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方法文章

3D打印多孔纤维素纳米复合水凝胶支架

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DOI:

10.3791/59401

2019年4月24日

本文内容

摘要

本方案的三个关键步骤是:i)开发出具有合适组分和一致性的纤维素水凝胶油墨,ii)将支架3D打印成具有优良形状保真度和尺寸精度的不同孔隙结构,iii)在模拟体内条件下验证其用于软骨再生的力学性能。

摘要

本研究展示了利用三维(3D)打印技术,通过纤维素纳米复合水凝胶油墨制备具有可控孔隙结构和力学性能的多孔立方支架。开发了一种基于纤维素纳米晶体(CNCs,质量分数69.62%)并含有基质(海藻酸钠和明胶)的水凝胶油墨,并将其3D打印成具有均匀及梯度孔隙结构(110–1,100 µm)的支架。在模拟体内条件(37 °C的去离子水中)下测试时,该支架的压缩模量范围为0.20–0.45 MPa。3D支架的孔径大小和压缩模量符合软骨再生应用所需的要求。本研究表明,油墨的一致性可通过前驱体的浓度进行调控,而孔隙率则可通过3D打印工艺控制,这两个因素共同决定了3D打印多孔水凝胶支架的力学性能。因此,该工艺可用于根据患者的具体需求,定制具有特定结构和组分的支架。 

引言

纤维素是一种多糖,由线性排列的β(1-4)连接的D-葡萄糖单元组成。它是地球上最丰富的天然聚合物,可从多种来源提取,包括海洋动物(如海鞘)、植物(如木材、棉花、小麦秸秆)以及细菌来源,例如藻类(如绒枝藻)、真菌,甚至变形虫(原生动物)12。通过机械处理和酸水解可从纤维素中获得至少有一个维度处于纳米尺度的纤维素纳米纤维(CNF)和纤维素纳米晶体(CNC)。它们不仅具有纤维素的特性,如可进行化学修饰、低毒性、生物相容性、可生物降解性和可再生性,还具备纳米尺度的特征,如高比表面积、优异的力学性能、流变性能和光学性能。这些优异的性能使CNF和CNC适用于生物医学领域,主要以三维(3D)水凝胶支架的形式应用3。这些支架需要具备可控的孔结构和相互连通的孔隙率,并能定制化设计其尺寸。本研究团队及其他研究者已报道了通过浇铸、静电纺丝和冷冻干燥等方法制备的3D多孔纤维素纳米复合材料45678。然而,这些传统技术尚无法实现对孔结构的精确控制以及复杂几何形状的构建。

3D打印是一种增材制造技术,通过计算机控制的墨水沉积逐层构建三维物体9。与传统技术相比,3D打印具有设计自由度高、宏观与微观尺寸可控、可制造复杂结构、可定制化以及可重复性好等优势。  此外,CNFs和CNCs的3D打印还能实现剪切诱导的纳米粒子取向排列、特定方向性、梯度孔隙率,并可轻松拓展至3D生物打印10,11,12,13,14,15。最近已有研究报道了3D打印过程中CNCs取向排列的动力学行为16,17。尽管面临活细胞与生长因子的选择及其浓度、载体墨水组成、打印压力和喷嘴直径等挑战,生物打印领域的进展已实现了3D打印组织与器官18,19,20

软骨再生支架的孔隙率和压缩强度是决定其效率和性能的重要特性。孔径大小在细胞黏附、分化和增殖,以及营养物质和代谢废物交换过程中起着重要作用21。然而,并不存在一个被普遍认为理想的确定孔径值:一些研究表明较小的孔径具有更高的生物活性,而另一些研究则显示较大的孔径更有利于软骨再生。大孔(<500 µm)有助于组织矿化、营养供应和废物清除,而微孔(150–250 µm)则有利于细胞附着并提供更优的力学性能22,23。植入的支架必须在操作、植入直至完成其预期功能的整个过程中保持足够的力学完整性。天然关节软骨的综合压缩模量据报告在0.1–2 MPa范围内,具体数值取决于年龄、性别及测试部位4,24,25,26,27,28,29。 

