时带来了挑战。为克服这一局限性，我们建立了一种乙醇诱导的CSGB犬模型，以实现口面部区域长期血流增加。我们检测了该模型是否能够增强通过PGA-C管植入促进的IAN再生。14只比格犬均在左侧IAN缺损处植入PGA-C管，桥接10 mm的神经缺损。IAN位于下颌管内，周围为骨组织，因此我们选用压电外科技术（利用超声波）进行骨组织处理，以最大程度降低神经和血管损伤的风险。该手术方法取得了良好的外科效果。术后一周，其中7只犬通过乙醇注射接受左侧CSGB。乙醇诱导的CSGB显著改善了神经再生效果，表明血流增加能有效促进IAN缺损中的神经再生。该犬模型可为CSGB长期效应的进一步研究提供重要支持。

引言

在许多情况下，下牙槽神经（IAN）的创伤性损伤属于医源性损伤，常由第三磨牙拔除或牙种植体植入引起1,2,3。IAN损伤可导致温度觉和触觉减退，并引发感觉异常、感觉迟钝、感觉减退以及异常性疼痛。神经损伤的治疗不仅包括保守疗法，还包括缝合和自体移植等其他方法。然而，这些方法存在局限性，常表现为症状无明显改善以及供区出现神经功能缺陷4,5,6。

人工神经——聚乙醇酸-胶原蛋白（PGA-C）导管最初在日本开发。它是一种生物可吸收导管，其内腔填充有海绵状胶原蛋白7。在动物实验中，该导管被用于促进腓神经缺损比格犬的神经再生，并显示出比自体神经移植更高的恢复水平8。自2002年起，PGA-C导管开始应用于外周神经损伤患者的临床治疗。此外，在三叉神经病变（下牙槽神经和舌神经）的治疗中也取得了良好的临床效果9,10,11。使用PGA-C导管实现成功神经再生的关键因素之一是周围组织的血液供应8。颈交感神经节阻滞（CSGB）可在头颈部区域产生交感神经阻滞，增加相应支配区域的血流量12；因此，该技术已被用于治疗复杂性区域疼痛综合征和循环功能不全13,14,15。然而，关于CSGB增加血流量效果的实验研究仍较少16,17。为确保充分的CSGB效果，需每日一次或两次联合局部麻醉药进行阻滞，持续数周，这在建立用于研究该技术的动物模型时带来了挑战。为克服这一局限性，在先前的研究中，我们建立了一种犬类长期增加口面部区域血流量的模型18。该模型通过注射99.5%乙醇实施CSGB而建立。我们采用激光多普勒血流仪和红外热成像技术每周一次评估口腔黏膜血流量和鼻部皮肤温度，持续12周。结果表明，在该模型中，口面部区域的血流量可增加7至10周。

在本研究中，我们评估了乙醇诱导的化学性感觉神经阻滞（CSGB）对神经再生的影响。
将聚甘油癸二酸酯-碳酸钙（PGA-C）导管植入比格犬左侧下牙槽神经（IAN）10 mm缺损处。一周后，通过注射乙醇实施CSGB。术后三个月，我们进行了多种电生理学、组织学和形态学研究，以评估CSGB对神经再生的影响。本文提供了利用PGA-C导管进行IAN重建及乙醇诱导CSGB的详细实验方案。

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方案

本研究遵循动物护理与使用指导原则，并经京都大学动物研究委员会（日本京都；授权编号：R-16-16）批准。所有努力均旨在尽量减少动物痛苦，本报告的各个部分均遵守ARRIVE（动物研究：in Vivo 实验报告）指南。

