需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

啮齿类动物闭合性稳定骨折的骨折装置设计与方案优化

13.5K 次观看

DOI:

10.3791/58186

2018年8月14日

本文内容

摘要

本实验方案的目标是优化骨折造模参数,以获得稳定的骨折效果。该方案考虑了动物之间可能存在的骨骼大小和形态差异。此外,还介绍了一种经济实惠且可调节的骨折装置。

摘要

在动物模型中可靠地产生一致且稳定的骨折对于理解骨再生生物学以及开发治疗手段和医疗器械至关重要。然而,现有的损伤模型存在不一致性,导致实验动物和资源的浪费以及数据不完善。为解决骨折异质性这一问题,本文所述方法的目的是针对每只动物优化骨折产生的参数,从而获得位置和形态均一致的骨折。该方案考虑了不同小鼠品系之间可能存在的骨尺寸和形态差异,并可调整用于在其他物种(如大鼠)中产生一致的骨折。此外,本文还描述了一种成本低廉且可调节的骨折装置。与当前的稳定骨折技术相比,该优化方案及新型骨折装置在稳定骨折的形态和位置上表现出更高的重复性。通过使用针对样本类型优化的参数,所述方案提高了诱导创伤的精确性,最大限度地减少了闭合性骨折产生过程中通常观察到的骨折异质性。

引言

骨折愈合研究对于应对重大的临床和经济问题至关重要。每年,美国有超过1200万例骨折接受治疗。1,每年耗资800亿美元2男性或女性一生中发生骨折的概率分别为25%和44%3随着人口老龄化导致共病情况增加,骨折愈合相关问题预计也将随之上升。为研究并解决这一问题,需要建立可靠的骨折生成与稳定模型。啮齿类动物模型非常适合这一目的,其具有临床相关性,并可进行改造以针对特定条件进行研究。,多发性损伤、开放性骨折、闭合性骨折、缺血性骨折和感染性骨折)。除了模拟临床情况外,动物骨折模型对于理解骨骼生物学以及开发治疗手段和医疗器械也具有重要意义。然而,由于骨折造模方法不一致所引入的变异性,可能会影响对不同干预措施之间差异的研究。因此,在动物模型中建立可重复且稳定的闭合性骨折,对于肌肉骨骼系统研究领域至关重要。

尽管通过确保适当的遗传背景、性别、年龄和环境条件来有效控制潜在的受试者异质性,但产生临床相关的一致性骨损伤仍是影响可重复性的一个重要变量,必须加以控制。使用不一致骨折进行的统计比较会受到实验噪声和高变异性的影响4;此外,骨折的变异性可能导致不必要的动物死亡,原因在于需要增加样本量,或必须对存在粉碎性或错位性骨折的动物实施安乐死。本文所述方法的目的是优化针对特定样本类型的骨折生成参数,以获得位置和形态均一致的骨折。

目前的骨折造模方法可分为两大类,每类各有其优缺点。开放性骨折(骨切开)模型需通过手术暴露骨骼,随后通过切割骨骼或削弱骨骼后再手动折断来诱导骨折5,6,7,8。该方法的优点在于可直接观察骨折部位,且骨折位置和形态更为一致。然而,该方法在生理和临床相关性以及损伤机制方面存在局限性。此外,开放性骨折造模需要手术入路及术后缝合,导致实验动物在较长时间内暴露于较高的污染风险之中。

闭合技术解决了许多开放技术的局限性。闭合技术通过施加外部钝性创伤来产生骨折,从而导致骨组织及周围组织损伤,更接近人类临床所见的骨折类型。最常用的方法由Bonnarens和Einhorn于1984年描述9。他们提出使用带重物的剪切装置施加钝力,使骨断裂而不造成皮肤外部伤口。该方法已被广泛用于研究遗传因素1011、药物治疗12131415、力学1617以及生理学181920对小鼠和大鼠骨愈合的影响。尽管闭合方法的优势在于其骨折具有生理相关性,但由于骨折异质性,实验的可重复性和严谨性受到限制。骨折生成的不一致性导致组间差异不明显、样本丢失,并需要增加动物数量以达到统计学显著性。