在我们之前的研究11中,采用3D打印技术,利用含有纤维素纳米晶体(CNCs)增强的海藻酸钠-明胶基质水凝胶墨水,制备了具有双重交联互穿聚合物网络(IPN)结构的多孔生物支架。通过优化3D打印路径,获得了具有均匀及梯度孔结构(80–2,125 µm)的3D支架,其中纳米晶体在打印方向上优先取向(取向度介于61–76%之间)。本文在此基础上进一步开展研究,展示了在模拟体液环境下孔隙率对3D打印水凝胶支架力学性能的影响。本研究所用的CNCs此前已被我们报道具有良好的细胞相容性和无毒性(即培养15天后确认细胞正常生长30)。此外,采用相同CNCs、海藻酸钠和明胶通过冷冻干燥法制备的支架表现出高孔隙率、高磷酸盐缓冲液吸收能力,并对间充质干细胞具有良好的细胞相容性5。本研究旨在展示水凝胶墨水的制备、多孔支架的3D打印以及压缩性能测试过程。加工路线的示意图见图1

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方案

1. 前体的制备

  1. 纤维素纳米晶体悬浮液的制备
    注意:纤维素纳米晶体的分离方法参照 Mathew 等人30 报道的步骤进行。
    1. 通过加入蒸馏水将 17 wt% 的纤维素纳米晶体悬浮液稀释至 2 wt%,总体积为 2 L。使用超声处理充分混合,并采用较小批次(250–300 mL)以实现高效混合。
    2. 将超声处理后的悬浮液在 500–600 bar 压力下通过均质机处理 10 次。此时可得到 2 wt% 的透明浓稠凝胶状纤维素纳米晶体。
    3. 通过在 24,500 × g 条件下离心 1.5 小时,将 2 wt% 的纤维素纳米晶体凝胶浓缩至 11 wt%。每离心 30 分钟后倾去上清液。
      ​注意:实验可在此处暂停。
  2. 基质相的制备
    1. 在 60 °C 条件下,持续搅拌,制备 6 wt% 海藻酸钠(SA)在蒸馏水中的均一溶液。
    2. 在 60 °C 条件下,持续搅拌,制备 12 wt% 明胶(Gel)在蒸馏水中的均一溶液。
      注意:基质溶液制备 20 mL,储存于冰箱中。
  3. 交联剂的制备
    1. 在室温条件下,持续搅拌,制备 3 wt% 氯化钙在蒸馏水中的溶液。
    2. 在室温条件下,持续搅拌,制备 3 wt% 戊二醛在蒸馏水中的溶液。
      注意:交联剂溶液制备 50 mL,室温储存。供应商信息请参见材料表。实验可在此处暂停。

2. 水凝胶油墨的制备

  1. 在聚苯乙烯容器中制备40 mL水凝胶油墨,通过混合11 wt%的CNC、6 wt%的SA和12 wt%的Gel,获得湿态(wt%)组成为CNC/SA/Gel/水:6.87/1.50/1.50/90.12的混合物。
  2. 将混合物加热至40 °C,并用刮刀搅拌直至形成均匀的糊状物。
  3. 将混合物转移至一支60 mL的注射器中。在机械夹持装置的辅助下,将混合物依次通过一系列不同直径的喷嘴挤出至另一支60 mL注射器中。重复该过程,直至获得均匀挤出的水凝胶细丝。喷嘴直径顺序依次为800 µm、600 µm和400 µm。
  4. 将装有水凝胶油墨的注射器进行轻柔离心(4,000 x g),以去除截留的气泡。
    注意:实验可在此处暂停。

3. 水凝胶流变性能的测定

注意:在25 °C下,使用光滑的锥板几何结构(CP25-2-SN7617,直径25 mm,标称角度2°,间隙高度0.05 mm)测定流变性能。

  1. 开启流变仪、空气压缩机和温度控制箱。初始化软件。
  2. 将测量工具安装到流变仪上,并设置零间隙。
  3. 将约 1 mL 的水凝胶油墨挤出至流变仪平台。
  4. 测量黏度随剪切速率的变化关系。选择剪切速率范围为 0.001 至 1,000。
  5. 测量完成后,清洁流变仪平台和测量工具。再次将 1 mL 新鲜的水凝胶油墨挤出至流变仪平台。
  6. 在频率为 1 Hz 的条件下,测量储能模量 (G′) 和损耗模量 (G″) 随剪切应力的变化关系。选择剪切应力范围为 103 至 107
  7. 测试完成后,将数据复制到文本文件中,并以对数尺度绘制流变曲线。

