本方案详细描述了小鼠带血管异位脾脏移植模型的手术步骤。该模型技术难度较高，可作为研究脾细胞命运与存活时间、不同脾细胞群体在疾病进展中的作用机制以及移植免疫的有力工具。
方法文章
用于研究脾细胞生物学与移植免疫的带血管异位脾移植小鼠模型
* These authors contributed equally
本文内容
摘要
摘要
脾脏是一种独特的淋巴器官，在免疫系统和造血系统的稳态中发挥关键作用。无论原因为何，接受脾切除术的患者均易发生严重的术后感染，并面临深静脉血栓形成及恶性肿瘤风险升高的问题。近期流行病学研究表明，脾切除术可能与心血管疾病的发生相关，提示脾脏的生理功能尚未被充分认识。本文介绍一种带血管的异位脾脏移植小鼠模型，该模型不仅可用于研究不同生物学过程中脾脏免疫细胞亚群的功能与行为特征，还可作为评估脾脏移植在特定疾病中治疗潜力的有力工具。该模型的主要手术步骤包括供体脾脏的切取、受体自身脾脏的切除以及脾移植物的血管重建。利用同源近交系小鼠（例如具有 CD45.1/CD45.2 背景的小鼠），我们观察到，在同基因移植后，供体来源的脾淋巴细胞和髓系细胞早在术后第1天即开始从移植物中迁移出来，同时伴随多种受体来源细胞的流入，从而形成一种独特的嵌合体。 尽管该技术操作相对复杂，但手术成功率可超过>90%。该模型允许在稳态条件下以及脾脏移植后的疾病状态下，追踪脾细胞的命运、存续时间及其功能，为揭示脾源性免疫细胞在不同疾病过程中的独特作用提供了重要研究机会。
引言
脾脏是人体最大的继发性淋巴器官，在免疫系统和造血系统中具有关键作用。其功能主要由两个形态上不同的区域执行，即红髓和白髓1。红髓由静脉窦和脾索构成，形成一个三维网状结构，其中包含网状纤维、网状细胞以及相关的巨噬细胞。这种独特的结构使红髓能够有效地过滤血液，清除外来物质以及衰老或受损的红细胞。白髓包括淋巴滤泡、边缘区和动脉周围淋巴鞘（PALS），是抗原捕获与处理、淋巴细胞归巢、转化、增殖和成熟的重要场所2。尽管如此，脾脏通常被认为是一个可有可无的器官，因为其他淋巴器官（如淋巴结）也能部分执行其功能，且脾脏缺失通常不会导致死亡。因此，脾切除术已被广泛用于治疗脾损伤或良性血液系统疾病的患者3。然而，脾切除患者面临多种长期并发症。细菌感染是脾切除术后最广为人知的并发症4,5。近年来，暴发性脾切除后脓毒症被确认为一种严重的术后并发症，具有较高的死亡率6。此外，近期的流行病学研究表明，脾切除可能与心血管疾病的发生相关，提示脾脏的其他生理功能仍有待进一步探索7,8。
自体脾移植和异体脾移植均已应用于临床。目前，通过将脾组织片段植入大网膜内形成的囊袋中进行自体脾移植，被认为是创伤性脾切除术后保留脾功能的唯一可行方法9,10。然而，该手术的有效性尚存争议，因为术后可能出现脾组织无菌性坏死以及由术后粘连引起的小肠梗阻等并发症11。异体脾移植通常作为多脏器移植的一部分进行12。来自多脏器移植的临床证据表明，异体脾移植可能在不引发移植物抗宿主病（GVHD）的情况下，对小肠移植物排斥反应起到保护作用12。然而，关于异体脾移植作为多脏器移植组成部分的有益效应，目前文献报道仍有限，其潜在机制尚待阐明。2006年，Yair Reisner 等人报道，将不含T细胞的猪胚胎脾组织移植至小鼠体内，可治愈甲型血友病（一种遗传性疾病）且不引发GVHD13，这一结果支持脾移植在某些疾病中具有治疗潜力。因此，有必要进一步研究脾移植的治疗潜能。