1. PGA-C 管的制备

  1. 使用可吸收性聚乙醇酸（PGA）管材，通过配备48个锭子和5根PGA纤维（由26根单丝组成的束）的管状编织机制备人工神经导管（图1）18。
  2. 为使PGA管表面具有亲水性，需对其进行等离子体放电处理。
  3. 使用1% v/w的无端胶原（atelocollagen）盐酸溶液7。
    注：无端胶原通过酶处理从猪皮中提取，并经过病毒检测。其主要成分为I型（70–80%）和III型胶原蛋白，具体比例在其他文献中有详细描述7。将1 g胶原溶解于100 mL盐酸溶液（pH = 3.0）中配制胶原溶液。由于盐酸溶液的密度约为1.0，因此胶原的w/w浓度接近1%。
  4. 通过将管材反复浸入1%胶原盐酸溶液中（每次5秒），在其表面涂覆多层胶原。
    1. 浸涂后，在室温下的洁净工作台上干燥管材。待管材完全干燥后（空气干燥约需6小时）再进行下一次浸涂。
    2. 重复涂覆过程10次。
  5. 将PGA-C管在真空条件下于140 °C处理24小时（脱水热处理），以调控其生物可吸收性及胶原分子的交联。整个操作过程需在无菌条件下进行。
    注：该工艺最终制得的导管长度为14 mm，内径为3 mm，管壁厚度为50 μm。

2. 手术操作准备

  1. 使用体重为9.0至13.0 kg的成年雄性比格犬。
    1. 将动物分别饲养在独立的笼具中，置于受控的饲养环境条件下（12小时光照与12小时黑暗循环）。
    2. 提供固体食物和水 随意摄取.
  2. 称重比格犬。
  3. 对所有手术器械进行高压灭菌。
  4. 戴上无菌手套，并使用80%乙醇溶液对操作环境的所有表面进行消毒。丢弃使用过的手套。
  5. 进行外科手部消毒。
  6. 戴上新的口罩、防护服和无菌手套。

3. 麻醉与皮肤准备

  1. 通过肌肉注射给予犬每公斤体重5 mg盐酸氯胺酮和1 mg盐酸赛拉嗪的混合物进行麻醉。
  2. 使用直径7.5 mm、长度25 cm的气管插管进行气管插管。
  3. 将犬置于右侧卧位，以3.2%七氟烷与氧气（1.0 L/min）维持全身麻醉。
  4. 使用加热垫维持体温在37 °C。
  5. 在眼睛前表面涂抹眼用凝胶，以防止角膜擦伤。
  6. 使用手术剪仔细剃除手术区域（左侧胸部区域）的毛发，向手术部位喷洒足量酒精溶液，等待至少15秒，重复操作3次。
  7. 术中持续监测心率和血氧饱和度。

4. 使用 PGA-C 管进行下牙槽神经重建：仅重建模型的建立

  1. 使用27 G针头向左侧下颌牙龈注射3 mL 1%利多卡因，作为局部麻醉剂和镇痛剂。
  2. 使用15号手术刀片在左侧下颌牙龈做一条5 cm长的横向切口，以暴露动物的下颌骨。
  3. 利用压电超声振动，通过下颌颏孔后部将下颌骨近端磨削成一个3 cm × 8 mm的矩形区域。
    注：振动频率为28 ‒ 32 kHz。
  4. 移除下颌骨板的前部（尺寸为3 cm × 8 mm），以暴露左侧下牙槽神经（IAN）（图2A）18。
    注：重建部位对应于第一磨牙的根尖位置。
  5. 使用手术刀横断下牙槽神经，切除一段10 mm长的神经。
  6. 将切断神经的近端和远端残端分别插入神经导管中，插入深度为2 mm。
  7. 在8倍放大倍数的手术显微镜下，使用8-0尼龙缝线将导管与近端和远端神经断端进行缝合（图2B）18。
  8. 将骨板复位至下颌骨的原始位置。
  9. 使用4-0尼龙缝线关闭切口。
  10. 术后一天，确认下颌骨板处于正确位置。
    1. 4.10.1 在麻醉状态下进行面部骨骼的计算机断层扫描（CT）成像。CT参数设置如下：120 kVp，200 mAs，0.5 mm/s，层厚0.5 mm。
      1. 使用5 mg/kg盐酸氯胺酮和1 mg/kg赛拉嗪混合物进行麻醉（图3）。
  11. 术后一周内每日给予氨苄西林（100 mg/天）作为抗生素，对乙酰氨基酚（100 mg/天）作为镇痛剂。