4. 3D打印的文件准备

注意:使用 Cura 2.4.0 软件设计具有三种类型孔隙的三维支架(20 mm3):1- 0.6 mm 的均匀孔隙,2- 1.0 mm 的均匀孔隙,3- 孔隙尺寸范围为 0.5–1 mm 的梯度孔隙。

  1. 从 thingsinverse.com 下载一个实心立方体的立体光刻(stl)文件,并在 Cura 中打开该文件。
  2. 点击已加载的模型,将其移动至 X/Y/Z:0/0/0 mm。点击 缩放,取消勾选 统一缩放,并将尺寸设置为  X/Y/Z:20/20/20 mm。点击 旋转,在 XY 平面内将立方体旋转 45°。
  3. 在侧边栏的 喷嘴 & 材料 中,选择 0.4 mm 并粘贴配置文件。选择 Discov3ry complete 作为打印机。 
  4. 在侧边栏中,为 打印设置 选择 自定义。在 质量 部分,所有子项均输入 0.2 mm。在 外壳 部分,所有子项均输入 0 mm。在 材料 部分,温度输入 26 °C,直径输入 1 mm,流量输入 100 %。在 速度 部分,打印速度 输入 30 mm/s,移动速度 输入 120 mm/s。在 支撑 部分,取消勾选 启用支撑。在 打印平台附着 部分,选择 裙边裙边距离 输入 3 mm,裙边/底边最小长度 输入 150 mm。
  5. 对于具有均匀孔径的支架,输入 0.6 或 1 mm 作为 填充线间距,并选择 网格填充模式
  6. 对于梯度孔隙率支架,使用合并与分组工具。右键点击已加载的模型,选择 多个模型,输入 2,然后点击 确定。将每个模型缩放为 X/Y/Z:20/20/7 mm。将模型上下堆叠放置。分别为底部、中部和顶部模型输入 填充线间距 为 0.3、0.5 和 0.7 mm。选中所有三个模型(Ctrl + A),右键点击并选择 组合模型
  7. 将模型保存至安全数字(SD)卡。Cura 会自动将文件保存为打印机可读取的 gcode 格式。

5. 3D打印多孔支架

  1. 将转移管插入喷嘴支架,并连接400 µm喷嘴。调节构建平台,使其与喷嘴之间保持适当距离。
  2. 将离心后的注射器装入料筒,并连接至转移管的另一端。
  3. 将SD卡插入打印机,选择快速清洗,开始排出水凝胶墨水,直至墨水从喷嘴处开始挤出。继续清洗2–3分钟,以获得均匀的流动。
  4. 从SD卡中选择已保存的均一孔隙率和梯度孔隙率支架文件,开始打印。密切观察挤出速率。如有需要,相应调整打印速度和流量。对于较小的孔径,应采用较高速度结合较低流量(50 mm/s和70%)。
    注意:请勿触碰3D打印的支架。

 6. 3D打印支架的交联

  1. 3D 打印完成后,轻轻滴加 3 wt% CaCl2 溶液至支架上,直至其完全润湿。静置 5 分钟。
  2. 将支架从打印机上极为小心地转移至装有 3 wt% CaCl2 溶液的 50 mL 容器中,浸泡过夜。
  3. 用蒸馏水充分洗涤后,将支架转移至装有 3 wt% 戊二醛的 50 mL 容器中,浸泡过夜。
  4. 充分洗涤后,将 3D 打印支架保存在蒸馏水中。

