复杂的人类疾病在传统的实验室模型系统中可能难以模拟。本文介绍了一种外科手术方法，通过将人类骨骼肌活检组织移植到免疫缺陷小鼠体内来模拟人类肌肉疾病。
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摘要
摘要
在动物研究中观察到的治疗效果常常无法在临床试验中得到重现。尽管这一问题具有多方面的原因，但其中一个原因是使用了不充分的实验室模型。在传统实验生物中模拟复杂的人类疾病具有挑战性，而通过研究人源异种移植组织可以规避这一问题。本文所述的手术方法可用于构建人源骨骼肌异种移植模型，进而用于肌肉疾病建模及临床前治疗试验。根据经机构审查委员会（IRB）批准的方案，从患者体内获取骨骼肌组织样本，并将其移植至NOD-Rag1null IL2rγnull（NRG）宿主小鼠体内。由于这类小鼠无法产生成熟的淋巴细胞，因而不能启动细胞介导和体液性的适应性免疫反应，是移植研究的理想宿主。通过异氟烷对宿主小鼠进行麻醉后，切除小鼠的胫骨前肌和趾长伸肌。随后将一块人源肌肉组织植入空置的胫骨肌腔室中，并缝合固定于腓骨长肌的近端和远端肌腱。移植后的人源肌肉可自发地由小鼠宿主实现血管化和神经支配，最终形成结构良好、再生充分的人类肌肉组织，可作为临床前研究的有效模型。
引言
据报道，所有进入临床试验的药物研发项目中，仅有13.8%最终成功并获得批准用于治疗1。尽管这一成功率高于此前报告的10.4%2，但仍存在显著的提升空间。提高临床试验成功率的一种方法是改进临床前研究中所使用的实验室模型。美国食品药品监督管理局（FDA）要求在开展一期临床试验之前，必须通过动物研究证明治疗的有效性并评估其毒性。然而，动物研究结果与临床试验结果之间往往存在有限的一致性3。此外，对于缺乏公认动物模型的疾病（如许多罕见病或散发性疾病），开展临床前动物研究的需求可能成为治疗开发中无法逾越的障碍。
模拟人类疾病的一种方法是将人类组织移植到免疫缺陷小鼠体内以建立异种移植模型。异种移植模型具有三个关键优势：第一，它们能够重现人类疾病中存在的复杂遗传和表观遗传异常，而这些异常在其他动物模型中可能永远无法复制；第二，只要有患者样本，异种移植模型可用于研究罕见或散发性疾病；第三，异种移植在完整的活体系统内模拟疾病。基于这些原因，我们假设异种移植模型中的治疗有效性结果更有可能转化为患者临床试验的结果。人类肿瘤异种移植模型已成功用于开发常见癌症的治疗方法，包括多发性骨髓瘤，以及为个别患者定制的个体化治疗方案4,5,6,7。
近期，异种移植已被用于建立人类肌肉疾病模型8。在该模型中，将人类肌肉活检标本移植到免疫缺陷型NRG小鼠的后肢，形成异种移植组织。移植的人类肌纤维会死亡，但存在于移植物中的人类肌肉干细胞随后会扩增并分化为新的人类肌纤维，从而重新填充移植的人类基底膜。因此，这些异种移植物中再生的肌纤维完全来源于人类，并由小鼠宿主自发地实现血管化和神经支配。重要的是，面肩肱型肌营养不良症（FSHD）患者肌肉组织在移植至小鼠后可重现人类疾病的多个关键特征，特别是表达DUX4转录因子8。FSHD的病因是DUX4的过度表达，而该基因在正常肌肉组织中通过表观遗传机制被沉默9,10。在FSHD异种移植模型中，使用靶向DUX4的特异性吗啉寡聚物治疗已被证明可有效抑制DUX4的表达与功能，可能成为FSHD患者的一种潜在治疗策略11。这些结果表明，人类肌肉异种移植为在小鼠体内模拟人类肌肉疾病及测试潜在疗法提供了新途径。本文中，我们详细描述了在免疫缺陷小鼠中建立人类骨骼肌异种移植的外科手术方法。