脾脏移植的动物模型对于探索脾源性免疫细胞在疾病进展中的未被充分认识的功能，以及评估脾脏移植的潜在治疗效果具有重要价值。自20世纪初以来，已有文献记录实验性全脾移植模型，Cohen14对此进行了综述。1969年，Coburn Richard J. 和 Lee 等人详细描述了大鼠脾脏移植的技术15,16。近年来，Swirski FK 等人报道了一种小鼠脾脏移植模型17。与大鼠模型相比，小鼠脾脏移植模型因其多种内在优势而更具吸引力。例如，利用小鼠模型，我们可以获得大量在大鼠模型中无法获得的试剂。此外，通过使用同源近交系小鼠（如CD45.1/CD45.2背景的小鼠），同基因型脾脏移植使得追踪脾细胞的命运、存续时间及其功能成为可能18。在Swirski FK 等人17工作的基础上，我们进一步建立了一种简化且优化的小鼠脾脏移植操作流程。下述方案以标准化方式结合了可靠性和可行性，可作为研究脾脏生物学及移植免疫学的工具。
方案
本研究中的所有操作和动物使用均按照美国西北大学机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准的方案进行。在本研究中，使用8至10周龄的雄性CD45.2和CD45.1小鼠（均来自Jackson实验室，BALB/c背景）分别作为脾脏供体和受体，以建立同基因型脾脏移植模型。所有动物均饲养于西北大学动物设施的无菌环境中。所有小鼠在麻醉后均使用眼用润滑剂以防止角膜干燥。
1. 手术准备、麻醉与镇痛方案
- 将无菌一次性手术单（45.7 cm × 66 cm）铺在手术台上。轻轻抓取小鼠，腹腔注射（i.p.）给予氯胺酮（50 mg/kg）和赛拉嗪（10 mg/kg）进行麻醉，并皮下注射0.05 mg/kg丁丙诺啡以镇痛。
- 通过夹捏脚趾法确认麻醉深度，用剃刀剃除整个腹部区域的毛发，并将小鼠置于手术显微镜下（放大倍数为6–10倍）的无菌手术台上。
2. 供体脾脏采集
- 用酒精消毒棉片对腹部进行消毒，用手术胶带固定四肢，然后用剪刀从耻骨至剑突处沿中线做一条3-4 cm的纵向皮肤切口。
- 使用回形针制成的无菌拉钩牵开腹壁，用无菌棉签将肠管移至腹部右侧（术者左侧）以暴露脾脏。使用无菌低温电凝器凝固附着于脾脏的胃短静脉（图1A）。将一块浸有37 °C生理盐水的无菌纱布覆盖在脾脏上以保持其湿润（图1B）。
- 通过结扎门静脉的分支（胰十二指肠上静脉和胃右静脉），将门静脉从胰腺组织中分离并游离出来（图1C）；在远离脾静脉的位置用缝线环绕门静脉（图1D）。
- 将脾脏翻转至右侧，以暴露腹主动脉、腹腔干及脾动脉（图1E）。通过结扎肝动脉和胃动脉，解剖并游离腹主动脉-腹腔干-脾动脉；在腹腔动脉近端的腹主动脉处放置缝线（图1F-G）。
- 向下腔静脉（IVC）注射100国际单位（IU）肝素，以实现全身肝素化，并等待3分钟确保肝素起效。结扎腹腔动脉近端的腹主动脉，横断门静脉，然后从腹腔干远端的腹主动脉以10 mL肝素化冷生理盐水（4 °C）进行全身灌注（10 mL/20 s）（图1H）。
- 将脾脏移植物连同相关的腹主动脉-腹腔干-脾动脉段、门静脉、一段脾静脉以及少量胰腺组织整块切取。移植前将移植物保存于5 mL、4 °C的生理盐水中。通过颈椎脱位法处死小鼠。
3. 受体脾切除术与脾脏移植物植入
- 将加热垫放置在手术平台上，并将温度调节至 37 °C。在加热垫上覆盖一张无菌手术巾（45.7 cm × 66 cm），以构建无菌手术区域。重复步骤 2.1 和 2.2 进行手术准备和麻醉处理。按照步骤 2.1 和 2.2 所述，做一条 3–4 cm 的腹正中切口，并牵开腹壁。
- 使用无菌棉签将小鼠肠道轻柔移至右侧，以暴露受体脾脏。结扎脾静脉和脾动脉后，切除脾脏。
- 将小鼠肠道轻柔移至左侧，并用浸有无菌 37 °C 生理盐水的湿纱布覆盖肠道。解剖并结扎肾下腹主动脉和下腔静脉的腰支；使用两个 4 mm 的微血管夹对肾下腹主动脉和下腔静脉进行交叉夹闭。
