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方法文章

一种优化的根箱实验方案，用于观察根系生长及其对局部养分的响应

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DOI：

10.3791/58674

⸱

2018年10月22日

 ,  , 
1Department of Plant Sciences, University of California at Davis, 2Department of Natural Resources and the Environment, University of New Hampshire

本文内容

摘要

可视化与测量根系生长 原位 极具挑战性。本文介绍了一种可定制的根箱方法，用于追踪根系在养分富集条件下随时间推移的发育与增殖过程。该方法可用于分析玉米基因型在响应有机氮源时根系可塑性的差异。

摘要

根系研究历来困难重重。土壤既是视觉障碍，也是机械屏障，使得根系追踪难以进行 原位 无需破坏性采收或昂贵设备。我们提出一种可定制且经济实惠的根箱方法，能够实现对根系生长过程的非破坏性动态观测，特别适用于研究根系对局部资源斑块的可塑性响应。该方法通过评估玉米基因型对含资源斑块的可塑性响应差异进行了验证 15N标记的豆科植物残体。文中描述了随时间获取代表性发育测量数据的方法、测定资源包埋区及对照区根系长度密度的方法、计算根系生长速率的方法，以及确定 15植物根系和地上部分对氮的吸收。本文还讨论了该方法的优势、注意事项及潜在的未来应用。尽管需注意确保实验条件不会对根系生长数据造成偏差，但只要细致操作，本方案所采用的根际盒实验流程可获得可靠的结果。

引言

尽管与地上部分相比常被忽视，根系在植物养分吸收中起着至关重要的作用。由于根系构建和维持需要消耗大量碳资源，植物已进化出仅在资源获取回报值得投入时才发育根系的机制。因此，根系系统可通过在资源富集区（热点区域）增殖、上调吸收速率，并迅速将养分转运至韧皮部以进行进一步运输，从而高效且动态地挖掘资源斑块1。根系的可塑性响应在不同植物物种或基因型之间可能存在显著差异2,3，并取决于所涉养分的化学形态4,5。应进一步探究根系可塑性的变异，因为深入理解根系对异质性土壤资源的复杂响应，有助于指导农业中提高养分利用效率的育种与管理策略。

尽管可视化和量化相关尺度下的根系可塑性对于理解植物系统具有必要性和重要意义，但其在技术上仍面临挑战。从土壤中挖掘根冠（"shovelomics"6）是一种常用方法，但细根往往分布在土壤团聚体之间的微小孔隙中，挖掘过程不可避免地会造成这些脆弱根系的部分丢失。此外，破坏性采收使得无法对同一根系随时间的变化进行连续观测。原位成像技术（如X射线计算机断层扫描）能够以高空间分辨率直接可视化根系与土壤资源7，但该方法成本高昂且需要专用设备。水培实验避免了从土壤中提取根系的限制，但根系形态和构型在水培环境中与在具有机械约束和复杂生物物理特性的土壤中存在差异8,9。最后，这些人工培养介质无法将根际过程与功能同根系发育可塑性整合研究。

我们介绍一种用于构建和使用根箱（rhizoboxes，即窄型、透明侧壁的矩形容器）的实验方案，该方法成本低、可定制，可用于长期监测土壤中植物根系的生长。通过特殊设计的框架，利用向重力性使根系优先紧贴背 面板生长，从而提高根长测量的准确性。根箱常用于研究根系生长及根际相互作用10,11,12，而本文所提出的方法采用单室设计，材料廉价，操作简便，特别适用于研究根系对局部养分的响应。此外，该方法也可经适当改进，用于研究其他多种根系与根际过程，例如种内/种间竞争、化学物质的空间分布、微生物分布或酶活性。本文以玉米杂交种对15N标记的豆科植物残体斑块的基因型差异响应为例，展示典型实验结果，以验证根箱法的有效性。

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方案

1. 前后面板及间隔片的制备

  1. 准备前面板和后面板。
    1. 每只盒子裁切两块 0.635 cm 厚的透明亚克力板，尺寸为 40.5 cm 宽 × 61 cm 长，或购买预先裁切好的板材（见材料表）。
    2. 使用专用于亚克力材料的钻头，在距侧边 1.3 cm 处，从顶部起分别在 2.5 cm、19 cm、38 cm 和 53.3 cm 位置钻直径为 0.635 cm 的孔；在距底边 1.3 cm 处，从左侧起分别在 2.5 cm、20.3 cm 和 38 cm 位置钻孔（图 1）。
      注意：一次叠加六至十张板材使用台钻操作最为高效，但也可用手持电钻完成。
    3. 在组装盒子前，移除亚克力板上的任何保护膜，并轻柔清洁两块面板。