7. 压缩测试

注意:在 37 °C 水中使用 100 N 负载传感器进行压缩测试。

  1. 将装有可浸没式压缩底板的容器中加入 2 L 水,并启动加热系统,使水温升至 37 °C。
  2. 启动 Bluehill Universal 软件并设置测试方法。选择矩形试样几何形状,并选择在测试每个样品前输入尺寸的选项。 将应变速率设置为 2 mm/min,测试结束条件设为 80% 压缩应变和 90 N 的力。
  3. 测量 部分,选择力、位移、压缩应力和压缩应变。选择将数据导出为文本文件的选项,以便后续绘图使用。
  4. 使用点动控制将横梁压板降至尽可能接近底板的位置,以设定零伸长点。
  5. 测量并记录待测试样品的尺寸。
  6. 当水温达到 37 °C 时,将样品放置在底板上。 移动横梁压板,使其刚好接触样品,以固定样品。
  7. 将水浴槽上移,使夹有样品的两块压板完全浸入水中。
  8. 输入样品名称和尺寸,开始测试。
  9. 测试完成后,首先将水浴槽下移,然后升起横梁压板。
  10. 取出样品及其碎片(如有),清洁两块压板,并装入新的样品。
  11. 所有样品测试完成后,导出原始数据。绘制压缩应力-压缩应变曲线 ,并确定在 1–5% 和 25–30% 应变范围内的压缩切线模量。
    注意:放置梯度立方体时,应使较大的孔朝向固定的底板。
    首先将支架固定在夹具之间,然后开始或停止测量。

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结果

基于CNCs的纳米复合水凝胶油墨表现出显著的非牛顿剪切稀化行为(图2a)。在低剪切速率(0.001 s-1)下,其表观黏度为1.55 × 105 Pa·s,当剪切速率增至50 s-1时(≈50 s-1为3D打印过程中典型的剪切速率),黏度下降五个数量级,降至22.60 Pa·s31。该水凝胶油墨表现出黏弹性固体行为,在低剪切应力下,储能模量G’(4.42 × 107 Pa)比损耗模量G’’(8.26 × 106 Pa)高一个数量级,并具有明确的动态屈服应力值(G’=G’’),为5.59 × 104 Pa(图2b)。3D打印的多孔纳米复合水凝胶支架如图3所示。所有打印支架在打印后以及双重交联后均很...

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讨论

3D打印需要水凝胶油墨具备合适的流变性能。黏度过高的油墨在挤出时需要极大的压力,而黏度过低的油墨在挤出后无法保持其形状。水凝胶油墨的黏度可通过调节组分浓度进行控制。与我们之前的研究11相比,水凝胶油墨的固含量从5.4 wt%提高至9.9 wt%,形成了更浓缩的油墨,有助于提升打印支架的分辨率。值得注意的是,与长而柔韧的纤维素纳米纤维(CNFs)不同,刚性棒状的纤维素纳米晶体(CNCs)由于不存在物理缠结,可在相同黏度下制备出更高固含量的油墨14。另一个影响可打印性的关键因素是油墨的均一性。研究发现,在40 °C下加热水凝胶油墨可促进CNCs与基质相的均匀混合。为进一步确保水凝胶油墨的平滑性,将其依次通过一系列喷嘴,直径从800 µm开始,随后为600 µm,最终为400 µm。在此过程中,若喷嘴发生堵塞,表明油墨中存在较大团块;经过上述处理后,水凝胶油墨可轻松挤出,形成连续的细丝。喷嘴的运动路径对于获得3D打印结构也至关重要,这一点已在我们先前的研究11中指出。喷嘴路径应避免重复移动和油墨的过度...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本研究由克努特和爱丽丝·瓦伦贝里基金会(Wallenberg Wood 科学 瑞典研究理事会,VR(Bioheal,DNR 2016-05709 和 DNR 2017-04254)

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
60 mL 注射器Structur3D Printing
海藻酸钠Sigma-Aldrich9005-38-3
无水氯化钙Sigma-Aldrich10043-52-4
三叉夹具,Talon 型VWR241-0404102 mm,双调节夹具,大型,夹具延伸长度 127 mm
Cura 2.4.0Ultimaker免费切片软件
Discov3ry CompleteStructur3D Printing配备 Discov3ry 糊料挤出机的 Ultimaker 2+ 3D 打印机
牛皮明胶Sigma-Aldrich9000-70-8
戊二醛溶液,50 wt. % 水溶液Sigma-Aldrich111-30-8
均质机SPXAPV-2000
Instron 5960InstronInstron 5960,Biopuls 浴槽,100 N 负荷传感器,37 °C
Physica MCR 301 流变仪Anton PaarCP25-2-SN7617,间隙高度 0.05 mm,25 °C
Sorvall Lynx 6000 离心机AB Ninolabs/n 41881692F12 转子(6×500 ml)
不锈钢喷嘴Structur3D Printing800、600 和 400 µm
thingsinverseMakerBot's 以 stl 文件格式共享和下载可打印 3D 模型的平台
超声处理Qsonica, LLCQ500
去皮木片挪威云杉(Picea abies)干物质含量为 50–55%