- 在肾下腹主动脉处穿入一根 11-0 尼龙缝线（贯穿全层），并向外牵拉，随后用显微剪刀做一次完整剪切，形成椭圆形主动脉切口（长度应与供体主动脉直径相匹配，图 2A）。使用 30 G 针头穿刺下腔静脉，形成椭圆形静脉切口，再用显微剪刀将开口延长至与供体门静脉长度相匹配（图 2A）。
- 使用 500 μL 肝素化生理盐水（10 单位/mL）冲洗主动脉和下腔静脉管腔内的血液或血凝块。
- 将脾脏移植物置于受体小鼠腹部右侧；仔细辨认供体主动脉袖和供体门静脉。确认血管无扭曲后，用浸有冷（4 °C）生理盐水的纱布覆盖脾脏移植物。
- 使用两根固定缝线（11-0 尼龙缝线，以下相同）将供体主动脉袖与受体主动脉切口的近端和远端顶点连接（图 2B、C）。在供体主动脉袖与受体主动脉切口之间（前壁）采用 2–3 针连续 11-0 尼龙缝线完成吻合（图 2D）。将脾脏移植物翻转至受体左侧；在供体主动脉袖与受体主动脉切口之间（后壁）完成吻合（图 2E）。
- 在下腔静脉内侧采用 4 至 5 针连续缝合，将供体门静脉与受体下腔静脉后壁吻合，随后在下腔静脉外侧收拢缝线完成闭合（图 2F、G）。
- 松开血管夹，使用无菌棉签压迫止血，直至脾脏颜色恢复（图 2H）。
- 采用 5-0 合成可吸收缝线（Vicryl）连续缝合关闭腹腔。采用 5-0 尼龙缝线间断缝合关闭皮肤层。
注意： 对于步骤 4.7–4.8，可选择先完成供体门静脉与受体下腔静脉的吻合（步骤 4.8）；然后在腹主动脉内侧使用 2 至 3 针连续缝合，将供体主动脉袖与受体主动脉切口后壁吻合，并在腹主动脉外侧收拢缝线完成闭合。
4. 动物恢复
- 关闭腹腔后，通过4个不同部位皮下注射1 mL温热生理盐水（每个部位0.25 mL）。
- 术后最初几小时内将小鼠置于温度可控的培养箱（30 °C）中，监测小鼠直至其意识充分恢复，然后将其转移至装有常规食物和水的新洁净笼具中，并在笼具下方放置加热垫（30 °C）。术后将小鼠单独饲养于一个笼具中。
5. 术后疼痛管理
- 术后24小时和48小时，皮下注射0.05 mg/kg的丁丙诺啡以维持镇痛方案。
结果
经验丰富的显微外科医生可在90分钟内完成小鼠脾脏移植的全部操作。本实验室已成功开展超过100例小鼠脾脏移植手术，手术成功率超过90%，以受体小鼠及移植脾脏在术后第1天（POD 1）或术后第7天（POD 7，本研究终点）均存活为判定标准。移植脾脏的存活状态通过大体形态观察及脾细胞的流式细胞术分析加以确认。根据我们的经验，流式细胞术分析（活/死细胞活力检测）对判断移植脾脏是否存活极为敏感，因为一旦移植脾脏发生坏死，其中绝大多数脾细胞将死亡。表1总结了该手术的技术难点、常见并发症及其处理方法。
为检测移植后移植物的形态，对BALB/c小鼠脾脏同基因移植片在术后第1天（POD 1）和术后第7天（POD 7）进行了苏木精-伊红（H&E）染色。代表性图像见图3。脾脏同基因移植片在术后第一周内结构保持完整，红髓、白髓及边缘区仍清晰可辨。为研究脾脏移植后的细胞迁移情况，于POD 1和POD 7采用流式细胞术分析脾脏同基因移植片、淋巴结、血液及骨髓中白细胞的表型。如图4A所示，在POD 1时，脾脏细胞中供体来源的细胞占51 ± 7%（均值 ± 标准差，下同），受体来源的细胞占46 ± 3%；在POD 7时，供体来源的白细胞占脾脏总细胞数的32 ± 10%，而受体来源的细胞比例上升至56 ± 13%。我们还观察到脾脏白细胞在术后第1天即已迁移至淋巴结、血液和骨髓，并在第7天持续存在（图4B），形成了独特的嵌合体，对脾细胞迁移研究具有重要价值。
表1： 故障排除方法。