静力平衡示意图；ΣFx=0；标注尺寸；物理学教学图示。
图1：钻孔布局。 孔位于侧边边缘内1.3 cm处，距顶部分别为2.5、19、38和53.3 cm；底部边缘内1.3 cm处，距左侧边距分别为2.5、20.3和38 cm。 请点击此处查看此图的放大版本。

  1. 准备侧边和底部垫片。
    1. 每个盒子从高密度聚乙烯（HDPE）材料上切割出三个垫片，或购买两个预先切割好的侧边垫片（厚度 0.635 cm，宽度 2.5 cm，长度 57 cm）和一个预先切割好的底部垫片（厚度 0.635 cm，宽度 2.5 cm，长度 40.5 cm）。参见材料表。
    2. 将垫片沿盒子的侧边和底部对齐放置在前后面板之间。使用手电钻或台式钻床，再次通过前后面板上已有的孔进行钻孔，使孔洞干净地贯穿所有三层材料。
    3. 使用夹具固定各层，或在每个新钻的孔中安装螺栓、螺母和垫圈组合来固定（参见步骤 3.1）。

2. 在盒子底部安装一条聚酯纤维棉条

注意：这将防止土壤和水从间隔片之间的接缝处泄漏。

  1. 将聚酯纤维棉裁剪成 2.5 cm 宽、40.5 cm 长的条状（参见材料表）。
  2. 将背板平放，间隔物置于其上，再将棉垫直接放置在底部间隔物上方，并用顶板固定位置（图 2）。

带缝纫尺寸和补丁位置的拼布组装示意图，用于制作说明。
图 2：装有衬垫的组装根盒。 根盒底部的一条窄衬垫可防止土壤和沙子泄漏。 请点击此处查看此图的放大版本。

3. 根箱的组装

  1. 使用20牙螺钉（3.2 cm长，0.635 cm直径）、垫圈（内径0.635 cm）和六角螺母（尺寸需与螺钉匹配，参见材料表）组装根盒。
  2. 将每根螺钉依次穿过垫圈、前面板、间隔条、后面板、垫圈和六角螺母并拧紧。确保螺钉拧得非常紧；若组装不牢固，土壤会从面板与侧边间隔条之间的缝隙中漏出。
    注意：丙烯酸材料容易划伤，划痕可能干扰根系测量，因此应小心操作已组装的根盒。除非在根盒之间放置了保护材料，否则避免堆叠。
  3. 每套根盒准备两个补丁间隔条（用于形成处理区和对照区的间隔条）。使用高密度聚乙烯（HDPE）板材切割或直接购买预制的间隔条（厚度0.635 cm，宽度3.8 cm，长度28 cm；参见材料表）。在每个间隔条距顶部2 cm的中线上钻一个直径为0.635 cm的孔（图3）。

静力平衡示意图；带螺丝和补丁垫片的装置；尺寸为 28 cm、3.8 cm、2 cm。
图 3：补丁垫片。 将螺丝插入高密度聚乙烯（HDPE）条带的中心，以防止其掉入盒中。在垫片周围填满土壤并润湿后，移除垫片，从而在根盒中留下空白的处理区和对照区。 请点击此处查看该图的放大版本。

  1. 通过每个孔用螺母固定螺丝，使间隔器能够部分插入根盒，直到螺丝阻止其进一步进入（图3）。
    注意：当间隔器周围的土壤被润湿后取出间隔器时，将留下两个空隙，可用于填充含氮处理区和对照区所需的相应基质。

4. 构建PVC框架以倾斜支撑根盒

注意：当将盒子倾斜放置时，向重力性会促使根沿背板生长，从而使得所有根均可见，便于追踪。如图4所示，聚氯乙烯（PVC）的尺寸设计可使根盒相对于实验台保持约55°的倾角。

  1. 每个箱子需切割13段直径为1.3 cm的PVC管：2段44 cm，3段42 cm，2段36.3 cm，2段25.4 cm，以及4段3.8 cm（见材料表）。
    注意：为提高效率并保证切口平整，强烈推荐使用切管机。
  2. 使用4个两通弯头、2个三通弯头和4个T型接头（见材料表），按照图4所示组装箱体。
    注意：框架在不额外使用胶水的情况下也应保持稳定，但如有需要可使用PVC胶固定。