控制骨折生成和稳定的变异性对于获得有意义的结果至关重要。为了正确研究骨折修复的生物学过程,需要一种简单而可靠的骨折模型。该模型应可适用于啮齿类动物、不同骨类型(例如股骨或胫骨),并适用于不同遗传背景和诱导突变的小鼠。此外,理想的操作方法应技术简便,并能产生一致的结果。为解决骨折异质性问题,本文所述方法是构建一种可控性良好的骨折装置,可用于优化实验参数,无论动物年龄、性别或基因型如何,均能稳定产生闭合性骨折。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

本方案旨在确保不必要地使用动物,并避免动物遭受一切不必要的疼痛和痛苦;本方案遵守所有适用于动物研究的联邦、州、地方及机构法律法规和指导原则。本方案是在由专注于实验动物医学的兽医所领导的全校性实验动物医学项目的指导下制定的。本方案已通过机构动物护理与使用委员会(IACUC)的审查并获得批准。

1. 骨折塔构建

注意:所有部件均列于材料部分(材料表)中。加工件和3D打印部件的详细技术图纸见补充图1-12。子装配体的技术图纸包含所有安装部件的紧固件细节(补充图1、2、79)。

  1. 支撑子组件
    注意:有关支撑组件的技术图纸,请参见 补充图1.
    1. 连接 梁支撑——下颌部分 中点处 梁支撑——水平截面.
    2. 连接 梁支撑——垂直 1 到上表面的 梁支撑——下颌部分,距2英寸处 梁支撑——水平截面.
    3. 连接 梁支撑——垂直 2 到上表面的 梁支撑——水平截面 在中点位置(距末端7英寸处)。
    4. 连接 梁,支撑板安装 到两端 梁支撑——垂直 1梁支撑——垂直 2. 平板支撑的末端应与背部齐平 梁支撑——垂直 2.
  2. 公插头子组件
    注意:有关活塞总成的技术图纸,请参见 补充图2.
    1. 加工 阻断终止 以及 阻断指南 (补充图3);该 Rod Ram (补充图4);的 螺钉定位 (补充图5);以及 平板安装 (补充图6).
    2. 连接 载物板安装梁支撑——板式安装 支撑子组件
    3. 按以下顺序,滑动第一个 线性套筒轴承;该 阻断指南;第二个 线性滑动轴承;以及 阻断终止Rod Ram将引导装置和模块固定到 载物板安装.
    4. 将三个 ⅜ 英寸螺母固定在螺纹部分 Rod Ram一个应与杆的末端齐平,以与电磁铁接触。另外两个将用于调节骨折深度。
    5. 对齐凹槽中的 Rod Ram 朝前并插入 对准螺钉 螺纹孔中 阻断指南.
  3. 磁体子组件
    注:有关磁体子组件的技术图纸,请参见 补充图7.
    1. 焊接 电磁铁 连接到导线(电磁铁工作时无需考虑极性)。预留足够长度以延伸至地面,即骨折装置将要放置的位置。使用扎带或其他固定方式对导线进行应力释放。
    2. 剥离 电源供应末端并将其连接到 脚踏板最后,将导线连接到 脚踏板 在 "关闭" (通常为开启状态)配置。测试电路以确保其 电磁铁 开启时 脚踏开关 未按压。这将在骨折前使冲头保持在上方位置。
    3. 打印 芒特磁山 (补充图8A8B) 使用增材制造设备,或从铝材上加工该部件。
    4. 连接 电磁铁芒特马格特.
    5. 连接 2 直角支架梁支撑——磁铁.
    6. 按以下顺序穿线 杆状磁铁 从顶部穿过 角撑板 并添加一个¼英寸螺母; 芒特磁山;两个¼英寸螺母;以及底部 角撑板用两个¼英寸螺母在两端固定组件。
  4. 完整组装
    注:有关完整组件的技术图纸,请参见 补充图9.
    1. 连接 磁体子组件 到上表面的 梁,支撑板安装.
    2. 调整对齐方式 梁支撑——磁铁 因此磁铁与之结合 罗德,拉姆.
      注意:如果踩下脚踏板时连杆未释放,请通过移动电磁铁与连杆之间的接触位置,减小二者接触面积 梁支撑——磁铁.
    3. 加工 支架腿 颌骨 (补充图10).
    4. 连接这两个 支架 腿部 下颌梁支撑——下颌部分当落下时,冲头的尖端应与每个夹具的距离相等。
    5. 放置 平台骨折 (补充图11A11B位于钳口上方。
    6. 打印 夹具定位骨折 (补充图12A12B)和 定位销量规 (补充图13A13B) 使用增材制造设备,或从铝材上加工零件。
      注意:尺寸的 夹具 将在步骤2详述的优化步骤中进行计算。
    7. 连接 夹具定位骨折平台骨折.
    8. 确认可通过撞击装置上的两个止动螺母调节撞击深度 Rod Ram.
    9. 确认通过移动可调节撞击速度 芒特磁山 上下
    10. 通过移动来确认骨折间隙的宽度可调 支架腿 颌部 更近或更远 Rod Ram.