图1：供体脾脏切取。（A）电凝切断连接于脾脏的胃短静脉。（B）将一小块无菌温湿纱布覆盖于脾脏表面以保持其湿润。（C）在胰腺后方解剖并分离门静脉。（D）结扎门静脉的侧支血管，并在脾静脉远端的门静脉上预置结扎线。虚线表示后续将在此处切断，用于与受体下腔静脉进行吻合。（E）将脾脏翻转至腹腔右侧（术者左侧），以暴露腹主动脉及腹腔干动脉及其分支，包括脾动脉。（F）通过结扎其余两个分支，解剖并游离腹主动脉—腹腔干—脾动脉主干。（G）在腹腔干动脉近端的腹主动脉上预置结扎线。虚线表示后续将在此处切断，用于与受体腹主动脉进行吻合。（H）结扎腹主动脉并切断门静脉后，经腹主动脉以10 mL肝素化生理盐水灌注脾脏移植物。请点击此处查看该图的放大版本。
图2：脾脏移植物植入。（A）分离并分别对主动脉和下腔静脉（IVC）进行交叉夹闭后，在主动脉和下腔静脉上分别做纵向主动脉切开和静脉切开。（B-D）将脾脏移植物置于腹部右侧（术者左侧）。使用连续缝合线进行2-3针缝合，将供体主动脉袖与受体主动脉切口的前壁行端-侧吻合。（E）将脾脏移植物翻转至受体左侧腹壁；重复前述操作，将供体主动脉袖与受体主动脉切口的后壁行端-侧吻合，并在主动脉外侧完成缝合。（F-G）在下腔静脉内侧使用连续的11-0尼龙缝线进行4至5针缝合，将供体门静脉与受体下腔静脉后壁行端-侧吻合，然后在下腔静脉外侧完成缝合。（H）完成吻合后，松开血管夹，并放置若干棉签以帮助止血。请点击此处查看该图的放大版本。
图3：术后第1天和第7天脾脏同系移植的代表性组织学图像。采用BALB/c小鼠进行同基因型脾脏移植。在移植后第1天和第7天获取脾脏同系移植物，并用10%福尔马林固定48小时。使用石蜡包埋组织切片进行苏木精-伊红（H&E）染色。代表性组织学结果显示，脾脏同系移植物在移植后1周内保持结构完整。比例尺 = 250 μm。POD，术后天数。请点击此处查看此图的放大版本。
图4： 通过同基因型脾脏移植构建的嵌合体。使用BALB/c CD45.2小鼠作为供体，BALB/c CD45.1小鼠作为受体，共进行了三次同基因型脾脏移植。在移植后第1天和第7天，采集受体小鼠的脾移植物、血液、淋巴结（LN）和骨髓（BM）。通过单细胞分离及流式细胞术分析，检测细胞表型。（A）代表性散点图（门控自活单细胞），显示各指定样本中供体或受体来源白细胞的百分比。（B）在移植后第1天和第7天，各指定样本中供体来源细胞内各细胞群的百分比（均值 ± 标准误）。POD = 术后天数。请点击此处查看该图的放大版本。
补充图1：代表性图谱（n = 3），显示移植后脾脏、淋巴结、血液和骨髓中供体来源与受体来源淋巴细胞的百分比。 请点击此处下载该文件。
补充图2：代表性图谱（n = 3），显示移植后脾脏、淋巴结、血液和骨髓中供体来源与受体来源的CD11b+Ly6C+单核细胞所占百分比。 请点击此处下载该文件。
讨论
有力的证据表明，脾脏来源的单核细胞在无菌性炎症过程中发挥着重要作用，例如动脉粥样硬化19、急性缺血性脑损伤20或肺损伤18，以及心肌缺血/再灌注（I/R）损伤和重塑21,22,23。这些研究强调了脾脏在多种慢性疾病中尚未被充分认识的作用，其中心血管疾病尤为重要（尤其是考虑到它是全球首要死因）。脾脏移植小鼠模型为揭示脾脏来源免疫细胞在各种疾病中的作用及其在脾脏内的活化机制提供了重要机会。例如，Swirski 等人利用脾脏移植小鼠模型发现，在心肌缺血损伤发生后，脾脏来源的单核细胞会增强其迁移能力，从脾脏迁移至外周，黏附于受损组织，并参与伤口修复过程17。此外，该模型还有助于研究成熟免疫细胞在脾脏中的存续时间及其潜在机制，并探索脾脏移植的治疗潜力。