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方案
所有涉及人类受试者研究样本的使用均经约翰斯·霍普金斯大学机构审查委员会（IRB）批准，以保护参与者的权利与福利。所有动物实验均经约翰斯·霍普金斯大学机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准，符合美国国立卫生研究院（NIH）《实验动物护理和使用指南》的要求。采用雄性 NOD-Rag1null IL2rγnull（NRG）宿主小鼠（8–12 周龄）进行异种移植实验。这些小鼠饲养于通风笼架中，提供经高效过滤器（HEPA）过滤、调温调湿的空气，以及经反渗透处理的高氯化水。小鼠可自由获取水和辐照抗生素饮食（材料表），饲养设施的光照周期由中央定时器控制，为 14 小时光照、10 小时黑暗。
1. 仪器准备
- 获取 8–12 周龄的 NOD-Rag1null IL2r γnull（NRG）小鼠。
- 对以下手术器械进行高压灭菌：剪刀、镊子、持针器、外科缝合器（材料表）、伤口夹、手术擦拭巾（材料表）以及烧杯（图 1A）。
- 配制 50 mL 肌肉组织培养基（含 20% 胎牛血清、2% 鸡胚提取物、1% 抗生素/抗真菌剂的 Hams F10 培养基）。除非方案中另有说明，所有用于手术的化学品、药物和溶液均应保持室温。
- 准备一支装有 26 G、3/8 英寸长针头的 1 mL 注射器，内含浓度为 2 mg/mL 的镇痛剂（材料表），置于冰上。可使用无菌磷酸盐缓冲液（PBS）将镇痛剂稀释至适当浓度。
2. 手术准备
- 在经机构审查委员会（IRB）批准的方案下，从肌肉具有力量的患者处获取人类肌肉活检样本 > 4级/5级，按英国医学研究委员会（MRC）量表12将研究样本置于含有肌肉培养基的 100 mm × 15 mm 培养皿中。
注意： MRC量表在临床实践中用于评估肌肉力量，其中0表示无收缩，5表示正常肌力，4（4-至4+）表示能抗阻力运动12我们发现，肌力轻度至中度减弱（MRC > 4-/5) 通常表现出疾病病理特征，但不会被脂肪组织或纤维化广泛替代，这两种情况均会阻碍异种移植再生。对于无法获得近期MRC评分的尸检组织，可通过肉眼观察评估肌肉质量。外观呈淡粉色或含有大范围脂肪组织的肌肉活检样本，异种移植成功的可能性较低。 - 使用手术剪在体视显微镜和光源辅助下，去除标本上残留的筋膜或脂肪组织。
- 使用手术剪在体视显微镜和光源下将肌肉活检组织切成约7 mm × 3 mm × 3 mm的组织块。确保标本中的肌纤维呈纵向排列。
- 将含有解剖后肌肉的培养皿置于冰上。通常，在进行手术期间，异种移植组织在培养基中的保存时间平均为4小时。然而，活检样本在移植前于培养基中保存24小时的情况也存在，且这种延迟似乎并未对移植或再生产生负面影响。
- 放置合成的不可吸收缝线（材料清单) 置于含有70%乙醇的100 mm × 15 mm培养皿中。
- 建立双程序麻醉回路：将Mapleson E呼吸回路置于体视显微镜上，并将诱导舱放置于生物安全柜内（图1A,B).
- 将NRG小鼠放入经高压灭菌的烧杯中称重，随后转移至诱导室。使用3%异氟烷诱导麻醉。当达到适当的麻醉深度时——通过观察呼吸频率、肌肉松弛程度及无自主运动来评估——将蒸发器设置调至1.5%，并维持此浓度直至手术结束。
- 将小鼠从诱导室转移至Mapleson E呼吸回路，并在眼睛上涂抹眼用软膏。
- 从踝关节到膝关节，使用修剪器去除胫骨前肌（TA）表面的毛发，随后用脱毛膏处理1分钟（材料表) (图2A).