2. 骨折优化

  1. 骨折位置
    1. 获取一组代表性安乐死动物肢体(股骨或胫骨)的X光片。
      注:样本应与实验方案中使用的标本在年龄、基因型和性别上相匹配。即使最终方案仅需单侧肢体骨折,也应使用双侧肢体标本。
    2. 将肢体置于与X射线束相切的位置,以获得骨骼的真实侧位及前后位影像。在成像平面上放置一个已知尺寸的物体,以提供分析用的比例尺。
    3. 注:若拍摄股骨影像,需确保肢体完全伸展,使股骨与胫骨处于同一轴向平面。
    4. 在待骨折肢体的X光片上标记预期骨折位置(图1A — 虚线)。测量从跟骨-胫骨关节至标记骨折线的长度(图1A)。计算所有试验标本的平均骨折长度(FL)。对于股骨骨折,应从髁间切迹开始测量。
  2. 骨折定位夹具
    1. 测量一个支撑砧板外表面至铡刀冲击中心(CGI)的距离(图2)。从第2.1.4步所述的FL中减去CGI,以计算骨折定位夹具的深度(JD)。加工或3D打印一个U形通道,其高度和宽度与砧板相等,深度等于JD图3A)。示例技术图纸和CAD文件见补充图12A12B
      注:当肢体放入夹具时,足背应紧贴远离铡刀冲击的一侧表面。若肢体需要更多空间,可修改U形通道。
    2. 将标本以俯卧位置于骨折装置中进行股骨骨折,或以仰卧位进行胫骨骨折(图4)。将足背压紧在骨折定位夹具末端。手动下压铡刀直至肢体骨折。获取骨折后肢体的X光片,以确认夹具尺寸和骨折位置(图2B)。
    3. 若骨折位置过于远端,则增加JD;若骨折位置过于近端,则减小JD
  3. 固定针参数的确定
    1. 针长: 利用第2.1步获得的X光片,测量胫骨平台至后踝水平的肢体长度(LL),用于胫骨骨折;或测量髁间切迹至大转子的长度,用于股骨骨折。将骨长度乘以0.9,计算针长(PL)(图1A3B)。
    2. 针直径:利用第2.1步获得的X光片,测量骨折肢体的最小髓腔直径(MD)(图1A)。选择外径约等于髓腔直径、长度大于1.5倍PL的针。
      注:对于14周龄C57BL/6J小鼠,股骨和胫骨分别推荐使用22 G、1½英寸和27 G、1¼英寸的针。
  4. 针切割量规
    1. 2.4.1. 加工或3D打印一个长度等于PL减去针长(CGL)的量规(图3B补充图13A13B)。一端应有突出部分用于抵住针座,另一端指示针的切割位置。示例技术图纸和CAD文件见补充图13A13B
  5. 髓内针固定骨折
    1. 使用第2.1步中的未骨折试验标本,用电推剪或脱毛膏去除从胫骨中段至股骨中段的毛发,暴露膝关节。
    2. 胫骨穿针:在髌韧带外侧经皮插入针头。将髌韧带向内侧牵开,使针尖对准胫骨轴线。采用扩髓动作,轻柔穿透胫骨平台,并引导针头沿髓腔下行。