带尺寸标注和弯头连接的PVC管架示意图；展示构建中的几何结构。
图4：用于支撑根盒的框架。 该轻质框架由按指定长度切割的PVC管材构成，并使用图中标明类型的接头连接。 请点击此处查看此图的放大版本。

5. 缝制可反射光和热的防护套

注意：根系避光，因此这些情况需排除光线，以确保观察到的根系可塑性反应是由斑块中的养分源驱动，而非由避光行为引起。遮光织物还可降低根箱内部温度，有助于避免热胁迫。

  1. 将遮光布料（一种单面为白色、另一面为黑色的专用材料）裁剪成每块约 95 cm 宽、69 cm 长的尺寸（参见材料表）。每个盒子需要一块。
  2. 将每块布料沿长边对折，形成一个 47.5 cm × 69 cm 的套筒。使用适用于牛仔布的缝纫机针、高强度绗缝线以及窄边缝法，沿每个套筒的底部和侧边向上约 3/4 处进行缝合。用一个安全别针将顶部的两个角固定在一起。

6. 准备体积比为1:1的土壤：沙子基质以填充根箱

  1. 每个盒子采集约 1,000 cm3 的野外土壤（来自目标地点），将土壤平铺于浅盘中，在 60 °C 下烘干至恒重。
    注意：本实验所用土壤采自有机管理的玉米田，于收获后立即采集，取样深度为 0‒10 cm。
  2. 使用研钵和研杵将土壤研磨，使其通过 2 mm 筛网。通过称量已知体积的土壤测定其容重。
  3. 获取沙子（例如可在五金店低价购买的儿童玩沙；参见 材料表），并测定其容重。
  4. 将等体积的沙子和土壤量取至桶中，充分混合。使用漏斗缓慢而均匀地将混合基质填充至盒子中，距离盒顶 2.5 cm 处停止，填充过程中不得摇晃盒子以避免基质沉降。记录所用基质的体积，应约为 1,272 cm3。
  5. 将沙子的容重乘以该体积的一半，计算出每个盒子所需的沙子质量；同样方法，用土壤的容重乘以该体积的一半，计算出每个盒子所需的土壤质量。
    注意：本实验所用的田间土壤和沙子对应的质量分别为 976 g 沙子和 774 g 土壤，但具体数值会因所用土壤的容重不同而有所变化。
  6. 为每个根盒准备一个大型带密封条的塑料袋，贴上标签，将计算好的沙子和土壤质量分别称量后放入袋中，并充分混匀。
  7. 对这种 1:1 的土壤-沙混合基质进行养分含量分析以及 15N（δ15N）自然丰度测定。

7. 处理组与对照组斑块的基质制备

  1. 为每个根际盒标记两个小型自封口塑料袋，分别用于处理区和对照区。从每个大袋（步骤 6.6）中称取 30 g 土壤 : 沙混合基质，放入对应的两个小袋中。
  2. 将处理区小袋中的基质与15N标记的氮源混合。具体操作为：向每个处理袋（小型自封口袋）中称入 1 g 15N标记的植物残体或其他氮源（用量可根据需要调整），并充分混匀。
    注意：本实验中使用了15N标记的三叶草和蚕豆残体的混合物。将三叶草和蚕豆种子播种于蛭石与沙按 1:1 混合的基质中，在温室条件下培养。植株每天用去离子水浇灌，每周两次施用含15N标记氮源的 1/100 浓度 Long-Ashton 营养液13。播种后四周收获全部地上生物量，干燥后研磨并通过 2 mm 筛网。若选用其他营养元素，特别是土壤中易移动的元素，建议进行预实验以检测淋失情况。必要时可采用缓释形态的营养物质，或选择其他根际盒设计以减少淋失（e.g., 通过分隔室10）。