5. 乙醇诱导的 CSGB：重建 + CSGB 模型的建立

  1. 按照第4节所述进行IAN重建，并给予一周时间恢复。
  2. 使用1.5%七氟烷（氧气流速4 L/min，空气流速6 L/min）对动物进行麻醉。按照第3节所述剃毛并清洁手术区域。
  3. 使用外科皮肤标记笔在左侧胸部区域画线标记切口位置（图4，切口线长度为20 cm）。
  4. 使用21 G针头在左侧胸部区域注射5 mL 1%利多卡因，作为局部麻醉和镇痛。
  5. 使用10号手术刀片切开左侧胸部皮肤。
  6. 使用电刀切开脂肪层，暴露肌筋膜。
  7. 暴露前锯肌和斜角肌。
  8. 从前向后分离前锯肌和斜角肌，暴露第二和第三肋骨（图5）。
  9. 在第二和第三肋间行左侧侧胸廓切开术，暴露左侧颈交感神经节（图6）。
  10. 在直视下，使用30 G针头向颈交感神经节注射0.2 mL 99.5%乙醇（图7）。
  11. 使用间断的1-0可吸收缝线关闭肋间间隙。
  12. 使用间断的3-0尼龙缝线缝合皮肤。
  13. 术后给予氨苄西林（100 mg/天）作为抗生素，对乙酰氨基酚（100 mg/天）作为镇痛药，持续一周。
  14. 在CSGB术后1周，使用红外热成像测量面部皮肤温度，以确认CSGB效果。

6. 电生理记录

  1. 在重建术后三个月，为测量 IAN 的感觉神经动作电位（SNAP）和感觉神经传导速度（SCV），按照第 3 节所述方法麻醉动物。
    注意：应在两组中每只犬的实验侧和正常对照侧均测量 SNAP 和 SCV。
  2. 使用 10 号手术刀片在左侧下颌牙龈处做切口。
  3. 小心移除下颌骨板，避免对再生神经造成物理性损伤。
  4. 使用一对针状电极刺激 IAN，以记录 SNAP 和 SCV。
    1. 将电极插入神经导管近端。
    2. 施加 10-kHz 电刺激，共 20 次。
  5. 分析结果。
    1. 通过计算对电刺激的平均反应幅度来确定 SNAP。
    2. 从图表记录中测量峰潜伏期和峰幅度。
    3. 使用以下公式计算恢复指数：仅重建组或重建 + CSGB 组左侧 IAN 的峰幅度 / 正常对照的峰幅度（仅重建组右侧 IAN 的中段）19,20。

7. 组织学分析

  1. 组织切片制备
    1. 重建后三个月，取材左侧下牙槽神经（IAN），包括重建部位两侧各1 cm的神经组织。
    2. 在与左侧取材部位相对应的水平，取材右侧下牙槽神经（IAN）。
    3. 将取材的神经组织浸入含2.5%戊二醛的0.1 M卡可基酸盐缓冲液中进行前固定（pH 7.4，48 °C，24 h）。
    4. 使用2%四氧化锇溶液（48 °C，4 h）和含亚铁氰化钾的0.1 M磷酸盐缓冲液（pH 7.4，2 h）进行后固定。
    5. 用一系列梯度乙醇溶液对神经组织进行脱水处理。
    6. 将组织包埋于环氧树脂（石蜡）中。
    7. 将样本切片至厚度为0.5 ‒ 1.0 μm。
  2. 甲苯胺蓝染色与形态学分析
    1. 使用甲苯胺蓝溶液对切片进行染色。
    2. 在光学显微镜下以400倍放大倍数获取以下区域的显微图像：左侧下牙槽神经，再生节段中心部位及残端远端2 mm处；右侧下牙槽神经，与左侧取材部位相对应的神经节段中心部位。
    3. 选择所有含有再生神经纤维区域的图像。
      1. 随机选取8 ‒ 10个大小为100 μm × 100 μm、包含再生神经纤维的区域。
      2. 使用适当的软件进行形态学分析，测量以下参数：有髓神经纤维直径（μm）和密度（计数/面积）、神经组织占比以及G-ratio（有髓轴突直径/有髓神经纤维直径）。
  3. 免疫组织化学染色
    1. 按照石蜡切片染色的标准操作流程进行。
    2. 在25 °C条件下与一抗孵育30分钟。
    3. 在25 °C条件下用磷酸盐缓冲液（PBS）洗涤3次。
    4. 在25 °C条件下与辣根过氧化物酶标记的二抗孵育30分钟。
    5. 使用光学显微镜获取图像。
  4. 透射电子显微镜（TEM）
    1. 按照步骤7.1所述方法制备神经组织。
    2. 使用超薄切片机将神经组织切片至厚度为70 ‒ 90 μm。
    3. 用Reynold's醋酸铅和醋酸铀对切片进行染色。
    4. 通过透射电子显微镜进行观察和成像。