- 用聚维酮碘溶液擦拭腿部，对术区进行消毒。随后用70%乙醇冲洗残留的聚维酮碘。
- 皮下注射镇痛剂（如卡洛芬）给小鼠，材料表5 mg/kg剂量下。
3. 异种移植手术
- 用胶带固定腿部，从远端肌腱处开始，沿胫前肌（TA）表面用剪刀和虹膜镊做一条直切口，切口延伸至膝关节下方（图2B）。
- 使用手术剪进行钝性分离，将皮肤与肌肉分开。
- 从肌腱处开始，沿TA肌肌膜用剪刀剪开至膝关节处。
注意：此切口非常表浅（小于0.5 mm；图2B，黑色虚线），操作过程中不得损伤下方的TA肌，否则将增加后续去除肌肉的难度。操作正确时，肌纤维会明显松弛。 - 用剪刀切断TA肌的远端肌腱，用虹膜镊夹住肌腱，将TA肌向膝关节方向提起（图2C）。
- 用剪刀切断趾长伸肌（EDL）的远端肌腱，并将EDL向上拉至膝关节方向（图2D）。当腓骨长肌（PL）的近端肌腱可见时，用剪刀将EDL完全去除（图2D，绿色虚线）。
- 用剪刀将TA肌完全去除（图2D，蓝色虚线），并用PBS浸湿的外科擦拭巾轻轻按压，以达到止血效果（图2E）。
- 将缝线穿过腓骨长肌（PL）近端肌腱并打结，修剪线头，使肌腱两侧各保留约1.5英寸长的缝线（图2F）。
- 先打双手法外科方结的前半部分，但暂不收紧：形成一个环。将异种移植物置于该环内，收紧结环以固定移植物，再完成方结的另一半（图2G，H）。此操作可将异种移植物缝合至PL肌的近端肌腱上。
- 将缝线穿过PL肌远端肌腱，并重复步骤3.8的方结技术，将异种移植物固定于远端肌腱（图2H，I）。
注意：内侧跗动脉和静脉可能位于PL肌远端肌腱附近或其上方。缝合时不得穿过或环绕这些血管。若缝线位置不当，血管会出现苍白或出血，易于识别。一旦发生，应立即拆除缝线，并在其他位置重新缝合。 - 将皮肤拉回覆盖于移植肌肉上方，用外科胶水封闭切口，并在切口处放置2–3个外科钉合钉（图2J）。
- 将小鼠置于清洁笼内，并放置于加热垫上使其恢复。密切观察小鼠直至完全清醒，并在接下来的几天内定期监测是否出现局部或全身感染迹象，确保手术部位未被重新打开。
注意：如步骤2.11所述，单次镇痛剂给药通常足以缓解疼痛。然而，仍需监测小鼠是否持续疼痛（如跛行、毛发凌乱、蜷缩姿势），必要时在术后24小时追加镇痛剂。
4. 异种移植瘤组织采集
注意：异种移植瘤通常在术后4至6个月之间采集。然而，也有在术后长达12个月进行采集的案例。
- 在异种移植样本采集前至少30分钟，将装有200 mL 2-甲基丁烷的带盖烧杯置于盛有干冰的容器中。
- 在诱导室中使用3%异氟烷诱导麻醉。达到适当麻醉深度后，将蒸发器设置调至1.5%，维持手术剩余时间。
- 将小鼠从诱导室转移至体视显微镜上安装好的Mapleson E型呼吸回路中。
- 用修眉刀和脱毛乳液去除从踝关节到膝关节覆盖在胫骨前肌上的毛发。透过皮肤可看到固定异种移植片的缝线。图3A).