    3. 股骨穿针:在髌韧带外侧经皮插入针头。将髌韧带向内侧牵开,使针尖对准髁间切迹处的股骨轴线。采用扩髓动作,轻柔穿透髁间切迹的关节面,并引导针头沿髓腔下行。
    4. 使用第2.4步制造的量规进行扩髓,直至针头外露部分等于量规长度。回撤针头,留出足够空间(约3 mm),以便在量规指示位置切割针头。
      注:切割时务必握住针头近端(塑料部分),以防其成为危险抛射物。
    5. 使用针切割器压痕针远端约0.3 mm,然后在量规指示位置切断针头。 使用直径为针头直径1.5倍的杆将针头沉入至关节面。
      注:压痕可增加针-骨接触,防止针旋转和移位。
    6. 拍摄X光片,确认针头贯穿肢体髓腔全长,且未从近端或远端突出(图1C)。
  6. 冲击深度
    1. 利用第2.1步获得的X光片,测量目标骨折位置处皮质骨的直径(图1A)。计算所有试验标本的平均皮质直径(CD)。
    2. 将第2.5步中已穿针的试验标本置于骨折装置中,使用第2.2步制造的骨折定位夹具。将冲击冲头置于未受伤肢体上。
      注:切勿让冲头下落;在此优化步骤中,骨骼应保持完整。
    3. 对冲头施加足够的向下的力以压缩软组织,但不致骨折。将冲击深度(ID)调整为0.75 × CD图2)。
      注:在无软组织条件下骨折骨骼时,理想冲击深度为0.5 × CD;使用0.75是为了补偿额外的软组织压缩。
  7. 砧板宽度
    1. 小鼠胫骨或股骨的砧板宽度(AW)设为0.4 cm(图2)。
      注:对于大鼠等较大标本,建议使用更宽的宽度。
  8. 冲头重量
    1. 建议小鼠标本使用至少250 g的重量。
      注:对于较大标本,可在冲头上增加额外重量(图2)。
  9. 冲击速度
    1. 将下落高度(DH)设为2 cm(图2)。通过连接激活的电磁铁,将冲头置于起始位置。
    2. 将一个试验肢体置于骨折装置中。将足背压紧在第2.2步制造的骨折定位夹具上。短暂踩下脚踏开关释放冲头,然后将其复位至起始位置。
    3. 对受冲击的试验肢体进行X光检查。分析肢体是否存在骨折迹象(图1D)。
      注:当使用低速并控制冲击深度时,骨折可能较轻微。
    4. 若未产生骨折,重复步骤2.9.1–2.9.3,并将下落高度增加2 cm。
    5. 若产生骨折,记录下落高度,并乘以1.1。此值即为新的DH
    6. 使用第2.9.5步得到的DH,对下一个试验肢体进行骨折。
    7. 若未产生骨折,重复步骤2.9.1–2.9.6,并将下落高度增加2 cm。
    8. 若产生骨折,重复步骤2.9.6–2.9.7,直至所有测试样本用完。记录最终的DH及所有优化参数(FLCGIJDPLMDPSCGLCDIDAWRW)。记录试验标本的年龄、性别、基因型和体重。