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结果

我们观察到，在左侧星状神经节阻滞术（CSGB）后1周，阻滞侧面部皮肤温度升高（图8）。

重建术后3个月，重建区域的PGA-C管已吸收，在仅重建组和重建+CSGB组中均观察到下牙槽神经的再生（图9A，B）18。

在重建+CSGB组和仅重建组的两侧重建侧均可测得SNAP。电生理评估结果总结于表118。重建+CSGB组的恢复指数和SCV显著高于仅重建组。

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讨论

我们提出了一种利用可生物吸收的神经导管联合乙醇诱导的颈上神经节阻滞（CSGB）促进下牙槽神经（IAN）再生的有效方法。本研究选用犬作为实验动物，因为其他动物模型（如小鼠、大鼠和兔子）寿命较短且体型较小，无法用于实施精确的外科手术操作。由于下牙槽神经位于下颌管内并被骨组织包绕，因此在进行神经重建时必须采用特定的外科技术，以避免损伤神经和血管。该手术的一项关键技术要点是应仔细去除下颌骨骨板，以最大程度降低神经和血管损伤的风险。传统的钻头和微型锯无法区分硬组织与软组织21。此外，这些工具在操作过程中容易滑脱，可能意外接触并损伤邻近组织，尤其是下牙槽神经22。因此，我们在骨组织处理步骤中采用了压电外科设备。这是一种新型且创新的骨外科技术，利用特制手术刀片的超声微振动进行操作。因此，即使切割尖端意外接触软组织，也不会造成损伤23,24。频率为24–29 kHz、振幅为60–200 µm/s的微振动最适合切割弹性矿化组织，同时保护弹性软组...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本工作得到了京都大学前沿医学科学研究所人工生物器官部门的支持。我们感谢前沿医学科学研究所的兽医工作人员。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
NMP 胶原蛋白 PSNippon Meatpackers301-84621通过酶处理从小猪皮肤中提取的端肽缺失型胶原蛋白
外科剪毛器Roboz 外科器械公司RC-5903
一次性手术刀（No.15）Kai 医疗219ABBZX00073000
VarioSurg3NakanishiVS3-LED-HPSC, E1133用于骨组织处理的压电外科设备
4-0 尼龙缝线Ethicon8881H
8-0 尼龙缝线Ethicon2775G
依替米星硫酸盐Nichi-Iko620005641
一次性手术刀（No.10）Kai 医疗219ABBZX00073000
30 号针头Nipro1134
1-0 可吸收缝线EthiconJ347H
3-0 尼龙缝线Ethicon8872H
Neo ThermoNEC AvioTVS-700红外热成像 
Neuropack ΣNIHON KOHDENMEB-5504顺向传导记录仪，用于电生理记录
甲苯胺蓝Sigma-AldrichT3260-5G
光学显微镜KeyenceBZ-9000
鼠抗人神经丝蛋白单克隆抗体DAKON1591
兔抗 S100 多克隆抗体DAKOZ0311
透射电子显微镜日立高新技术公司日立 H-7000
Dynamic cell countKeyenceBZ-H1C用于形态学评估的软件