8. 用基质填充根盒，并建立处理区和对照区

  1. 称量每个空根盒，并记录重量以供后续使用。
  2. 将两个补丁间隔件（见步骤3.2）插入一个根盒中，直至螺钉阻止其继续深入。用浅色标记在根盒侧面标出底部边缘的深度（图3），然后取出间隔件。
  3. 使用茎部开口与根盒开口宽度相近的漏斗，从相应的大袋基质中将基质填充至已标记的深度。缓慢而均匀地来回移动漏斗，使基质均匀填充，避免形成优先流通道。
  4. 当基质填充至标记深度时，将间隔件重新插入盒子两侧内5 cm处。继续填充基质，直至基质表面距离根盒顶部约5 cm（袋中应剩余部分基质）。
  5. 在每个间隔件周围充分润湿。
    注意：本实验中，通过将滴灌头插入每个间隔件外缘与根盒侧壁之间注入50 mL水，并在两个间隔件之间均匀倾倒50 mL水实现润湿。缓慢灌溉对于实现均匀湿润至关重要。
  6. 在土壤湿润状态下取出间隔件，为补丁区域留下空腔。
  7. 用胶带将透明薄膜固定在每个根盒外侧（见材料表）。将一侧标记为处理组，另一侧标记为对照组，并使用漏斗从相应的袋子中填充补丁区域。用永久性记号笔在透明膜上描出每个补丁的边界。
  8. 用袋中剩余的基质均匀填满根盒。在透明膜上描出基质顶部的边界。
  9. 对剩余的根盒重复上述操作。保留所有袋子以备收获时使用。

9. 均匀浇水至持水量的60%

注意：该土壤含水量可防止植物遭受干旱胁迫，同时避免缺氧条件或藻类生长的发生。

  1. 测定基质的持水能力（WHC）14。
  2. 计算每个盒子的理想重量；此处定义为干燥根盒重量与基质在60%持水能力时所含水分重量之和。
  3. 将持水能力（每克干基质所含水的克数）乘以0.6，得到基质在60%持水能力时所持水的质量。将该质量与干基质质量及15N源的质量相加。
  4. 将每个盒子的空重与上述计算所得数值相加。
  5. 在盒子填满后称重。将此时每个盒子的重量（单位：g）从步骤9.2中计算出的理想重量（单位：g）中减去。用去离子水（DI水）缓慢且均匀地补充该差值对应的体积（单位：mL）。
    注意：此步骤可通过滴灌或手动浇水完成。若采用手动浇水，需待水分完全渗透后再添加下一部分，以避免土壤水分分布不均和优先流通道的形成。

10. 种子萌发与移栽

  1. 若使用未种植的对照组，请将这些根际盒单独放置。
  2. 将玉米种子在5% NaOCl溶液中搅拌1分钟进行表面灭菌，然后用去离子水充分冲洗。
    注意：本实验使用了六种不同玉米基因型的种子，以研究根系可塑性的基因型差异。
  3. 将灭菌后的种子置于培养皿内湿润的实验用纸巾（例如，Kimwipe）上，并覆盖另一层湿润纸巾以促进萌发。确保无积水。将培养皿置于黑暗环境中48‒72小时，直至胚根刚开始伸出。
  4. 使用窄 spatula 在每个根际盒中心挖一个深2.5 cm的孔。将已萌发的种子移栽入孔中，确保胚根方向垂直向下。
    注意：若胚根朝向任一土块倾斜，将导致根系生长速率的比较出现偏差。
  5. 在透明板上标出种子的位置。
  6. 覆盖种子，并加入最多50 mL的去离子水。

11. 植物生长

  1. 将植物培养25天（或根据需要延长培养时间），在整个生长期间保持60%的田间持水量（WHC）。通过描记根系来监测根系生长情况。
  2. 每3‒4天称量每个根盒一次，并加水至其重量与目标重量相差不超过5 g。收获前四天停止浇水，以便于分离面板。定期人工清除杂草，确保根盒中仅存目标植物的根系。
  3. 每隔3‒4天使用永久性记号笔描记可见根系，每次描记应采用易于区分的颜色。
    注意：可根据需要对主根和侧根使用不同粗细的记号笔。建议在实验开始前明确根系描记的标准，因为该过程具有一定主观性，尤其是在多位研究人员共同参与描记，或需用不同记号笔区分不同级次或直径的根系时。本实验通过在根盒两侧均进行根系描记，并将透明板上描记所得的总根长与洗根后扫描测得的总根长进行比较，验证了仅描记根盒一侧可见根系的准确性。无论仅使用背面透明板还是同时使用两侧透明板，描记根长与扫描根长之间均存在显著相关性。因此，仅描记背面面板上的可见根系是可行的。

