本文介绍了一种在实验大鼠中同步记录心电图和动脉内血压（BP）的实验装置，该方法可使用动物实验设施中的常规设备完成，适用于生理学或药理学研究，以探讨心血管医学中的致病机制或治疗机制。
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本文内容
摘要
摘要
在心血管生理学或病理生理学相关研究中，血压（BP）和心电图是基本的观测指标。针对心血管疾病模型、潜在心血管治疗靶点或药物制剂的研究，需要评估体动脉压和心率的变化。在无法获得或负担不起遥测系统的情况下，股动脉插管技术是一种获取动脉内压力波形记录和系统性血压测量的替代方法。该技术经济实惠，可在动物实验设施中使用常规设备完成。然而，有创动脉压记录需要对小动脉进行插管，这是一项具有挑战性的外科操作技能。本文提供了股动脉插管操作的分步实验方案。关键步骤包括数据采集系统的校准、组织解剖与股动脉插管，以及动脉插管系统的压力记录设置。同时包含了体表心电图记录的操作流程。我们还展示了来自正常血压和高血压大鼠的血压记录示例。本方案可实现系统性血压的可靠直接记录，并同步进行心电图监测。
引言
血压（BP）和心电图（ECG）是心血管生理学和医学的基本参数。实验动物模型已广泛应用于各种心血管疾病（如高血压性心力衰竭1）的生物医学研究中，且可在实验大鼠中进行心电图记录和血压测量的操作。
在大鼠中测量血压（BP）有三种方法：动脉内插管法（有创）2、尾套体积描记法（无创）3和无线电遥测法（有创）。尾套体积描记法测量血压的可靠性可能受到记录过程中动物操作的影响。例如，在束缚和测量阶段同时发生的中心血压变化，尾套法往往会低估4。无线电遥测法被认为是监测清醒、自由活动动物血压和心率的最佳"金标准"技术5。然而，由于无线电遥测的硬件和软件成本较高，动脉内插管法也常被用作一种经济的替代方法。
动脉内插管需要较高的显微外科技术，但可获得真实的动脉压力波形。血压可通过插入桡动脉、股动脉或肱动脉的生理盐水填充导管进行记录。这种直接侵入性血压测量方法需要术前动物准备、麻醉、实验动物固定、组织分离和动脉插管的外科操作技能，并在采集测量数据前进行适当的校准。
啮齿类动物体表心电图与人类心电图相似。大鼠心电图包含P波、QRS复合波、T波以及QT间期6。P波、PR间期、QRS复合波和T波分别反映心房去极化、冲动从心房传导至房室结、心室去极化以及心室复极化过程。QT间期定义为从Q波起始点至T波终点（即恢复至等电位基线处）的时间段1。
心电图（ECG）可指示心脏的收缩期和舒张期；因此，同步记录体表心电图可与有创血压测量相对应。通过结合多种方法，可在心血管医学中阐明疾病模型中的病理生理变化，或药物及治疗方案的药理学效应。
自发性高血压大鼠（SHR）品系是通过在日本将血压较高的Wistar大鼠进行近亲繁殖而获得的。血压从5至10周龄开始上升，并在30至35周龄时趋于稳定7。Wistar-Kyoto大鼠（WKY）的收缩压约为130 mmHg7，常被用作正常血压对照。我们使用SHR和WKY大鼠来演示动脉内插管血压和心电图（ECG）记录的结果。
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方案
所有所述动物实验均经高雄医学大学机构动物照护与使用委员会批准。
1. 动物护理
- 为避免因动脉尺寸较小导致插管困难，应使用体重超过200 g的大鼠。
- 移除笼中饲料，使大鼠禁食过夜。
- 可自由饮水，除非实验设计有特殊要求。
2. 实验准备
- 准备以下材料：带齿镊子（图1A）、手术剪（图1B）、尖端精细的镊子（图1C、1D）、尖端成角的镊子（图1E）、血管夹（ bulldog 血管夹，图1F）、长约 20 cm 的丝线（图1G）、显微剪刀（图1H）、动脉内插管，一根无菌聚乙烯（PE）管，内径为 0.5 mm，外径为 0.9 mm，长度为 25–30 cm，连接至 26 G × 1/2’’ 针头（图1I），两个三通旋塞阀（图1J），用于连接动脉内插管和压力传感器（图1K），以及装有肝素化生理盐水（100 IU/mL）的 1 mL 注射器。
- 动物准备
- 通过吸入异氟烷对大鼠进行麻醉（将大鼠置于一个 25 cm × 25 cm × 14 cm 的诱导室中，其中充满 4% 异氟烷，随后使用鼻罩维持 3% 异氟烷）。
注意：如果动物麻醉不充分，可增加异氟烷的流速。 - 通过夹捏脚趾测试疼痛反射。
- 将大鼠仰卧位固定在预先切割好的泡沫板（或厚纸板）上。用橡皮筋固定四肢以固定身体（图2A）。
注意：为避免心电图记录过程中产生潜在干扰噪声，放置表面不得具有导电性。
- 通过吸入异氟烷对大鼠进行麻醉（将大鼠置于一个 25 cm × 25 cm × 14 cm 的诱导室中，其中充满 4% 异氟烷，随后使用鼻罩维持 3% 异氟烷）。