参考文献

  1. Moon, R. J., Martini, A., Nairn, J., Simonsen, J., Youngblood, J. Cellulose nanomaterials review: structure, properties and nanocomposites. Chemical Society Reviews. 40 (7), 3941-3994 (2011).
  2. Dufresne, A. Nanocellulose: a new ageless bionanomaterial. Materials Today. 16 (6), 220-227 (2013).
  3. Chinga-Carrasco, G. Potential and limitations of nanocelluloses as components in biocomposite inks for three-dimensional bioprinting and for biomedical devices. Biomacromolecules. 19 (3), 701-711 (2018).
  4. Naseri, N., Poirier, J., Girandon, L., Fröhlich, M., Oksman, K., Mathew, A. P. 3-Dimensional porous nanocomposite scaffolds based on cellulose nanofibers for cartilage tissue engineering: tailoring of porosity and mechanical performance. Royal Society of Chemistry Advances. 6 (8), 5999-6007 (2016).
  5. Naseri, N., Deepa, B., Mathew, A. P., Oksman, K., Girandon, L. Nanocellulose-Based Interpenetrating Polymer Network (IPN) Hydrogels for Cartilage Applications. Biomacromolecules. 17 (11), 3714-3723 (2016).
  6. Naseri, N., Mathew, A. P., Girandon, L., Fröhlich, M., Oksman, K. Porous electrospun nanocomposite mats based on chitosan-cellulose nanocrystals for wound dressing: effect of surface characteristics of nanocrystals. Cellulose. 22 (1), 521-534 (2015).
  7. Xing, Q., Zhao, F., Chen, S., McNamara, J., DeCoster, M. A., Lvov, Y. M. Porous biocompatible three-dimensional scaffolds of cellulose microfiber/gelatin composites for cell culture. Acta Biomaterialia. 6 (6), 2132-2139 (2010).
  8. Nandgaonkar, A., Krause, W., Lucia, L. Fabrication of cellulosic composite scaffolds for cartilage tissue engineering. Nanocomposites for musculoskeletal tissue regeneration. , Elsevier. 187-212 (2016).
  9. Gross, B. C., Erkal, J. L., Lockwood, S. Y., Chen, C., Spence, D. M. Evaluation of 3D printing and its potential impact on biotechnology and the chemical sciences. Analytical Chemistry. 86 (7), 3240-3253 (2014).
  10. Markstedt, K., Mantas, A., Tournier, I., Martínez Ávila, H., Hägg, D., Gatenholm, P. 3D bioprinting human chondrocytes with nanocellulose-alginate bioink for cartilage tissue engineering applications. Biomacromolecules. 16 (5), 1489-1496 (2015).
  11. Sultan, S., Mathew, A. P. 3D printed scaffolds with gradient porosity based on a cellulose nanocrystal hydrogel. Nanoscale. 10, 4421-4431 (2018).
  12. Sultan, S., Siqueira, G., Zimmermann, T., Mathew, A. P. 3D printing of nano-cellulosic biomaterials for medical applications. Current Opinion in Biomedical Engineering. 2, 29-34 (2017).
  13. Sultan, S., Abdelhamid, H. N., Zou, X., Mathew, A. P. CelloMOF: Nanocellulose Enabled 3D Printing of Metal-Organic Frameworks. Advanced Functional Materials. , 1805372-1805384 (2018).
  14. Siqueira, G., et al. Cellulose Nanocrystal Inks for 3D Printing of Textured Cellular Architectures. Advanced Functional Materials. 27 (12), 1604619-1604629 (2017).
  15. Wang, J., et al. All-in-One Cellulose Nanocrystals for 3D Printing of Nanocomposite Hydrogels. Angewandte Chemie International Edition. 57 (9), 2353-2356 (2018).
  16. Hausmann, M. K., et al. Dynamics of Cellulose Nanocrystal Alignment during 3D Printing. ACS Nano. 12 (7), 6926-6937 (2018).
  17. Liu, Y., et al. Nanoscale assembly of cellulose nanocrystals during drying and redispersion. ACS Macro Letters. 7 (2), 172-177 (2018).
  18. Murphy, S. V., Atala, A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nature Biotechnology. 32 (8), 773-785 (2014).