12. 收获植株地上部分，并采集根系和土壤样品用于分析

  1. 将第一个根盒平放并卸下所有螺丝。
  2. 收获茎部样品。在茎基部剪取样品，用去离子水冲洗掉土壤，然后干燥 60 °C用研钵和研杵将茎叶研磨，使其通过2 mm筛网，称取部分样品于锡箔胶囊中用于同位素分析（见第14节）。
  3. 以透明膜为参照，用剃刀沿处理组和对照组样区边缘切割。用勺子或刮铲将根系及附着的根际土壤分别收集到对应的处理组或对照组样品袋中。
    注意：尽管存在多种分离根际土壤的方法，根际土壤是指受植物根系影响的土壤15，根际可被视为一种梯度，而非严格界定的区域16，该方法遵循广泛采用的定义，即振荡后仍附着在植物根部的土壤17.
  4. 将剩余的根系和土壤铲入第三个袋子中。
  5. 将处理组、对照组和大量样本通过2 mm筛子，以分离根系与基质，并去除任何可见的根或根段 >用精细镊子取长约1 cm的样品，将根部样品和基质样品各三个分别保存，共六个样品，彼此分开。

13. 轨迹验证与相对根生长速率的估算

  1. 扫描处理组、对照组和大量样本，计算根长。
    1. 每次处理一个样本，用去离子水小心冲洗根部，以去除残留的基质。将样本排列在透明托盘中，确保根部不相互重叠。
    2. 使用与根系分析软件兼容的扫描仪扫描样品（例如， WinRhizo）。确保软件已校准，能够可靠地区分根系与图像背景。
    3. 使用软件测量总根长以及目标直径等级内的根长（例如， <0.2 mm，0.2‒0.4 mm，0.4‒0.8 mm，0.8‒1.6 mm >1.6 mm
  2. 计算处理组和对照组样方以及每个根箱整体的根长密度（RLD）。
    1. 通过将每张透明纸上绘制的面积（见步骤 8.1）乘以 0.635 cm（盒子的深度）来计算处理区和对照区的体积。利用每个区域的总根长（见步骤 13.1.3），结合上述体积计算处理区和对照区的根长密度。
      根长密度公式，用于根系测量分析的 RLD\(_{patch}\) 方程
    2. 通过将透明纸上描记的面积（见步骤 8.1）乘以 0.635 cm，计算每个根箱中基质的体积。按处理组和对照组样方的方法计算根长密度（RLD）。
      根长密度方程，RLD_rhizobox 将总根长与基质体积（单位：cm）相关联。
  3. 通过比较扫描的根系图像与根系追踪图像，验证根系追踪方法的准确性。
    1. 扫描每张透明板，使用软件计算总根长。保存扫描图像以用于生长速率的计算。
    2. 将每个盒子中处理组、对照组和整体样品的总根长测量值相加（参见步骤 13.1.3）。
    3. 检验总根长的扫描和人工测量结果，以确定两者之间的相关性是否具有统计学意义。
      注意：如果符合上述情况，则表明追踪方法已得到验证，可计算每个时间点的相对生长速率。否则，仅扫描获得的根系数据能够准确反映根系生长情况。当追踪方法不一致，或不同基因型的根系可见度存在差异时，便可能出现后一种情况。
  4. 如果示踪方法已得到验证，则计算每个根盒的相对根系生长速率。
    1. 使用已校准以区分所选示踪颜色的根系分析软件，测量每个时间点处理组、对照组和整体样本的总根长。计算每个时间点的累积总根长。
    2. 计算相对根系生长速率（RGR）根每个时间间隔 t 下每个根箱以及处理组和对照组样地的指标1- t2 如下所示。
      相对生长速率方程示意图，RGR 计算，对数分析，植物生长研究
      注意：此处 L1 t 时刻斑块中的总根长（自11.3起的累积和）1 移植后天数（DAT）及 L2 t 时刻斑块中的总根长2 DAT