- 准备用于血压（BP）和心电图（ECG）记录的仪器。包括一个用于采集信号的模拟输入单元、一个带有兼容接头的压力传感器、三对双极针式心电图导联，以及一台装有合适软件的计算机。
3. 压力传感器校准
- 在开始血压记录之前，使用标准汞柱血压计进行校准（图1L）。
- 从血压计上取下压力袖带，并将充气管上的三通旋塞连接至数据采集系统的压力传感器（图1K）。
- 顺时针拧紧放气阀。注视压力表并持续挤压充气球囊。当压力表显示为100 mmHg时，切换三通旋塞，使其与压力传感器连通。使用100 mmHg的压力进行校准，计算血压的转换系数将自动确定。
- 逆时针旋转放气阀以释放压力，直至血压计压力降至零。
- 重复步骤3.2，使用200 mmHg的压力进行校准。
- 将压力传感器从汞柱血压计上断开。
- 将压力传感器连接至PE导管的三通旋塞（图1I）。
4. 股动脉插管的微型手术
- 体表标志识别与皮肤切除（图2）
- 确定腹股沟皱褶的位置（腹部与大腿交界处的凹陷）（图2A中虚线所示）。
- 在腹股沟皱褶中央捏起全层皮肤。 可在切口前使用电动剪刀或脱毛膏去除切口部位的毛发。
- 提起皮肤，并用手术剪沿大致与同侧大腿平行的方向将其剪除（图2B）。股神经和血管位于暴露的皮下组织下方（图2C）。
- 分离组织以暴露股动脉
- 使用尖头镊子逐层分离组织，至股血管水平时停止。确保分离操作不损伤下方的血管。
- 小心使用镊子（图1C 或 1D）清除沿股神经及血管走行的软组织，以便清晰观察。神经呈纤维状，静脉呈深紫色，动脉具有搏动性（图3A）。
- 使用弯头镊子（图1E）延长暴露的股动脉和股静脉长度（图3B）。
- 股动脉插管（图3）
- 用镊子将股静脉与股动脉分离，并尽可能向头侧在股动脉上夹闭血管夹（图3C）。
- 将两根丝线分别在血管夹下方稍远处及暴露段股动脉尾端打松结（图3D）。
- 使用显微剪刀在股动脉腹侧剪出一个小孔（图3E）（图1H）。
- 将PE导管尖端经小孔插入，并向头侧推进导管。
注意：推进PE导管时切勿施加扭转力。扭转力可能导致股动脉扭曲，引起管腔狭窄。 - 当PE导管已稳妥进入股动脉管腔后，移除血管夹。
注意： 从股动脉上移除血管夹时应持续观察PE导管。若见血液反冲入PE导管并伴随脉搏波动，可确认导管位于动脉腔内。 - 收紧上方丝线以固定PE导管位置。
注意：PE导管若发生意外牵拉或移位，可能导致大出血。 - 收紧下方丝线，防止股动脉尾端出血。
- 确认股动脉插管成功
- 使用1 mL注射器向股动脉注入0.1–0.2 mL肝素化生理盐水。注射时阻力应极小。若注射过程中感到明显阻力，需重新检查整个插管情况。
注意：在对股动脉插管施加负压或注射生理盐水前，务必正确切换三通阀。此时若向压力传感器内注射液体，将需要重新校准。 - 检查插管部位是否有渗血。如无渗血，用湿润的棉球覆盖手术区域。
- 使用1 mL注射器向股动脉注入0.1–0.2 mL肝素化生理盐水。注射时阻力应极小。若注射过程中感到明显阻力，需重新检查整个插管情况。
5. 血压记录
- 在顺利完成 PE 导管冲洗后，将 PE 导管三通阀连接至压力传感器上的三通阀（图4）。
- 确保插管系统内无气泡，并检查三通阀各连接部位是否牢固。
- 启动数据采集系统，采样频率设为 1,000 Hz，以记录血压。此时将显示动脉压力波形（图6）。
- 让整个装置至少稳定 3–5 分钟。若信号不稳定，可将稳定时间延长至 15 分钟。
- 定期检查插管部位，确保无出血发生。
注意：使用压力传感器采集数据时，必须将传感器置于动物心脏水平位置。
6. 体表心电图
- 检查双极心电图的三根导联，确保正极、负极和参考铂电极完好无损。
- 将导联分别皮下插入左前肢、右前肢和右后肢（图5）。
- 将电极接头连接至自行构建的心电图放大器，采样频率为1,000 Hz，滤波频率为3–500 Hz。记录过程中保持心电图导联稳定。导联移动可能导致基线不稳和伪影。
7. 实验完成后动物安乐死
- 完成血压和心电图记录后，停止采集系统，移除电极。在撤出PE导管后，立即拉紧先前放置的丝线结扎股动脉。
- 将大鼠单独放入与压缩二氧化碳（CO2）气瓶相连的可视安乐死舱内，并牢固密封舱盖。
- 以每分钟约舱体体积10%至30%的充气速率通入100%的CO2。
- 密切观察大鼠；呼吸停止及眼球颜色变浅应在2−3分钟内出现。
注意：若3分钟后仍未观察到呼吸运动停止 ，应检查系统是否存在充气速率不足、CO2供应问题或漏气情况。 - 在呼吸停止后，继续向舱内通入CO2 1分钟。
- 确认心脏和呼吸均停止，并观察到瞳孔固定且散大，以判定死亡。
