勘误：植入遥测发射器以获取自由活动实验小鼠心电图、心率、核心体温和活动数据

摘要

对方案和讨论部分的修正已作出如下调整： 植入遥测发射器以获取自由活动实验小鼠心电图、心率、核心体温和活动数据

摘要

已对以下文章的方案和讨论部分进行了更正：在自由活动的实验小鼠中植入遥测发射器以获取心电图、心率、核心体温和活动数据

方案中的步骤 1.2 已更新为：

1.2 手术前一天进行毛发剪除

植入手术前一天，为进行术前剃毛，将小鼠置于小型（8×8×8 cm）有机玻璃麻醉舱内，使用8%七氟烷或5%异氟烷与纯氧（流速600 mL/min）混合气体进行短暂麻醉。当小鼠失去翻正反射后，将其从麻醉舱中取出，使其仰卧，剪除颈部前侧和腹部的毛发；通过面罩持续给予3–4%七氟烷或1.5–3%异氟烷（纯氧流速600 mL/min）维持麻醉约5分钟。完成剃毛后，让小鼠苏醒，并放回其原有饲养笼中。

至：

在最后一次健康检查后或手术前，为了进行术前备皮，将小鼠置于一个小型（8×8×8 cm）有机玻璃麻醉舱中，使用8%七氟烷或5%异氟烷与纯氧（流速600 mL/min）混合气体进行短暂麻醉。手术前一日剃毛可避免手术区域残留毛茬。当小鼠失去翻正反射后，将其从麻醉舱中取出，并使其仰卧，用剃毛器剪除颈部前侧和腹部的毛发；随后通过鼻罩持续给予3–4%七氟烷或1.5–3%异氟烷与纯氧（流速600 mL/min）维持麻醉约5分钟。完成剃毛后，让小鼠苏醒并放回其原有饲养笼中。

方案中的第 2.3 步已从以下内容更新：

2.3 手术

使用70%乙醇对前颈部和腹部区域的皮肤进行消毒。从胸部下端沿中线向腹部做一长度为1至1.5 cm的皮肤切口。将负极（白色/无色）导线经皮下隧道从胸部引至颈部，并在颈部纵向做一小切口（≤0.5 cm）。分离皮肤及皮下组织，为电极金属环的固定预留空间。将金属环使用两根细丝线（PERMA-Handseide，6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）固定于气管右侧的肌肉之间。随后逐层使用可吸收缝线（VICRYL 6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）缝合颈部切口。接着在腹白线处切开腹壁，将遥测发射器本体置入小鼠腹腔内。正极（红色）电极的金属环用丝线缝合固定于剑突，使其位于左上腹部区域的肝脏与膈肌之间（图2）。随后使用可吸收缝线（VICRYL 6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）缝合腹壁肌层。在最终关闭腹壁前，为预防感染并维持体液稳态，向腹腔内注射复方磺胺多辛和甲氧苄啶溶液［剂量分别为30 mg/kg和6 mg/kg，溶于1 mL生理盐水（0.9%），并加热至接近体温（38–39°C）］。最后使用皮肤缝合钉（Precise，3 M Health Care，St. Paul，MN，美国）闭合腹部皮肤切口。

至：

2.3 手术

使用浸有70%乙醇、氯己定或碘溶液的棉签对前颈部和腹部区域的皮肤进行消毒，持续5分钟。从胸部下端沿中线向腹部方向做一条长1至1.5 cm的皮肤切口。将负极（白色/无色）导线经皮下从胸部隧道式穿至颈部，并在该处纵向做一个小切口（≤0.5 cm）。分离颈部皮肤及皮下组织，为电极金属环的固定预留空间。将金属环使用两根细丝线（PERMA-Handseide，6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）固定于气管右侧的肌肉之间。随后逐层使用可吸收缝线（VICRYL 6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）缝合颈部切口。接着在腹白线处切开腹壁，将遥测发射器本体置入小鼠腹腔内。将正极（红色）电极的金属环用丝线缝合固定于剑突处，使其位于左上腹部区域，介于肝脏与膈肌之间（图2）。然后使用可吸收缝线（VICRYL 6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）逐层缝合腹部肌肉层。在最终关闭腹壁前，为预防感染及维持体液稳态，向腹腔内注射磺胺多辛与甲氧苄啶混合溶液［剂量分别为30 mg/kg和6 mg/kg，溶于1 mL生理盐水（0.9%），温度约为体温（38–39°C）］。最后，使用皮肤钉合器（Precise，3 M Health Care，St. Paul，MN，美国）或皮内连续可吸收缝线（VICRYL 6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）闭合腹部皮肤。