14. 根、地上部分及处理土壤样品中15N分配的分析

  1. 干燥根部于 60 °C称取生物量，并研磨至通过2 mm筛孔。
  2. 处理土壤的干燥样品 60 °C.
  3. 将根系和处理样品按与地上部分相同的方法装入锡箔胶囊中。
    注意：每胶囊的理想样品重量应根据地上部分、根系和土壤材料的预估碳氮比（C/N）分别计算，以达到分析所需的总氮量目标。有关详细信息，请联系接收样品的稳定同位素分析机构。本实验遵循加州大学戴维斯分校稳定同位素设施（UC Davis Stable Isotope Facility）提供的样品制备说明及其样品重量计算器的指导。18.
    注意：在将样品封装入胶囊前，务必充分混匀，并为每个样品制备多个胶囊。若样品混合不均，则回收率的表观值可能 15N 可能超过最初存在的量。
  4. 分析总氮、δ15N和 15每个地上部分、根系及处理土壤样品的氮含量。
    注意：本实验中，植物样品在加州大学戴维斯分校稳定同位素分析中心（UCD SIF）使用与PDZ Europa 20-20同位素比值质谱仪联用的PDZ Europa ANCA-GSL元素分析仪通过燃烧法进行分析；土壤样品在UCD SIF使用与PDZ Europa 20-20同位素比值质谱仪联用的Elementar Vario EL Cube元素分析仪进行分析。
  5. 计算所需量 15从植物地上部分和根部样品的标签中获得N。
    1. 首先，计算所需的量 15超过大气水平的氮 15每池中的 N， 15P*:
      统计分析中的方程，15P* = 15P - 0.3663，代数表达式。
      其中 15P 是 15感兴趣区域中氮元素的原子百分比含量。
    2. 其次，计算所需的量 15超过大气水平的氮 15标签中的 N， 15L*:
      平衡方程；静力平衡，λ^15L=15L-0.3663；数学表达式
      其中 15L 是 15标记氮源中氮的原子百分含量。
    3. 第三，计算每个池中总氮的含量， Np:
      化学式：Nₚ = mₚ * %ₒₚ，化学计量方程，教学参考
      其中 mp 是该池的质量（例如， 总地上部或根系干重）和 %p 是该池中氮的百分比。
    4. 最后，将14.5.1‒14.5.3的结果代入Ndff方程中19 计算从标记中获得的氮量 Nl:
      化学方程式，同位素比率，公式 Nl=Np(15P*/15L*)，教学用途。
      注意：Ndff 方程用于确定植物从标记氮源中吸收的氮量。该方程假设植物吸收氮的过程中不发生同位素分馏，通常适用于氮源富集度约为 1‒10% 的情况。19.

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结果

根系如预期般优先沿着盒子背面生长。盒子背面被追踪的根系总长度范围为400至1,956 cm，而前面的范围为93至758 cm。计算了扫描所得根长与盒子前面、背面以及前后总和的追踪根长之间的成对Pearson相关系数，以评估追踪法是否能准确反映总根长（n = 23，因其中一个盒子内的植株在实验期间死亡）。扫描得到的总根长与盒子背面的追踪根长显著相关（图5A，p = 0.0059），与前面的追踪根长也显著相关（图5B，p = 0.022），且与前后总和的相关性亦显著（图5C，p = 0.0036）。因此，仅追踪盒子背面可作为反映根系生长的代表性测量方法，同时将追踪所需时间减少一半。然而需要注意的是，追踪法仅能捕获总根长的21.6%至54.6%。尽管根系确实优先沿根盒表面生长，但特别是细小的侧根可能无法被清晰观察并用于追踪。追踪法适用于随时间进行根...

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讨论

本方案中描述的根箱可用于解答根系与根际科学中的多种问题，并已在其他领域得到广泛应用10,20,21,22,23,24,25其他研究人员已拍摄了根盒的延时图像21,25,26，一些使用自动化系统22,27这些方法可用于对根系长度和构型进行定量分析，而这是传统描迹方法无法实现的。根...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

作者感谢匿名审稿人提供的反馈意见，同时感谢 J.C. Cahill 和 Tan Bao 在建立根盒实验方案初期给予的指导。本研究由食品与农业研究基金会、美国农业部（USDA）国家食品与农业研究所、农业实验站项目 CA-D-PLS-2332-H 以及加州大学戴维斯分校植物科学系通过向 J.S. 提供的博士后奖学金共同资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
直径1.27 cm的PVC管JM Eagle530048每盒305 cm，按方案要求切割成指定长度
PVC侧向弯头Lasco315498每盒2个
PVC 90度弯头CharlottePVC 02300 0600每盒4个
PVC三通接头CharlottePVC 02402 0600每盒4个
挤出式亚克力板TAP PlasticsN/A每盒2块，厚0.64 cm × 宽40.5 cm × 长61 cm
高密度聚乙烯垫片（侧边）TAP PlasticsN/A每盒2块，厚0.64 cm × 宽2.5 cm × 长57 cm
高密度聚乙烯垫片（底部）TAP PlasticsN/A每盒1块，厚0.64 cm × 宽2.5 cm × 长40.5 cm
高密度聚乙烯垫片（补片）TAP PlasticsN/A每盒2块，厚0.64 cm × 宽3.8 cm × 长28 cm
聚酯棉絮Fairfield#A-X90每盒一条，2.5 cm × 40.5 cm
20螺纹螺钉N/AN/A长3.2 cm，直径0.64 cm
垫圈N/AN/A内径0.64 cm
六角螺母N/AN/A尺寸需与螺钉匹配
遮光布Americover, Inc.Bold 8WB26.5每盒一块，宽95 cm × 长69 cm
沙子QuikreteNo. 1113
田间土壤N/AN/A
用于描图的透明片FXNFXNT1319100S每侧盒子使用一张透明片进行描图