3. 闭合稳定型骨折的制备

  1. 设置
    1. 对所有设备和器械进行灭菌 通过 高压灭菌、热珠浸入或其等效方法。
    2. 将加热装置放置于手术台上,并调节至最佳温度。用手术单覆盖加热装置。准备 3 x 3 英寸2 中间剪有一个0.75英寸圆孔的手术巾
    3. 每次试验前确认骨折塔的调整图2)。设置 ID, AW, RW,以及 DH 根据待研究样本的性别、年龄和基因型,采用相应的优化方案所得出的数值。
    4. 称重并记录动物的体重。
  2. 外科手术
    1. 使用吸入性麻醉剂(异氟烷:诱导浓度4 - 5%;维持浓度1 - 2%)或其他经验证的实验室麻醉方案对小鼠进行充分镇静。呼吸频率应维持在55 - 100次/分钟。小鼠对后肢脚趾夹捏应无反应。
    2. 皮下注射术后镇痛药物布托啡诺(0.1 mg/kg),给予首剂。
    3. 涂抹眼用润滑剂以防止角膜干燥。
    4. 使用电动剪毛器去除从胫骨中段至股骨中段的动物毛发,暴露膝关节。用非反应性胶带清除残留毛发。用蘸有70% EtOH的湿润棉签准备固定针位置。必要时重复操作,彻底清除切口区域的所有毛发。
    5. 用聚维酮碘和70%乙醇交替擦拭针刺区域进行准备和清洁。使用两次交替擦拭程序以确保无菌。
    6. 皮肤经适当消毒后,在手术区域周围覆盖无菌手术巾。
    7. 按照步骤2.5中所述方案将待骨折的肢体进行髓内针固定。拍摄X线片以确认髓内针贯穿髓腔全长,且未从近端或远端突出。
    8. 打开电磁铁并将冲击撞杆连接至起始位置。
    9. 将标本置于骨折装置中,股骨骨折时取俯卧位,胫骨骨折时取仰卧位。固定肢体的钢针应跨过砧板,并置于骨折定位夹具内,足背紧贴夹具外侧。
    10. 一只手按压足部,同时确保仅有该肢体位于撞击杆的目标区域内,短暂踩下脚踏开关以释放撞击杆。随后将撞击杆复位至起始位置。
    11. 获取X光片,确认骨折部位及类型。
  3. 术后管理
    1. 每15分钟观察动物一次,直至其从麻醉中恢复意识,能够维持胸卧位并具备活动能力。在72小时内确认动物能够正常活动。
    2. 将动物单独饲养,直至其完全恢复。
    3. 在48小时内每12小时皮下注射一次布托啡诺(0.1 mg/kg),以维持镇痛效果。
    4. 每天监测并记录动物健康状况,持续 7 - 10 天,或直至实施安乐死。
  4. 骨折后分析
    1. 测量 荧光, PL, CD, 医学博士 并记录骨折模式。将测量结果记录在主数据文件中。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

我们实验室此前使用的断头器于2004年开发,其设计基于Einhorn21发表的模型。该设计无法充分调节以适应骨骼形态的差异,也无法实现肢体位置的可重复固定。此外,此前的装置需要两人操作。因此,我们设计、加工并制造了一种新型骨折装置。主要设计目标是实现对骨折深度、冲击力、三点接触以及动物体位的高保真调节。本设计基于Marturano于2008年描述的一种骨折装置22。他们设计的一个限制因素在于骨折深度与冲击速度之间的关联性:在不改变骨折深度和动物体位的前提下,无法独立调节冲击速度。这使得在优化骨折参数时无法实现单一变量的独立调整。此外,该装置也无法便捷地调节长骨骨折的位置。通过改进骨折深度和撞杆速度的调节方式,本文所介绍的设计实现了对所有骨折参数的高分辨率、独立调节。此外,该装置可由单人操作,成本低廉,并支持可调的动物体位,以实现特定位置的骨折建模。

使用5只...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

该骨折优化与造模方案为研究人员提供了一种高效的方法,用于确定骨折参数并实施微创操作,从而产生精确、可重复的横断骨折。此外,本方案确立了一组通用的骨折造模参数,有助于提升研究人员之间的方法一致性。这些参数将有助于建立一个通用的骨折数据库,以基于多种参数(例如,年龄、性别、性征和基因型)制定骨折标准。对骨折变量进行优化可显著降低样本异质性,减少时间浪费、资源损耗和无效数据的产生。