为提高本实验方案的成功率，需考虑以下几个方面。首先，在实验设计阶段必须选择合适的实验动物，因为小鼠的体重、品系和健康状况可能影响手术操作的难度及实验结果。本实验室建议使用8至12周龄、体重超过25 g的小鼠，以降低因出血导致的死亡率。其次，在脾脏获取过程中，过度操作脾脏血管容易引起出血或血管痉挛，可能导致移植脾脏发生微血栓。术前熟悉小鼠腹部解剖结构有助于加快学习进程。第三，在受体手术过程中，移植脾脏应始终保持湿润和低温状态。对移植脾脏进行适当保护，可减轻移植相关的缺血/再灌注（I/R）损伤，并预防移植后移植物功能衰竭。此外，由于供体吻合血管相对较长，吻合前合理放置移植脾脏的位置至关重要，以避免血管扭曲。同时，受体主动脉切口和下腔静脉（IVC）静脉切口的直径应始终与供体主动脉和门静脉的直径相匹配，以确保适当的血流并防止血栓形成。
脾脏移植物在4°C生理盐水中的平均保存时间约为10分钟。总缺血时间应控制在50分钟以内，以确保最低的移植失败率。如果研究中需要超过1小时的冷缺血时间，我们建议使用威斯康星大学（UW）冷保存液来保存脾脏移植物。需要注意的是，有一小部分胰腺与脾脏紧密相连，若试图将这部分胰腺完全从脾脏移植物中剥离，容易导致移植物或血管并发症，并显著延长手术时间。我们观察到，附着在脾脏移植物上的胰腺组织在术后第7天（POD 7）会发生萎缩，尽管部分组织仍可随脾脏移植物保持存活。是否去除附着于脾脏移植物上的胰腺组织，应根据具体的研究目的而定。
同源小鼠的可获得性使得在移植后追踪脾细胞的来源（供体或受体）成为可能。在本研究中，我们使用 BALB/c CD45.2 和 BALB/c CD45.1 同源小鼠作为脾脏供体和受体，建立了一种同基因型脾脏移植模型。在这些同源小鼠品系之间进行器官或组织移植已被广泛用于追踪免疫系统的来源及其发育过程。尽管最近有报道称 CD45.1 相关的点突变会影响 NK 细胞反应24，但在这些品系组合之间的移植中尚未报道发生排斥反应。我们观察到受体细胞在术后第1天（POD 1）即大量浸润至脾脏移植物中。受体细胞可能对移植过程中的缺血/再灌注（I/R）损伤产生了响应，因为大部分受体细胞为粒细胞。我们的结果显示，相当高比例的脾淋巴细胞仍来源于供体。更有意思的是，这些淋巴细胞迁移并重新定植到其他淋巴组织 compartment（淋巴结、骨髓和循环系统）中。这些发现促使我们推测，来源于脾脏的淋巴细胞在适应性免疫中具有重要作用。然而，仍需进一步研究以明确脾淋巴细胞在适应性免疫与固有免疫中的不同功能（图4、补充图1 和 补充图2）。
本方案的主要局限在于，对于显微外科经验有限的操作者而言，需要经过长期的显微外科训练才能掌握该技术。根据我们在小鼠实体器官移植模型（例如小鼠心脏、肺或肾脏移植）方面的学习经验，一名新入行且无任何实验性显微外科技术背景的研究人员，可能需要6至10个月的时间才能熟练掌握该技术。与小鼠心脏或肾脏移植模型相比，该模型可能更具挑战性，因为在供体手术过程中需要额外的组织解剖步骤以分离脾脏移植物。此外，供体门静脉的直径（约0.6 mm）小于下腔静脉，使得吻合操作更加困难。另一个局限是，目前尚不明确在移植后期（例如术后第60天）移植物脾脏是否会遭到受体细胞的大规模侵入。然而，该模型也因其多项内在优势而具有很高的吸引力。首先，小鼠与人类在基因组上具有高度相似性，因此能够相对准确地模拟实际应用场景。此外，与采用脾组织片段进行非血管化脾自体移植的小鼠模型相比，这种血管化脾移植模型发生术后并发症的风险更低，例如脾组织无菌性坏死以及因术后粘连导致的小肠梗阻。
小鼠脾脏移植模型此前已由 Swirski FK 等人报道，但未详细描述具体操作细节。 本研究为感兴趣的科研人员提供了一套全面、分步详尽的小鼠脾脏移植操作方案，有助于掌握该技术。此外，本方案省略了 Swirski FK 等人报告中若干非必要的操作步骤（例如胆管结扎），并引入了11-0缝线进行吻合，有助于缩短手术时间并防止出血。
总之，该模型可能是研究脾脏细胞群体在应对病原体、损伤、炎症或移植排斥反应中作用机制的有力工具，同时也对评估脾脏移植治疗潜力具有重要价值。经过适当的培训和练习，该手术操作的成功率可达>90%。