参考文献

  1. Hodge, A. Roots: The Acquisition of Water and Nutrients from the Heterogeneous Soil Environment. Progress in Botany 71. , 307-337 (2010).
  2. Grossman, J. D., Rice, K. J. Evolution of root plasticity responses to variation in soil nutrient distribution and concentration. Evolutionary Applications. 5 (8), 850-857 (2012).
  3. Melino, V. J., Fiene, G., Enju, A., Cai, J., Buchner, P., Heuer, S. Genetic diversity for root plasticity and nitrogen uptake in wheat seedlings. Functional plant biology. , Available from: http://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=US201600101375 (2015).
  4. Zhang, H., Forde, B. G. An Arabidopsis MADS box gene that controls nutrient-induced changes in root architecture. Science. 279 (5349), 407-409 (1998).
  5. Hodge, A., Stewart, J., Robinson, D., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Competition between roots and soil micro-organisms for nutrients from nitrogen-rich patches of varying complexity. Journal of Ecology. 88 (1), 150-164 (2000).
  6. Trachsel, S., Kaeppler, S. M., Brown, K. M., Lynch, J. P. Shovelomics: high throughput phenotyping of maize (Zea mays L.) root architecture in the field. Plant and Soil. 341 (1-2), 75-87 (2011).
  7. Rogers, E. D., Monaenkova, D., Mijar, M., Nori, A., Goldman, D. I., Benfey, P. N. X-ray computed tomography reveals the response of root system architecture to soil texture. Plant Physiology. , (2016).
  8. Groleau-Renaud, V., Plantureux, S., Guckert, A. Effect of mechanical constraint on nodal and seminal root system of maize plants. Comptes Rendus De L Academie Des Sciences Serie Iii-Sciences De La Vie-Life Sciences. 321 (1), 63-71 (1998).
  9. Lin, Y., Allen, H. E., Di Toro, D. M. Barley root hair growth and morphology in soil, sand, and water solution media and relationship with nickel toxicity. Environmental Toxicology and Chemistry. 35 (8), 2125-2133 (2016).
  10. Wenzel, W. W., Wieshammer, G., Fitz, W. J., Puschenreiter, M. Novel rhizobox design to assess rhizosphere characteristics at high spatial resolution. Plant and Soil. 237 (1), 37-45 (2001).
  11. Spohn, M., Carminati, A., Kuzyakov, Y. Soil zymography - A novel in situ method for mapping distribution of enzyme activity in soil. Soil Biology and Biochemistry. 58, 275-280 (2013).
  12. Vollsnes, A. V., Futsaether, C. M., Bengough, A. G. Quantifying rhizosphere particle movement around mutant maize roots using time-lapse imaging and particle image velocimetry. European Journal of Soil Science. 61 (6), 926-939 (2010).
  13. Hewitt, E. J. Sand and Water Culture Methods Used in the Study of Plant Nutrition. , Commonwealth Bureau. London. (1966).
  14. Choudhary, M. I., Shalaby, A. A., Al-Omran, A. M. Water holding capacity and evaporation of calcareous soils as affected by four synthetic polymers. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (13-14), 2205-2215 (1995).
  15. Bakker, P. A. H. M., Berendsen, R. L., Doornbos, R. F., Wintermans, P. C. A., Pieterse, C. M. J. The rhizosphere revisited: root microbiomics. Frontiers in Plant Science. 4, 2013(2013).
  16. McNear, D. H. Jr The Rhizosphere - Roots, Soil, and Everything In Between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1(2013).
  17. Ortas, I. Determination of the extent of rhizosphere soil. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 28 (19-20), 1767-1776 (1997).
  18. UC Davis Stable Isotope Facility. Carbon (13C) and Nitrogen (15N) Sample Preparation. , Available from: https://stableisotopefacility.ucdavis.edu/13cand15nsamplepreparation.html (2018).
  19. Barraclough, D. 15N isotope dilution techniques to study soil nitrogen transformations and plant uptake. Fertilizer research. 42 (1-3), 185-192 (1995).
  20. Belter, P. R., Cahill, J. F. Disentangling root system responses to neighbours: identification of novel root behavioural strategies. AoB PLANTS. 7, (2015).