为了产生准确且精确的骨折,必须建立一套标准化的骨折造模参数,以实现高度特异性,并减少骨折位置的变异性。除了骨折造模外,充分的固定稳定也至关重要,以促进骨折部位骨痂形成,并降低骨不连的发生概率。髓内针固定是一种常用于稳定四肢长骨骨折的固定方法,无论在实验研究还是临床实践中均广泛应用。采用内固定方式的骨折通常通过间接愈合方式进行修复,该过程包括组织分化、骨折端骨吸收,以及随后通过骨痂形成和重塑实现骨折愈合。via 骨痂形成与重塑。骨折断端的移动以及髓内针在髓腔内的移位可能阻碍上述愈合过程。本方案采用一种固定方法,可在不使用复杂外科设备和技术的前提下,有效减少固定后骨折部位的位移...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本研究发表的工作获得了美国国立卫生研究院下属的国家关节炎与肌肉骨骼和皮肤病研究所的支持,资助编号为 F30AR071201 和 R01AR066028。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
支撑组件补充图 1
支撑梁——夹钳部分 80/201003 x 9.00左端 A、C 位置配 #7042
支撑梁——水平部分80/201002 x 14.00
支撑梁——垂直部分 180/201050 x 10.50 左端 A 位置和右端 A 位置配 #7042
支撑梁——垂直部分 280/201010 x 10.50 左端 D、B 位置和右端 A 位置配 #7042
支撑梁——板安装部分80/201030 x 8.00 左端配 #7036
支撑梁——磁体部分80/201010 x 13.50 右端 A、C 位置配 #7042
锚固件(3 个)80/203392
双锚固件(3 个)80/203091
螺栓组件(6 个)80/2033861/4-20 x 3/8"
圆头内六角螺钉(6 个)80/2036041/4-20 x 3/4"
冲头组件补充图 2
止动块定制补充图 3
导向块定制补充图 3
冲头杆定制补充图 4
对准螺钉定制补充图 5
安装板定制补充图 6
直线套筒轴承(2 个)McMaster-Carr8649T2
六角螺母(3 个)McMaster-Carr92673A1253/8-16 UNC
内六角螺钉(8 个)McMaster-Carr92196A1084/40 x 3/8"
内六角螺钉(6 个)McMaster-Carr92196A0324/40 x 1 1/8"
内六角螺钉(1 个)McMaster-Carr92196A267 10/32 3/8"
磁体组件补充图 7
磁体安装座定制补充图 8
电源McMaster-Carr70235K23
脚踏开关McMaster-Carr7376k2
电磁铁McMaster-Carr5698k111
导线——10 英尺McMaster-Carr9936k12
磁体杆McMaster-Carr95412A5661/4" 螺纹杆 x 7"
角支架(6 个)80/204108
内六角螺钉(1 个)McMaster-Carr92196A70510/32 1 1/4"
六角螺母(4 个)McMaster-Carr92673A1131/4-20 UNC
完整组件补充图 9
腿夹钳支架(2 个)定制补充图 10
骨折平台定制补充图 11
定位夹具——骨折用定制补充图 12
其他
钢针剪医疗用品与设备150S
针头SigmaZ192430, Z192376 23g x 1.5" — 小鼠股骨,27g x 1.25" — 小鼠胫骨