披露
作者无任何利益冲突需要披露。
致谢
作者感谢西北大学综合移植中心和范伯格医学院研究核心项目提供的资源和资金支持。 具体而言，流式细胞术服务由西北大学流式细胞术核心设施提供，组织学服务由小鼠组织学与表型分析实验室提供，这两个核心设施均得到授予罗伯特·H·卢里综合癌症中心的美国国家癌症研究所 P30-CA060553 项目的支持。我们感谢 Nate Esparza 先生对本文稿的校对。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 氯胺酮 | Wyeth | 206205-01 | |
| 赛拉嗪 | Lloyd Laboratories | 139-236 | |
| 肝素溶液 | Abraxis Pharmaceutical Products | 504031 | |
| 注射级生理盐水 | Hospira Inc. | NDC 0409-4888-20 | |
| 70% 乙醇 | Pharmco Products Inc. | 111000140 | |
| ThermoCare 小动物重症监护系统 | Thermocare, Inc. | ||
| Adson 镊子 | Roboz Surgical Instruments | RS-5230 | |
| Derf 持针器 | Roboz Surgical Instruments | RS-7822 | |
| 超细显微解剖剪 | Roboz Surgical Instruments | RS-5881 | |
| 微型夹 | Roboz Surgical Instruments | RS-5420 | |
| 7-0 丝线 | Braintree Scientific | SUT-S 103 | |
| 11-0 尼龙线，带 4 mm (3/8) 针 | Sharpoint DR4 | AK-2119 | |
| 小鼠 CD45.2 抗体 | BD Bioscience | 553772 | |
| 小鼠 CD45.1 抗体 | BD Bioscience | 553776 | |
| 小鼠 CD11b 抗体 | BD Bioscience | 557657 | |
| 小鼠 B220 抗体 | BD Bioscience | 553089 | |
| 小鼠 Ly6C 抗体 | eBioscience | 48-5932-80 | |
| 小鼠 Ly6G 抗体 | BD Bioscience | 561236 | |
| 小鼠 F4/80 抗体 | BD Bioscience | 565614 | |
| 小鼠 CD11c 抗体 | BD Bioscience | 558079 | |
| 小鼠 CD3 抗体 | eBioscience | 48-0032-82 | |
| 小鼠 CD4 抗体 | BD Bioscience | 552051 | |
| 小鼠 CD8 抗体 | BD Bioscience | 563786 | |
| LIVE/DEAD™ 可固定紫红色死细胞染色试剂盒 | Thermo Fisher | L34955 |
参考文献
- Cesta, M. F. Normal structure, function, and histology of the spleen. Toxicologic Pathology. 34 (5), 455-465 (2006).
- Mebius, R. E., Kraal, G. Structure and function of the spleen. Nature Reviews Immunology. 5 (8), 606-616 (2005).