  21. Nagel, K. A., et al. GROWSCREEN-Rhizo is a novel phenotyping robot enabling simultaneous measurements of root and shoot growth for plants grown in soil-filled rhizotrons. Functional Plant Biology. 39 (11), 891-904 (2012).
  22. Adu, M. O., Yawson, D. O., Bennett, M. J., Broadley, M. R., Dupuy, L. X., White, P. J. A scanner-based rhizobox system enabling the quantification of root system development and response of Brassica rapa seedlings to external P availability. Plant Root. 11, 16-32 (2017).
  23. Neumann, G., George, T. S., Plassard, C. Strategies and methods for studying the rhizosphere-the plant science toolbox. Plant and Soil. 321 (1-2), 431-456 (2009).
  24. Bodner, G., Alsalem, M., Nakhforoosh, A., Arnold, T., Leitner, D. RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (126), e56251-e56251 (2017).
  25. Kuchenbuch, R. O., Ingram, K. T. Image analysis for non-destructive and non-invasive quantification of root growth and soil water content in rhizotrons. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 165 (5), 573-581 (2002).
  26. Dresbøll, D. B., Thorup-Kristensen, K., McKenzie, B. M., Dupuy, L. X., Bengough, A. G. Timelapse scanning reveals spatial variation in tomato (Solanum lycopersicum L.) root elongation rates during partial waterlogging. Plant and Soil. 369 (1-2), 467-477 (2013).
  27. Wu, J., et al. RhizoChamber-Monitor: a robotic platform and software enabling characterization of root growth. Plant Methods. 14 (1), 44(2018).
  28. Rogers, S. W., Moorman, T. B., Ong, S. K. Fluorescent In Situ Hybridization and Micro-autoradiography Applied to Ecophysiology in Soil. Soil Science Society of America Journal. 71 (2), 620-631 (2007).
  29. Eickhorst, T., Tippkötter, R. Detection of microorganisms in undisturbed soil by combining fluorescence in situ hybridization (FISH) and micropedological methods. Soil Biology and Biochemistry. 40 (6), 1284-1293 (2008).
  30. Spohn, M., Kuzyakov, Y. Distribution of microbial- and root-derived phosphatase activities in the rhizosphere depending on P availability and C allocation - Coupling soil zymography with 14C imaging. Soil Biology and Biochemistry. 67, 106-113 (2013).
  31. Lv, G., Kang, Y., Li, L., Wan, S. Effect of irrigation methods on root development and profile soil water uptake in winter wheat. Irrigation Science. 28 (5), 387-398 (2010).
  32. Asseng, S., Ritchie, J. T., Smucker, A. J. M., Robertson, M. J. Root growth and water uptake during water deficit and recovering in wheat. Plant and Soil. 201 (2), 265-273 (1998).
  33. Hernandez-Ramirez, G., et al. Root Responses to Alterations in Macroporosity and Penetrability in a Silt Loam Soil. Soil Science Society of America Journal. 78 (4), 1392-1403 (2014).
  34. Zhang, Y. L., Wang, Y. S. Soil enzyme activities with greenhouse subsurface irrigation. Pedosphere. 16 (4), 512-518 (2006).
  35. Robinson, D., Hodge, A., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Plant root proliferation in nitrogen-rich patches confers competitive advantage. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 266 (1418), 431-435 (1999).
  36. Lobet, G., Draye, X. Novel scanning procedure enabling the vectorization of entire rhizotron-grown root systems. Plant Methods. 9, 1(2013).
  37. Swarup, R., Wells, D. M., Bennett, M. J. Root Gravitropism. Plant Roots: The Hidden Half. , (2013).
  38. Smit, A. L., Bengough, A. G., Engels, C., van Noordwijk, M., Pellerin, S., van de Geijn, S. C. Root Methods: A Handbook. , Springer Science & Business Media. (2000).
  39. van Dusschoten, D., et al. Quantitative 3D Analysis of Plant Roots Growing in Soil Using Magnetic Resonance Imaging1[OPEN]. Plant Physiology. 170 (3), 1176-1188 (2016).
  40. Metzner, R., et al. Direct comparison of MRI and X-ray CT technologies for 3D imaging of root systems in soil: potential and challenges for root trait quantification. Plant Methods. 11, 17(2015).

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