参考文献

  1. BMUS: The Burden of Musculoskeletal Diseases in the United States. , Available from: http://www.boneandjointburden.org/ (2014).
  2. Corso, P., Finkelstein, E., Miller, T., Fiebelkorn, I., Zaloshnja, E. Incidence and lifetime costs of injuries in the United States. Injury Prevention. 12 (4), 212-218 (2006).
  3. Nguyen, N. D., Ahlborg, H. G., Center, J. R., Eisman, J. A., Nguyen, T. V. Residual lifetime risk of fractures in women and men. Journal of Bone and Mineral Research: The Official Journal of the American Society for Bone and Mineral Research. 22 (6), 781-788 (2007).
  4. Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. A model for intramembranous ossification during fracture healing. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 20 (5), 1091-1098 (2002).
  5. Cheung, K. M. C., Kaluarachi, K., Andrew, G., Lu, W., Chan, D., Cheah, K. S. E. An externally fixed femoral fracture model for mice. Journal of Orthopaedic Research. 21 (4), 685-690 (2003).
  6. Connolly, C. K., et al. A reliable externally fixated murine femoral fracture model that accounts for variation in movement between animals. Journal of Orthopaedic Research. 21 (5), 843-849 (2003).
  7. Histing, T., et al. An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model. Journal of Orthopaedic Research. 28 (3), 397-402 (2010).
  8. Gröngröft, I., et al. Fixation compliance in a mouse osteotomy model induces two different processes of bone healing but does not lead to delayed union. Journal of Biomechanics. 42 (13), 2089-2096 (2009).
  9. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 97-101 (1984).
  10. Huang, C., et al. The spatiotemporal role of COX-2 in osteogenic and chondrogenic differentiation of periosteum-derived mesenchymal progenitors in fracture repair. PloS One. 9 (7), 100079(2014).
  11. Waki, T., et al. Profiling microRNA expression during fracture healing. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 83(2016).
  12. Yee, C. S., et al. Sclerostin antibody treatment improves fracture outcomes in a Type I diabetic mouse. Bone. 82, 122-134 (2016).
  13. Wong, E., et al. A novel low-molecular-weight compound enhances ectopic bone formation and fracture repair. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 95 (5), 454-461 (2013).
  14. Prodinger, P. M., et al. Does Anticoagulant Medication Alter Fracture-Healing? A Morphological and Biomechanical Evaluation of the Possible Effects of Rivaroxaban and Enoxaparin Using a Rat Closed Fracture Model. PloS One. 11 (7), 0159669(2016).
  15. Menzdorf, L., et al. Local pamidronate influences fracture healing in a rodent femur fracture model: an experimental study. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 255(2016).
  16. Hagiwara, Y., et al. Fixation stability dictates the differentiation pathway of periosteal progenitor cells in fracture repair. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 33 (7), 948-956 (2015).
  17. Gardner, M. J., et al. Differential fracture healing resulting from fixation stiffness variability: a mouse model. Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 16 (3), 298-303 (2011).
  18. Catma, M. F., et al. Remote ischemic preconditioning enhances fracture healing. Journal of Orthopaedics. 12 (4), 168-173 (2015).
  19. Lichte, P., et al. Impaired Fracture Healing after Hemorrhagic Shock. Mediators of Inflammation. 2015, 132451(2015).
  20. Lopas, L. A., et al. Fractures in geriatric mice show decreased callus expansion and bone volume. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (11), 3523-3532 (2014).
  21. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of orthopaedic research. 2 (1), 97-101 (1984).
  22. Marturano, J. E., et al. An improved murine femur fracture device for bone healing studies. Journal of Biomechanics. 41 (6), 1222-1228 (2008).
  23. Jackson, R. W., Reed, C. A., Israel, J. A., Abou-Keer, F. K., Garside, H. Production of a standard experimental fracture. Canadian Journal of Surgery. Journal Canadien De Chirurgie. 13 (4), 415-420 (1970).
  24. Byrne, M., Cleveland, B., Marturano, J., Wixted, J., Billiar, K. Design of a reproducible murine femoral fracture device. Conference: Bioengineering Conference, 2007. NEBC '07. IEEE 33rd Annual Northeast. , (2007).
  25. Carter, D. R., Hayes, W. C. Compact bone fatigue damage-I. Residual strength and stiffness. Journal of Biomechanics. 10 (5), 325-337 (1977).
  26. McGee, A., Qureshi, A., Porter, K. Review of the biomechanics and patterns of limb fractures. Trauma. 6 (1), 29-40 (2004).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

啮齿类动物骨折模型骨折定位夹具冲击深度优化下落高度校准胫骨骨折方案股骨骨折方案放射学骨折分析简单横断骨折