- 用胶带固定腿部，使用剪刀和虹膜镊切开异种移植部位的皮肤，直至露出两根缝线（图3B). 可按图示去除覆盖在异种移植组织上的皮肤，以便更方便地取出移植物。
- 使用解剖刀在异种移植瘤与胫骨之间进行切割（图3B，箭头表示切口的起始位置和方向）。这将松解异种移植组织的一侧。
- 使用解剖刀在腓肠肌和比目鱼肌之间进行切割图3C, i沿箭头所示肌束膜切开。跖肌（PL）将随异种移植材料一同移除。
- 在远端缝合处下方切断，并穿过指浅屈肌（PL）的远端肌腱图3D，沿虚线剪开。
- 用虹膜镊夹住缝线，将其朝向膝盖方向提起，同时用剪刀将异种移植组织和PL从下方肌肉上分离并切除图3E).
- 用剪刀在近端缝合线以上剪切，以移除异种移植物和PL图3F，沿虚线剪开 3E).
- 将标本置于一小块纸板或塑料片上，并尽可能靠近缝线处固定。固定标本时，应轻轻拉伸肌肉，以确保在速冻过程中保持肌纤维的取向。待大头针牢固固定后，将肌肉沿大头针向上推移，使其刚好位于纸板上方。
注意： 或者，可将异种移植组织的一端用黄蓍胶固定在软木上，或将其完全浸入冷冻模具中的最佳切割温度（O.C.T.）包埋剂中。若操作得当，两种方法均可保持肌肉的形态结构。 - 将异种移植组织在预冷的2-甲基丁烷中速冻。
- 将异种移植组织储存在 -80 °C.
- 异种移植瘤取材后，立即按照美国兽医协会（American Veterinary Medical Association）指南实施小鼠安乐死：
- 将小鼠置于带有适当废气清除系统的密闭室中，使用浓度为3-4%的异氟烷诱导麻醉。
- 当达到适当的麻醉深度（通过观察呼吸频率、肌肉松弛程度及无自主运动来评估）后，将麻醉蒸发器设定值增加至5%，以诱导死亡。在呼吸停止后，继续将小鼠留在密闭舱内2分钟。通过观察小鼠在异氟烷过量暴露后10分钟内未恢复，确认其死亡。
- 最后，对小鼠实施颈椎脱臼处死。
注意： 对于双侧异种移植小鼠，可将对侧异种移植物保留用于后续采集。进行存活期采集时，使用手术剪沿直线切口切开移植物表面皮肤，按照步骤4.6至4.10所述方法取出移植物。随后使用手术胶和钉合器闭合胫骨空腔处的皮肤。按照步骤2.11所述给予小鼠镇痛处理，并将其置于清洁笼具中，在加热垫上恢复。密切监测小鼠直至完全清醒，并在之后数天内定期观察是否出现局部或全身感染迹象，确保手术部位未被重新打开。
5. 异种移植免疫组织化学
- 使用冷冻切片机从采集的异种移植组织上切下10至12 μm的切片，并置于带正电荷的载玻片上（材料表）。
- 将染色缸中加入甲醇，并在-20 °C预冷30分钟。
- 将载玻片放入冰冻甲醇中固定并透化异种移植切片，持续10分钟。
- 将载玻片放入染色缸中，用磷酸盐缓冲液（PBS）洗涤3次，每次5分钟。
- 用抗小鼠IgG（材料表）在4 °C封闭2小时。
- 在含2%小牛血清的PBS中加入一抗（如血影蛋白、层蛋白A/C和胚胎型肌球蛋白）（材料表），4 °C孵育过夜。
- 将载玻片放入染色缸中，用磷酸盐缓冲液（PBS）洗涤3次，每次5分钟。