方案中的第 3 步已从以下内容更新：

3. 术后护理

手术和麻醉结束后，皮下注射0.1 mg/kg的丁丙诺啡（Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland）和5 mg/kg的美洛昔康（Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland）以进行镇痛处理，并将动物置于温暖（39°C ±1）的操作台表面恢复约2小时。在术后4天内，每天两次给予镇痛药物（丁丙诺啡0.1 mg/kg和美洛昔康5 mg/kg），同时辅以支持性治疗，即每天两次皮下注射300 μL葡萄糖溶液（5%）和300 μL生理盐水（0.9%），均预热至体温。为进一步促进恢复，建议为动物额外提供一瓶含15%葡萄糖溶液的饮用水。在4–10天的恢复期间，建议保持动物体温温暖。因此，在本实验中，小鼠被饲养于恒温箱（30°C ±1）中。术后10天内，每日根据一般状况与健康监测记录表（表1）对动物的一般状态、体重、食物和饮水消耗情况进行一次监测。若恢复进展不理想，为避免不必要的痛苦和折磨，应实施人道终点，即对动物实施安乐死，具体条件如下：

i. 若动物总体状况较差，即动物明显表现出冷漠（触碰或推动后无活动），且尽管已采取保温措施，其体表仍感觉冰冷，则应立即实施安乐死

ii. 如果在植入发射器后的第4天，动物表现出明显的冷漠迹象、极度攻击性或完全不进食，则应立即实施安乐死。

iii. 在植入发射器后的第8天，动物的体重必须相较于术后前几天表现出明显增加。此外，其每日摄食量必须至少达到术前每日摄食量的80%。若上述任一条件未满足，应立即实施安乐死。

植入后第10天，将动物转移回标准饲养条件的动物房。小鼠应按相容的群体进行合笼饲养，以保证其社会互动，并避免长期单只饲养可能对后续实验结果产生的不利影响^{8, 9}。在植入发射器后，小鼠应至少经过4周的恢复期，方可开始首次实验并进行数据采集。

至：

手术和麻醉结束后，皮下注射0.1 mg/kg的丁丙诺啡（Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland）和5 mg/kg的美洛昔康（Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland）以进行镇痛处理，并将动物置于温暖（39°C ±1）的操作台表面恢复约2小时。在术后4天内，每天两次给予镇痛药物（丁丙诺啡0.1 mg/kg和美洛昔康5 mg/kg），同时辅以支持性治疗，即每天两次皮下注射300 μL葡萄糖溶液（5%）和300 μL生理盐水（0.9%），均预热至体温。为进一步促进恢复，建议为动物额外提供一瓶含15%葡萄糖溶液的饮用水。在4–10天的恢复期间，建议保持动物体温温暖。因此，在本实验中，小鼠被饲养于恒温箱（30°C ±1）中。术后10天内，每日根据一般状况与健康监测记录表（表1）对动物的一般状态、体重、食物和饮水消耗情况进行一次监测。若恢复进展不理想，为避免不必要的痛苦和疼痛，应实施人道终点，即对动物实施安乐死，具体条件如下：

i. 若动物总体状况较差，即动物明显表现出冷漠（触碰或推动后无活动），且尽管已采取保温措施，其体表仍感觉冰冷，则应立即实施安乐死

ii. 如果在植入发射器后的第4天，动物表现出明显的冷漠迹象、极度攻击性或完全不进食，则应立即实施安乐死。

iii. 在植入发射器后的第8天，动物的体重必须相较于术后前几天表现出明显增加，且每日摄食量必须至少达到术前的80%。若上述任一条件未满足，应立即实施安乐死。

植入后10天，将动物转移回标准饲养条件的动物房。如果使用了皮肤钉合钉，应在手术后7-10天将其拆除；可吸收缝线则无需拆除。小鼠应按相容的群体进行合笼饲养，以允许社会互动，并避免长期单独饲养可能对后续实验结果产生的不利影响^{8, 9}。在进行首次实验并开始数据采集之前，小鼠应在发射器植入术后至少经历4周的恢复期。

4^th 讨论部分的一段文字已更新，原文为：

手术过程中应保持无菌条件，以降低微生物负荷和感染风险。然而，由于小鼠存在一些与无菌要求相冲突的特定情况（例如大面积剪毛和消毒带来的降温效应，以及包扎伤口在实际操作中的不可行性），无法实现完全无菌。因此，在植入手术期间需给予抗感染预防措施。个体化设计的镇痛治疗、明确的监测计划以及充分的术后护理，对实验的顺利结局起着至关重要的作用。

至：

手术过程中应保持无菌条件，以降低微生物负荷和感染风险。然而，如果因小鼠某些特定的、影响无菌状态的情况而怀疑无菌操作已被破坏（例如大面积脱毛和消毒带来的冷却效应，以及包扎伤口在实际操作中的困难），则应在植入过程中给予抗感染预防治疗。个体化设计的镇痛方案、明确的监测计划以及充分的术后护理，对实验取得满意结果具有关键作用。