- Misiakos, E. P., Bagias, G., Liakakos, T., Machairas, A. Laparoscopic splenectomy: Current concepts. World Journal of Gastrointestinal Endoscopy. 9 (9), 428-437 (2017).
- Kristinsson, S. Y., Gridley, G., Hoover, R. N., Check, D., Landgren, O. Long-term risks after splenectomy among 8,149 cancer-free American veterans: a cohort study with up to 27 years follow-up. Haematologica. 99 (2), 392-398 (2014).
- Thai, L. H., et al. Long-term complications of splenectomy in adult immune thrombocytopenia. Medicine (Baltimore). 95 (48), e5098(2016).
- Sinwar, P. D. Overwhelming post splenectomy infection syndrome - review study. International Journal of Surgery. 12 (12), 1314-1316 (2014).
- Rorholt, M., Ghanima, W., Farkas, D. K., Norgaard, M. Risk of cardiovascular events and pulmonary hypertension following splenectomy - a Danish population-based cohort study from 1996-2012. Haematologica. 102 (8), 1333-1341 (2017).
- Crary, S. E., Buchanan, G. R. Vascular complications after splenectomy for hematologic disorders. Blood. 114 (14), 2861-2868 (2009).
- Di Carlo, I., Pulvirenti, E., Toro, A. A new technique for spleen autotransplantation. Surgical Innovation. 19 (2), 156-161 (2012).
- Holdsworth, R. J. Regeneration of the spleen and splenic autotransplantation. British Journal of Surgery. 78 (3), 270-278 (1991).
- Tzoracoleftherakis, E., Alivizatos, V., Kalfarentzos, F., Androulakis, J. Complications of splenic tissue reimplantation. Annals of the Royal College of Surgeons of England. 73 (2), 83-86 (1991).
- Kato, T., et al. Transplantation of the spleen: effect of splenic allograft in human multivisceral transplantation. Annals of Surgery. 246 (3), discussion 445-436 436-444 (2007).
- Aronovich, A., et al. Correction of hemophilia as a proof of concept for treatment of monogenic diseases by fetal spleen transplantation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (50), 19075-19080 (2006).
- Cohen, E. A. Splenosis; review and report of subcutaneous splenic implant. Archives of surgery. 69 (6), 777-784 (1954).
- Coburn, R. J. Spleen transplantation in the rat. Transplantation. 8 (1), 86-88 (1969).
- Lee, S., Orloff, M. J. A technique for splenic transplantation in the rat. Surgery. 65 (3), 436-439 (1969).
- Swirski, F. K., et al. Identification of splenic reservoir monocytes and their deployment to inflammatory sites. Science. 325 (5940), 612-616 (2009).
- Hsiao, H. M., et al. Spleen-derived classical monocytes mediate lung ischemia-reperfusion injury through IL-1beta. Journal of Clinical Investigation. 128 (7), 2833-2847 (2018).
- Robbins, C. S., et al. Extramedullary hematopoiesis generates Ly-6C(high) monocytes that infiltrate atherosclerotic lesions. Circulation. 125 (2), 364-374 (2012).
- Kim, E., Yang, J., Beltran, C. D., Cho, S. Role of spleen-derived monocytes/macrophages in acute ischemic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 34 (8), 1411-1419 (2014).
- Bronte, V., Pittet, M. J. The spleen in local and systemic regulation of immunity. Immunity. 39 (5), 806-818 (2013).
- Wang, N. P., et al. Recruitment of macrophages from the spleen contributes to myocardial fibrosis and hypertension induced by angiotensin II. Journal of the Renin-Angiotensin-Aldosterone System. 18 (2), 1470320317706653(2017).
- Tian, Y., et al. The spleen contributes importantly to myocardial infarct exacerbation during post-ischemic reperfusion in mice via signaling between cardiac HMGB1 and splenic RAGE. Basic Research in Cardiology. 111 (6), 62(2016).
- Jang, Y., et al. Cutting Edge: Check Your Mice-A Point Mutation in the Ncr1 Locus Identified in CD45.1 Congenic Mice with Consequences in Mouse Susceptibility to Infection. Journal of Immunology. 200 (6), 1982-1987 (2018).
重印与许可