- 在含2%小牛血清的PBS中加入荧光染料标记的二抗（材料表），室温孵育1小时。
- 将载玻片放入染色缸中，用磷酸盐缓冲液（PBS）洗涤3次，每次5分钟。
- 在异种移植切片上滴加封片剂（材料表），盖上盖玻片，并用指甲油密封盖玻片边缘。
图2：异种移植手术。（A）手术区域的毛发已被去除。（B）在胫骨前肌（TA）上方做一 incision。TA 和趾长伸肌（EDL）的远端肌腱以箭头标示。黑色虚线表示第3.3步中将要切开肌外膜的位置。（C）切断TA的远端肌腱，并将肌肉向上牵拉至膝部。（D）切断EDL的肌腱，并将EDL向上牵拉至膝部。这暴露了以箭头标示的腓骨长肌（PL）近端肌腱。虚线表示使用剪刀切除EDL（绿色）和PL（蓝色）的切割位置。（E）EDL和TA已被移除。（F）将缝线穿过PL的近端肌腱。（G）将异种移植物置入空的胫骨 compartment，并使用双手法外科方结将其缝合至PL近端肌腱。（H）将缝线穿过以箭头标示的PL远端肌腱，并再次使用双手法外科方结将移植物缝合至远端肌腱。（I）异种移植物已完全移植并缝合至PL。（J）使用外科胶水关闭皮肤。请点击此处查看该图的放大版本。
图3：4个月异种移植组织采集。（A）去除手术部位的毛发，皮下可见缝线。（B）去除覆盖异种移植组织的皮肤，用虹膜镊夹住远端缝线，轻轻向上提起。从踝部开始，使用手术刀沿胫骨切开，游离异种移植组织。箭头指示沿胫骨切口的起始位置。（C）将腓肠肌向一侧牵拉，可见一条浅白色的肌外膜线（箭头所示），分隔腓骨长肌（PL）与腓肠肌。使用手术刀沿此线切开，以分离腓骨长肌与其他腿部肌肉。（D）此时异种移植组织的右侧与腓骨长肌已与其他腿部肌肉完全分离，可进行取出。虚线指示使用手术剪开始切除以移除异种移植组织和腓骨长肌的位置。（E）在远端缝线下方切开后，将异种移植组织向膝部方向偏转。虚线指示使用手术剪切除的位置，以将异种移植组织和腓骨长肌从胫骨骨室中完全取出。（F）成功移除异种移植组织和腓骨长肌后，胫骨骨室呈空置状态。请点击此处查看该图的放大版本。
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结果
如 Yuanfan Zhang 等人所展示的，该手术方案是一种制备人骨骼肌异种移植组织的简便方法8。再生的异种移植组织可自发实现神经支配，并表现出功能性收缩能力。此外，来自面肩肱型肌营养不良症（FSHD）患者的肌肉异种移植能够重现FSHD患者中观察到的基因表达变化8。
根据我们的经验，约每8例对照组患者样本进行的异种移植中，有7例可显示出成功的肌肉植入。成功的异种移植表现为人类肌纤维的显著再生，可通过人特异性抗体进行鉴定（图4）。部分肌纤维中出现胚胎型肌球蛋白阳性染色，表明再生过程仍在持续。相反，手术技术不佳或组织样本质量不足可能导致肌纤维再生不良（图4）。
来自一名被诊断为特发性炎性肌病（IIM）患者的异种移植显示，在移植后4个月和6个月时可观察到中等数量的人类肌纤维再生，且胚胎型肌球蛋白染色在6个月时仍呈阳性（...