参考文献

  1. Al-Sabbagh, M., Okeson, J. P., Bertoli, E., Medynski, D. C., Khalaf, M. W. Persistent pain and neurosensory disturbance after dental implant surgery: prevention and treatment. Dental Clinics of North America. 59 (1), 143-156 (2015).
  2. Chaushu, G., Taicher, S., Halamish-Shani, T., Givol, N. Medicolegal aspects of altered sensation following implant placement in the mandible. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 17 (3), 413-415 (2002).
  3. Robinson, P. P., Loescher, A. R., Yates, J. M., Smith, K. G. Current management of damage to the inferior alveolar and lingual nerves as a result of removal of third molars. British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 42 (4), 285-292 (2004).
  4. Gregg, J. M. Studies of traumatic neuralgia in the maxillofacial region: symptom complexes and response to microsurgery. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 48 (2), 135-140 (1990).
  5. Pogre, M. A. The results of microneurosurgery of the inferior alveolar and lingual nerve. Journal of Oral and Maxillofacial Sureryg. 60 (5), 485-489 (2002).
  6. Strauss, E. R., Ziccardi, V. B., Janal, M. N. Outcome assessment of inferior alveolar nerve microsurgery: a retrospective review. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 64 (12), 1767-1770 (2006).
  7. Nakamura, T., et al. Experimental study on the regeneration of peripheral nerve gaps through a polyglycolic acid-collagen (PGA-collagen) tube. Brain Research. 1027 (1-2), 18-29 (2004).
  8. Yoshitani, M., et al. Experimental repair of phrenic nerve using a polyglycolic acid and collagen tube. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 133 (3), 726-732 (2007).
  9. Seo, K., et al. One-year outcome of damaged lingual nerve repair using a PGA-collagen tube: a case report. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 66 (7), 1481-1484 (2008).
  10. Seo, K., et al. Protracted delay in taste sensation recovery after surgical lingual nerve repair: a case report. Journal of Medical Case Reports. 7, 77(2013).
  11. Seo, K., Terumitsu, M., Inada, Y., Nakamura, T., Shigeno, K., Tanaka, Y. Prognosis after surgical treatment of trigeminal neuropathy with a PGA-c tube: report of 10 Cases. Pain Medicine. 17 (12), 2360-2368 (2016).
  12. Okuda, Y., Kitajima, T. Comparison of stellate ganglion block with intravascular infusion of prostaglandin e1 on brachial artery blood flow in dogs. Anesthesia and Analgesia. 84 (6), 1329-1332 (1997).
  13. Kohjitani, A., Miyawaki, T., Kasuya, K., Shimada, M. Sympathetic activity-mediated neuropathic facial pain following simple tooth extraction: a case report. Cranio. 20 (2), 135-138 (2002).
  14. Melis, M., Zawawi, K., al-Badawi, E., Lobo Lobo, S., Mehta, N. Complex regional pain syndrome in the head and neck: a review of the literature. Journal of Orofacial Pain. 16 (2), 93-104 (2002).
  15. Salvaggio, I., Adducci, E., Dell'Aquila, L., Rinaldi, S., Marini, M., Zappia, L., Mascaro, A. Facial pain: a possible therapy with stellate ganglion block. Pain Medicine. 9 (7), 958-962 (2008).
  16. Atsumi, M., Sunada, K. The effect of superior cervical ganglion resection on peripheral facial palsy in rats. Journal of Anesthesia. 30 (4), 677-683 (2016).
  17. Hanamatsu, N., Yamashiro, M., Sumitomo, M., Furuya, H. Effectiveness of cervical sympathetic ganglia block on regeneration of the trigeminal nerve following transection in rats. Regional Anesthesia and Pain Medicine. 27 (3), 268-276 (2002).