注意： 若大鼠尚未死亡而仅处于CO2麻醉状态，应采用二次安乐死方法，如双侧开胸术。
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结果
我们从国家实验动物中心（中国台湾台北）购买了自发性高血压大鼠（SHR）和正常血压的Wistar-Kyoto（WKY）大鼠。所有动物均饲养在温度受控（20−22 °C）的设施中，自由饮水并饲喂标准饲料，光照/黑暗周期为12小时。
我们使用了六只47周龄的大鼠，在测量血压（BP）和心电图（ECG）之前对它们进行了称重。SHR和WKY大鼠心电图与血压同步记录的代表性图谱见图6。表1列出了血压和心率的各项参数。统计学（t）检验显示，SHR大鼠的收缩压（124.5 mmHg ± 15.1 mmHg）和平均血压（84.3 mmHg ± 5.0 mmHg）显著高于WKY大鼠（90.0 mmHg ± 7.5 mmHg 和 67.5 mmHg ± 5.0 mmHg）（P < 0.05）（表1）。
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讨论
有创动脉插管可实现对血压的高精度测量。该操作可使用聚乙烯管进行，无需使用昂贵的导管。有创血压测量还可同时与体表心电图记录同步进行。
该方法的主要学习难点在于插管小血管所需的实验操作技能。在经验丰富的操作者手中，股动脉插管的成功率可接近100%。建议在开展正式实验前进行充分练习 实验过程中一些值得注意的要点：（1）手术开始前务必确保动物已完全麻醉；（2）在切开动脉壁之前，应在暴露的动脉高位处使用动脉夹夹闭，以防止大量出血；（3）仅在动脉腹侧壁进行切口，避免损伤背侧壁；（4）稳定放置插管系统和心电图导联，有助于避免记录过程中出现运动伪影。
该操作可能的并发症包括手术分离过程中引起的出血。在成功且顺利的动脉插管过程中，出血量通常极微。在组织分离期间，若意外损伤股动脉、股静脉或其主要分支，则可能导致大出血。局部使用干净的棉球进行压迫即可止血。另一种导致大出血的原因是股动脉插管脱位。此种情况下，失血量通常较大，足以引起全身血压显著下降。此时，血压记录可提前终止。
遥测仪植...
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披露
作者无任何利益冲突需要披露。
致谢
本研究由台湾科技部资助，项目编号为MOST 104-2314-B-037-080-MY3和MOST 107-2314-B-037-110（HCL主持），以及中国台湾国家卫生研究院资助，项目编号为NHRI-EX107-10724SC。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 聚乙烯管 | BECTON DICKINSON | 427401 | 内径 0.5 mm，外径 0.9 mm |
| 26 G x 1/2"" 针头 | TERUMO | 160426D | |
| 阿德森镊 | TOP Line | 12-540 | 12 cm（4.75"）长，直型，1×2 齿 |
| 布洛克道血管钳 | Teleflex | 357581 | 8 mm |
| 计算机 | AUSUS | X453M | |
| 外部模拟信号记录装置 | iWorx | T5141538 | 可通过记录模块上的单个 iWire 输入，记录最多三个通道的 ECG、EMG 或 EEG 以及 GSR（皮肤电导）信号。 |
| 格拉费镊 | AESCULAP 外科器械 | BD312R | 微型组织镊，弯型，带齿，105 mm，4 1/8 |
| 汞柱式血压计 | Spirit | CK-101 | |
| 压力传感器 | iWorx | IworxBP100 | |
| 塞姆肯镊 | MEDE TECHNIK | 10-104 | 100 mm |
| 软件 | LabScribe3 | ||
| 手术剪 | HEBU | 1714 | 14.5 cm 长 |
| 注射器（1 mL） | TERUMO | 160426D | |
| 三通旋塞阀 | Cole-Parmer | EW-30600-23 | |
| 尖头镊 | World Precision Instruments | 504506 | 11 cm 长，尖端尺寸 0.1 × 0.06 mm |
| 范纳斯剪 | World Precision Instruments | 500086 | 8.5 cm 长，直型，尖端尺寸 0.025 × 0.015 mm，7 mm 超细刀刃 |
参考文献
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