方案

对方案和讨论部分的更正已作出如下修改： 植入遥测发射器以获取自由活动实验小鼠心电图、心率、核心体温和活动数据

方案中的步骤 1.2 已更新，原内容为：

1.2 手术前一天进行毛发剪除

植入前一日，为进行手术备皮，将小鼠置于小型（8×8×8 cm）有机玻璃麻醉舱内，使用8%七氟烷或5%异氟烷与纯氧（流速600 mL/min）混合气体短暂麻醉。待小鼠失去翻正反射后，将其从麻醉舱中取出，仰卧位固定，剪除颈部前侧及腹部的毛发；通过鼻罩持续给予3–4%七氟烷或1.5–3%异氟烷（纯氧流速600 mL/min）维持麻醉约5分钟。完成脱毛后，让小鼠苏醒并放回原饲养笼中。

至：

在最后一次健康检查后或手术前，为了进行术前备皮，将小鼠置于一个小型（8×8×8 cm）有机玻璃麻醉舱内，使用8%七氟烷或5%异氟烷与纯氧（流速600 mL/min）进行短暂麻醉。手术前一日剃毛可避免手术区域残留毛茬。当小鼠失去翻正反射后，将其从麻醉舱中取出，并使其仰卧，用剃毛器去除颈部前侧和腹部的毛发；随后通过面罩持续给予3–4%七氟烷或1.5–3%异氟烷（纯氧流速600 mL/min）维持麻醉约5分钟。完成剃毛后，让小鼠苏醒并放回其原有饲养笼中。

方案中的第 2.3 步已从以下内容更新：

2.3 手术

用70%乙醇对前颈部和腹部区域的皮肤进行消毒。沿中线从下胸部至腹部做一长度为1至1.5厘米的皮肤切口。将阴性（白色/无色）导线经皮下隧道从胸部引至颈部，并在该处纵向做一小切口（≤0.5厘米）。分离颈部皮肤及皮下组织，为电极金属环的固定预留空间。使用两根细丝线（PERMA-Handseide，6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）将金属环固定于气管右侧的肌肉之间。随后分层使用可吸收缝线（VICRYL 6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）缝合颈部切口。接着在腹白线处切开腹壁，将遥测发射器本体置入小鼠腹腔内。将阳性（红色）电极的金属环用丝线缝合固定于剑突处，使其位于左上腹部区域的肝脏与膈肌之间（图2）。随后使用可吸收缝线（VICRYL 6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）缝合腹壁肌层。在最终关闭腹壁前，为预防感染及维持体液稳态，向腹腔内注射磺胺多辛与甲氧苄啶混合物［剂量分别为30 mg/kg和6 mg/kg，溶于1 mL生理盐水（0.9%）中，并加热至接近体温（38–39°C）］。最后使用皮肤缝合钉（Precise，3 M Health Care，美国明尼苏达州圣保罗）闭合腹部皮肤。

至：

2.3 手术

使用浸有70%乙醇、氯己定或碘溶液的棉签对前颈部和腹部区域的皮肤进行消毒，持续5分钟。沿中线从下胸部至腹部做一长度为1至1.5厘米的皮肤切口。将负极（白色/无色）导线经皮下隧道从胸部引至颈部，并在该处沿纵轴方向做一个小切口（≤0.5厘米）。分离皮肤及皮下组织，为电极金属环的固定预留空间。将金属环固定于气管右侧的肌肉之间，使用两根细丝线缝合（PERMA-Handseide，6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）。随后逐层使用可吸收缝线（VICRYL 6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）关闭颈部切口。接着在腹白线处切开腹壁，将遥测发射器主体置入小鼠腹腔内。将正极（红色）电极的金属环用丝线缝合固定于剑突处，使其位于左上腹部区域，并置于肝脏与膈肌之间（图2）。随后使用可吸收缝线（VICRYL 6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）关闭腹部肌肉层。
在最终关闭腹壁之前，向腹腔内注射复方磺胺多辛和甲氧苄啶溶液［剂量分别为30 mg/kg和6 mg/kg；溶于1 mL生理盐水（0.9%），并加热至接近体温（38–39°C）］，以达到抗感染预防和维持体液稳态的目的。最后，使用皮肤钉合器（Precise，3 M Health Care，St. Paul，MN，美国）或皮内连续可吸收缝线（VICRYL 6-0，Ethicon，Norderstedt，德国）关闭腹部皮肤。