  18. Shionoya, Y., Sunada, K., Shigeno, K., Nakada, A., Honda, M., Nakamuram, T. Can nerve regeneration on an artificial nerve conduit be enhanced by ethanol-induced cervical sympathetic ganglion block? PLoS One. 12 (12), e0189297(2017).
  19. Suzuki, Y., Tanihara, M., Ohnishi, K., Suzuki, K., Endo, K., Nishimura, Y. Cat peripheral nerve regeneration across 50 mm gap repaired with a novel nerve guide composed of freeze-dried alginate gel. Neuroscience Letters. 259 (2), 75-78 (1999).
  20. Ichihara, S., et al. Development of new nerve guide tube for repair of long nerve defects. Tissue Engineering, Part C, Methods. 15 (3), 387-402 (2009).
  21. Grenga, V., Bovi, M. Piezoelectric surgery for exposure of palatally impacted canines. Journal of Clinical Orthodontics. 38, 446-448 (2004).
  22. Degerliyurt, K., Akar, V., Denizci, S., Yucel, E. Bone lid technique with piezosurgery to preserve inferior alveolar nerve. Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology, Oral Radiology, and Endodontology. 108 (6), e1-e5 (2009).
  23. Kotrikova, B., et al. Piezosurgery--a new safe technique in cranial osteoplasty? International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 35 (5), 461-465 (2006).
  24. Vercellotti, T. Piezoelectric surgery in implantology: a case report-a new piezoelectric ridge expansion technique. International Journal of Periodontics and Restorative Dentistry. 20 (4), 358-365 (2000).
  25. Stübinger, S., Kuttenberger, J., Filippi, A., Sader, R., Zeilhofer, H. F. Intraoral piezosurgery: Preliminary results of a new technique. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 63 (9), 1283-1287 (2005).
  26. Eggers, G., Klein, J., Blank, J., Hassfeld, S. Piezosurgery: an ultrasound device for cutting bone and its use and limitations in maxillofacial surgery. British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 42 (5), 451-453 (2004).
  27. Hardy, P. A., Wells, J. C. Extent of sympathetic blockade after stellate ganglion block with bupivacaine. Pain. 36 (2), 193-196 (1989).
  28. Hogan, Q. H., Erickson, S. J., Haddox, J. D., Abram, S. E. The spread of solutions during stellate ganglion block. Regional Anesthesia. 17 (2), 78-83 (1992).
  29. Mullenheim, J., et al. Left stellate ganglion block has only small effects on left ventricular function in awake dogs before and after induction of heart failure. Anesthesia and Analgesia. 91 (4), 787-792 (2000).
  30. Tsujimoto, G., Sunada, K., Nakamura, T. Effect of cervical sympathetic ganglionectomy on facial nerve reconstruction using polyglycolic acid-collagen tubes. Brain Research. 1669, 79-88 (2017).
  31. Ghai, A., Kaushik, T., Kumar, R., Wadhera, S. Chemical ablation of stellate ganglion for head and neck cancer pain. Acta Anaesthesiologica Belgica. 67 (1), 6-8 (2016).
  32. Forouzanfar, T., van Kleef, M., Weber, W. E. Radiofrequency lesions of the stellate ganglion in chronic pain syndromes: retrospective analysis of clinical efficacy in 86 patients. Clinical Journal of Pain. 16 (2), 164-168 (2000).
  33. Ohno, K., Oshita, S. Transdiscal lumbar sympathetic block: a new technique for a chemical sympathectomy. Anesthesia and Analgesia. 85 (6), 1312-1316 (1997).
  34. Slappendel, R., Thijssen, H. O., Crul, B. J., Merx, J. L. The stellate ganglion in magnetic resonance imaging: a quantification of the anatomic variability. Anesthesiology. 83 (2), 424-426 (1995).
  35. Wang, Y. C., Wei, S. H., Sun, M. H., Lin, C. W. A new mode of percutaneous upper thoracic phenol sympathicolysis: report of 50 cases. Neurosurgery. 49 (3), 628-634 (2001).

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