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讨论
患者来源的异种移植是模拟肌肉疾病并开展临床前研究的一种创新方法。本文所述的骨骼肌异种移植构建方法快速、简便且可重复。单侧手术可在15至25分钟内完成，双侧手术则需30至40分钟。双侧异种移植可提供额外的实验灵活性。例如，研究人员可对其中一个移植物进行局部处理，而将另一侧作为对照。当在无病原体环境中饲养时，NRG小鼠对手术部位感染具有较强抵抗力；根据我们已完成的200多例异种移植手术经验，从未出现小鼠发生手术感染的情况。此外，宿主小鼠对胫骨前肌（TA）和趾长伸肌（EDL）的切除耐受性良好。术后一小时内，接受单侧或双侧异种移植的小鼠即可活跃地在笼内走动，甚至能用后肢站立。偶尔我们会观察到宿主小鼠出现足下垂现象，但通常仅发生在一段不活动期后（如刚苏醒时），且在清醒后数分钟内肢体功能即可恢复正常。
该方案中有几个关键步骤。首先，在分离趾长伸肌（EDL）和胫骨前肌（TA）时，必须注意不要损伤邻近的腓骨长肌（PL）或其肌腱。为避免此问题，应在对TA区域进行初始切口后，仔细准确地辨认所有远端肌腱的位置。此外，在切除EDL之前，应辨认并清晰暴露腓骨长肌（PL）的近端肌腱（
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披露
作者声明不存在任何竞争性经济利益。
致谢
本工作由肌炎协会和彼得·巴克基金会资助。我们感谢张元凡博士在异种移植外科技术方面的专业知识分享和培训指导。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 100 毫米 × 15 毫米培养皿 | Fisher Scientific | FB0875712 | |
| 2-甲基丁烷 | Fisher | O3551-4 | |
| 20 毫米 × 30 毫米显微盖玻片 | VWR | 48393-151 | |
| 动物电子秤 | Kent Scientific | SCL- 1015 | |
| 抗生素-抗真菌素溶液 | Corning, Cellgro | 30-004-CI | |
| AutoClip 手术夹闭合系统 | F.S.T | 12020-00 | |
| Castroviejo 针持 | F.S.T | 12565-14 | |
| 鸡胚提取物 | Accurate | CE650TL | |
| CM1860 紫外线冷冻切片机 | Leica Biosystems | CM1860UV | |
| 考普林染色缸 | Thermo Scientific | 19-4 | |
| 解剖针 | Fisher Scientific | S13976 | |
| 干冰（颗粒状） | Fisher Scientific | NC9584462 | |
| 胚胎型肌球蛋白抗体 | DSHB | F1.652 | 推荐使用浓度 1:10 |
| 乙醇 | Fisher Scientific | 459836 | |
| 胎牛血清 | GE Healthcare Life Sciences | SH30071.01 | |
| Fiber-Lite MI-150 光纤冷光源 | Dolan-Jenner | Mi-150 | |
| 镊子 | F.S.T | 11295-20 | |
| 山羊抗小鼠 IgG1，Alexa Fluor 488 标记 | Invitrogen | A-21121 | 推荐使用浓度 1:500 |
| 山羊抗小鼠 IgG2b，AlexaFluor 594 标记 | Invitrogen | A-21145 | 推荐使用浓度 1:500 |
| 西黄芪胶 | Sigma | G1128 | |
| Ham's F-10 培养基 | Corning | 10-070-CV | |
| Histoacryl 蓝色皮肤表面粘合剂 | Tissue seal | TS1050044FP | |
| 人特异性层粘连蛋白 A/C 抗体 | Abcam | ab40567 | 推荐使用浓度 1:50–1:100 |
| 人特异性血影蛋白抗体 | Leica Biosystems | NCLSPEC1 | 推荐使用浓度 1:20–1:100 |
| 诱导麻醉室 | VetEquip | 941444 | |
| 虹膜镊 | F.S.T | 11066-07 | |
| 辐照 Global 2018 饲料（Uniprim 4100 ppm） | Envigo | TD.06596 | 含抗生素的啮齿类动物饲料，用于预防呼吸道感染 |
| 异氟烷 | MWI Veterinary Supply | 502017 | |
| Kimwipes 擦拭纸 | Kimberly-Clark | 34155 | 外科擦拭纸 |
| Mapleson E 型呼吸回路 | VetEquip | 921412 | |
| 甲醇 | Fisher Scientific | A412 | |
| 移动式麻醉机 | VetEquip | 901805 | |
| 小鼠组织小鼠 IgG 基本封闭试剂盒 | Vector Laboratories | BMK-2202 | 小鼠 IgG 封闭试剂 |
| 指甲油 | Electron Microscopy Sciences | 72180 | |
| NAIR 脱毛乳液/油 | Fisher Scientific | NC0132811 | |
| NOD-Rag1null IL2rg null (NRG) 小鼠 | The Jackson Laboratory | 007799 | 2 至 3 月龄 |
| O.C.T. 包埋剂 | Fisher Scientific | 23-730-571 | |
| 氧气 | Airgas | OX USPEA | |
| PBS（磷酸盐缓冲液）缓冲液 | Fisher Scientific | 4870500 | |
| 聚维酮碘术前清洁液 | Dynarex | 1415 | |
| ProLong™ Gold 抗荧光淬灭封片剂 | Fisher Scientific | P10144（不含 DAPI）；P36935（含 DAPI） | |