  19. Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nature communications. 5, 3935(2014).
  20. Xia, Z., Jin, S., Ye, K. Tissue and organ 3D bioprinting. SLAS TECHNOLOGY: Translating Life Sciences Innovation. 23 (4), 301-314 (2018).
  21. Zhang, Q., Lu, H., Kawazoe, N., Chen, G. Pore size effect of collagen scaffolds on cartilage regeneration. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2005-2013 (2014).
  22. Loh, Q. L., Choong, C. Three-dimensional scaffolds for tissue engineering applications: role of porosity and pore size. Tissue Engineering, Part B: Reviews. 19 (6), 485-502 (2013).
  23. Bružauskaitė, I., Bironaitė, D., Bagdonas, E., Bernotienė, E. Scaffolds and cells for tissue regeneration: different scaffold pore sizes-different cell effects. Cytotechnology. 68 (3), 355-369 (2016).
  24. Zhang, L., Hu, J., Athanasiou, K. A. The role of tissue engineering in articular cartilage repair and regeneration. Critical Reviews™ in Biomedical Engineering. 37 (1-2), (2009).
  25. Athanasiou, K., Rosenwasser, M., Buckwalter, J., Malinin, T., Mow, V. Interspecies comparisons of in situ intrinsic mechanical properties of distal femoral cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 9 (3), 330-340 (1991).
  26. Schinagl, R. M., Gurskis, D., Chen, A. C., Sah, R. L. Depth-dependent confined compression modulus of full-thickness bovine articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 15 (4), 499-506 (1997).
  27. Athanasiou, K., Niederauer, G., Schenck, R. Biomechanical topography of human ankle cartilage. Annals Biomedical Engineering. 23 (5), 697-704 (1995).
  28. Athanasiou, K. A., Liu, G. T., Lavery, L. A., Lanctot, D. R., Schenck, R. C. Biomechanical topography of human articular cartilage in the first metatarsophalangeal joint. Clinical Orthopaedics and Related Research. 348, 269-281 (1998).
  29. Guilak, F., Jones, W. R., Ting-Beall, H. P., Lee, G. M. The deformation behavior and mechanical properties of chondrocytes in articular cartilage. Osteoarthritis and Cartilage. 7 (1), 59-70 (1999).
  30. Mathew, A. P., Oksman, K., Karim, Z., Liu, P., Khan, S. A., Naseri, N. Process scale up and characterization of wood cellulose nanocrystals hydrolysed using bioethanol pilot plant. Industrial Crops and Products. 58, 212-219 (2014).
  31. Compton, B. G., Lewis, J. A. 3D-printing of lightweight cellular composites. Advanced Materials. 26 (34), 5930-5935 (2014).
  32. Sarem, M., Moztarzadeh, F., Mozafari, M. How can genipin assist gelatin/carbohydrate chitosan scaffolds to act as replacements of load-bearing soft tissues. Carbohydrate Polymers. 93 (2), 635-643 (2013).
  33. Chia, H. N., Hull, M. Compressive moduli of the human medial meniscus in the axial and radial directions at equilibrium and at a physiological strain rate. Journal of orthopaedic research. 26 (7), 951-956 (2008).
  34. Zhang, K., Fan, Y., Dunne, N., Li, X. Effect of microporosity on scaffolds for bone tissue engineering. Regenerative biomaterials. 5 (2), 115-124 (2018).
  35. Lin, N., Dufresne, A. Nanocellulose in biomedicine: Current status and future prospect. European Polymer Journal. 59, 302-325 (2014).
  36. Domingues, R. M., Gomes, M. E., Reis, R. L. The potential of cellulose nanocrystals in tissue engineering strategies. Biomacromolecules. 15 (7), 2327-2346 (2014).

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