方案中的第3步已更新为：

3. 术后护理

手术和麻醉结束后，皮下注射0.1 mg/kg的丁丙诺啡（Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland）和5 mg/kg的美洛昔康（Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland）以进行镇痛处理，并将动物置于温暖（39°C ±1）的操作台表面恢复约2小时。在术后4天内，每天两次给予镇痛药物（丁丙诺啡0.1 mg/kg和美洛昔康5 mg/kg），同时辅以支持性治疗，即每天两次皮下注射300 μL葡萄糖溶液（5%）和300 μL生理盐水（0.9%），均预热至体温。为进一步促进恢复，建议为动物额外提供一瓶含15%葡萄糖的饮用水。在4至10天的恢复期间，建议保持动物体温温暖，因此本实验中将小鼠饲养于恒温箱（30°C ±1）内。术后10天内，每日根据一般状况与健康监测记录表（表1）对动物的一般状态、体重、食物和饮水消耗情况进行一次监测。若恢复进展不理想，为避免动物遭受不必要的痛苦，应实施人道终点，即在以下情况下对动物实施安乐死：

i. 若动物总体状况较差，即动物明显表现出冷漠（触碰或推动后无活动），且尽管已采取保温措施，其体表仍感觉冰冷，则应立即实施安乐死

ii. 如果在植入发射器后的第4天，动物表现出明显的冷漠迹象、极度攻击性或完全不进食，则应立即实施安乐死。

iii. 在植入发射器后的第8天，动物的体重必须相较于术后前几天表现出明显增加，且每日摄食量必须至少达到术前的80%。若上述任一条件未满足，应立即实施安乐死。

植入后第10天，将动物转移回标准饲养条件的动物房。小鼠应按相容的群体进行合笼饲养，以允许社会互动，并防止长期单独饲养可能对后续实验结果产生的不利影响^{8, 9}。在进行首次实验并开始数据采集之前，小鼠应在发射器植入术后至少经过4周的恢复期。

至：

手术和麻醉结束后，皮下注射0.1 mg/kg的丁丙诺啡（Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland）和5 mg/kg的美洛昔康（Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland）以进行镇痛处理，并将动物置于温暖（39°C ±1）的操作台表面恢复约2小时。在术后4天内，每天两次给予镇痛药物（丁丙诺啡0.1 mg/kg和美洛昔康5 mg/kg），同时辅以支持性治疗，即每天两次皮下注射300 μL葡萄糖溶液（5%）和300 μL生理盐水（0.9%），均预热至体温。为进一步促进恢复，建议为动物额外提供一瓶含15%葡萄糖溶液的饮用水。在4–10天的恢复期间，建议保持动物体温温暖。因此，在本实验中，小鼠被饲养于恒温箱（30°C ±1）中。术后10天内，每日根据一般状况与健康监测数据表（表1）记录动物的一般状态、体重变化以及食物和水的消耗情况。若恢复进展不理想，为避免不必要的痛苦和折磨，应实施人道终点，即在以下情况下对动物实施安乐死：

i. 若动物总体状况较差，即动物明显表现出冷漠（触碰或推动后仍无活动），且尽管已采取保温措施，其体表仍感觉冰冷，则应立即实施安乐死

ii. 如果在植入发射器后的第4天，动物表现出明显的冷漠迹象、极度攻击性或完全不进食，则应立即实施安乐死。

iii. 在植入发射器后的第8天，动物的体重必须相较于术后前几天表现出明显增加，且每日摄食量必须至少达到术前的80%。若上述任一条件未满足，应立即实施安乐死。

植入后第10天，将动物转移回标准饲养条件的动物房。如果使用了皮肤钉合钉，应在手术后7-10天将其拆除；可吸收缝线则无需拆除。小鼠应按相容性分组饲养，以允许社会互动，并防止长期单独饲养可能对后续实验结果产生的不利影响^{8, 9}。在进行首次实验并开始数据采集之前，小鼠应在发射器植入术后至少经过4周的恢复期。

4^th 讨论部分的一段已更新为：

手术过程中应保持无菌条件，以降低微生物负荷和感染风险。然而，由于小鼠存在一些与无菌要求相冲突的特定情况（例如大面积剪毛和消毒带来的降温效应，以及包扎伤口在实际操作中的不可行性），无法实现完全无菌。因此，在植入手术期间需给予抗感染预防措施。个体化设计的镇痛治疗、明确的监测计划以及充分的术后护理，对实验的顺利结局具有关键作用。

至：

手术过程中应保持无菌条件，以降低微生物负荷和感染风险。然而，如果因小鼠某些特定的、影响无菌状态的情况而怀疑无菌操作已被破坏（例如大面积脱毛和消毒带来的冷却效应，以及包扎伤口在实际操作中的困难），则应在植入过程中给予抗感染预防治疗。个体化设计的镇痛方案、明确的监测计划以及充分的术后护理，对实验的顺利结局起着至关重要的作用。