| Puralube 眼科软膏 | Dechra | 17033-211-38 | |
| Rimadyl（卡洛芬）注射液 | Patterson Veterinary | 10000319 | 外科镇痛药，皮下注射，剂量为 5 mg/kg |
| 手术刀片 - #11 | F.S.T | 10011-00 | |
| 手术刀柄 - #3 | F.S.T | 10003-12 | |
| 体视显微镜 | Accu-scope | 3075 | |
| Superfrost Plus 显微载玻片 | Fisher Scientific | 12-550-15 | |
| 合成非吸收性缝线，30 英寸长，CV-11 针 | Covidien | VP-706-X | |
| 1 毫升注射器（26 号针头，3/8 英寸） | BD Biosciences | 329412 | |
| 毛发修剪器 | Kent Scientific | CL9990-KIT | |
| Vannas 弹簧剪，8.0 毫米剪切刃 | F.S.T | 15009-08 | |
| VaporGaurd 活性炭过滤器 | VetEquip | 931401 | |
| 伤口夹，9 毫米 | F.S.T | 12022-09 |
参考文献
- Wong, C. H., Siah, K. W., Lo, A. W. Estimation of clinical trial success rates and related parameters. Biostatistics. 0, 1-14 (2018).
- Hay, M., Thomas, D. W., Craighead, J. L., Economides, C., Rosenthal, J. Clinical development success rates for investigational drugs. Nature Biotechnology. 32, 40-51 (2014).
- Perel, P., et al. Comparison of treatment effects between animal experiments and clinical trials: systematic review. BMJ. 334, 1-6 (2007).
- Rubio-Viqueira, B., Hidalgo, M. Direct in vivo xenograft tumor model for predicting chemotherapeutic drug response in cancer patients. Clinical Pharmacology Therapeutics. 85, 217-221 (2009).
- Roberts, K. G., et al. Targetable Kinase-Activating Lesions in Ph-like Acute Lymphoblastic Leukemia. New England Journal of Medicine. 371, 1005-1015 (2014).
- Kim, J., et al. GDF11 Controls the Timing of Progenitor Cell Competence in Developing Retina. Science. 308, 1927-1930 (2005).
- Sako, D., et al. Characterization of the ligand binding functionality of the extracellular domain of activin receptor type IIB. Journal of Biological Chemisty. 285, 21037-21048 (2010).
- Zhang, Y., et al. Human skeletal muscle xenograft as a new preclinical model for muscle disorders. Human Molecular Genetics. 23, 3180-3188 (2014).
- Gabellini, D., Green, M. R., Tupler, R. Inappropriate Gene Activation in FSHD : A Repressor Complex Binds a Chromosomal Repeat Deleted in Dystrophic Muscle. Cell. 110, 339-348 (2002).
- Lemmers, R. J. L. F., et al. A Unifying Genetic Model for Facioscapulohumeral Muscular Dystrophy. Science. 329, 1650-1654 (2010).
- Chen, J. C. J., et al. Morpholino-mediated Knockdown of DUX4 Toward Facioscapulohumeral Muscular Dystrophy Therapeutics. Molecular Therapy. 24, 1405-1411 (2016).
- Medical Research Council. Aids to the investigation of the peripheral nervous system. , Her Majesty’s Stationary Office. London. (1943).
- Jones, R. A., et al. Cellular and Molecular Anatomy of the Human Neuromuscular Junction. Cell Reports. 21, 2348-2356 (2017).
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