使用流感抗原微阵列测量血清抗体对不同病毒亚型的广度

摘要

我们介绍一种利用蛋白质微阵列的实验方案，该微阵列通过将流感病毒抗原点样至硝酸纤维素包被的载玻片上构建而成，可同时检测血清中针对超过250种来自不同病毒株抗原的多种抗体同种型，从而实现对血清抗体在不同病毒亚型间广度的测量。

摘要

流感病毒由于现有疫苗的有效性有限，仍然是全球范围内导致死亡的重要原因。开发通用流感疫苗面临的一个关键挑战是抗原漂移导致的高抗原多样性。克服这一挑战需要新型研究工具，以测量血清抗体针对不同抗原亚型多种病毒株的广度。本文介绍了一种利用流感抗原蛋白微阵列分析血清抗体对多种流感病毒株反应广度的实验方案。

该流感抗原微阵列通过微阵列点样仪将纯化的血凝素和神经氨酸酶抗原打印至硝酸纤维素包被的膜上构建而成。将人血清孵育于微阵列上，使抗体与流感抗原结合。采用量子点标记的二抗同时检测微阵列上各抗原结合的IgG和IgA抗体。使用便携式成像仪通过荧光强度定量抗体结合水平。展示代表性结果，以证明该检测方法在测定人血清中亚型特异性及交叉反应性流感抗体时具有良好的重复性。

与ELISA等传统方法相比，流感抗原微阵列提供了一种高通量的多重检测方法，可在短时间内对数百份血清样本同时检测针对数百种抗原的多种抗体亚型，因此在血清学监测和疫苗研发中具有广泛应用。其局限性在于无法区分结合抗体与中和抗体。

引言

流感病毒每年因死亡或残疾导致2000万生命年的损失，占全球每年总死亡人数的1%，对老年人群以及热带地区和发展中国家人群的影响尤为严重^1,2,3。除了季节性流行病带来的疾病负担外，新型流感毒株可能通过在常见宿主中自然发生的基因重配，或人为制造用于生物恐怖主义，从而引发全球大流行，其传播迅速且致死率高^4,5。尽管目前已有多种流感疫苗可用，但其有效性受限于亚型特异性⁶，因此亟需开发能够对多种病毒毒株提供持久免疫保护的通用型流感疫苗⁷。

开发通用流感疫苗面临的一个关键挑战是不同毒株之间高度的抗原多样性。现有疫苗的抗原特异性与流行病毒的抗原变异相结合，导致疫苗株与流行株之间出现不匹配。这种情况赋予病毒进化上的优势，使其在流行期间进一步发生遗传漂变，偏离疫苗株，从而使疫苗的有效性通常低于50%^8,9。另一种抗原不匹配的来源是在疫苗生产过程中因在鸡蛋中传代而产生的病毒适应性突变，这些突变导致所产生的抗体与流行病毒的结合能力较差^10,11。

克服抗原多样性高的这一挑战，需要新型研究工具来表征临床相关抗原变异体在血清和黏膜样本中预先存在及诱导产生的免疫应答的广度。目前可用的方法，包括血凝抑制（HAI）、微量中和（MN）和传统ELISA，仅能一次检测针对单一病毒株的抗体，因此在检测多种病毒株的多种抗体同种型时，会迅速耗尽可用的临床样本和实验室资源。此外，HAI和MN需要活病毒培养，而这类培养仅在专业实验室中才能进行。

蛋白质微阵列可能包含多达数千种抗原，这些抗原被点样在硝酸纤维素包被的载玻片上，如图1所示，能够满足这一需求¹²。这些微阵列可实现高通量制备和检测，同时仅需少量临床样本，即可定量测定样本中针对阵列上每种单独抗原的抗体同种型/亚型水平。这种抗原发现方法已应用于多种传染病病原体的诊断和疫苗研发¹³。迄今为止，我们已为超过35种病原体制备了蛋白质微阵列，包含总计超过60,000种表达蛋白，并利用这些阵列检测了来自感染者和对照个体的超过30,000份人血清样本。近期开发的一种便携式微阵列成像平台使该技术对终端用户更加便捷易用¹⁴。

在该领域多位研究者先前大量工作的基础上^{15,16,17,18,19}，近期开发出一种流感蛋白微阵列，包含超过250种纯化的血凝素（HA）抗原变异体，覆盖全部18个亚型^12,20。利用该方法，研究发现自然流感感染可诱导产生针对系统发育相关HA亚型的广谱反应性IgG和IgA抗体，而肌肉注射流感疫苗仅诱导产生亚型特异性的IgG抗体²¹。然而，在动物研究中发现，向流感疫苗中添加可激活Toll样受体的佐剂，可拓宽所诱导的IgG抗体反应，使其跨HA亚型产生应答²²。

目前，该微阵列正用于检测一项针对大学生流感感染的前瞻性队列研究中收集的血清样本。本文报道了流感抗原微阵列的方法学，并展示了在该研究部分样本中检测亚型特异性及交叉反应性抗体的实验重复性。

方案

所有人血清均根据批准的机构生物安全规程进行操作和处置，并使用个人防护装备。参与本方案的所有实验室人员均已接受生物安全和科研伦理培训。

1. 制备流感抗原微阵列

1. 设计并获取用于微阵列的抗原组
   1. 获取以冻干粉形式存在的表达并纯化的蛋白质抗原。
2. 将抗原点样至微阵列芯片上
   1. 用含0.001% Tween-20的磷酸盐缓冲液（T-PBS）将每种冻干抗原重悬至浓度为0.1 mg/mL。将每种重悬后的抗原各10 μL转移至未经处理的384孔平底板的独立孔中。
   2. 使用微阵列点样仪（本研究中所用的微阵列点样仪已不再商业化供应，参见讨论部分）和低体积微阵列点样针，通过毛细作用和直接接触的方式，将抗原吸入样品通道并沉积到16区硝酸纤维素包被的玻片上。
      1. 在点样软件（例如Gridder）中设置源板配置和点样参数。
         1. 使用下拉菜单选择将与此点样方法配合使用的板类型名称。本研究中使用未经处理的384孔平底板。
         2. 点击板数量旁边的文本框，并输入本点样方案中将使用的样本板数量。本研究中使用1块板。
         3. 选择本方法所用的点样针配置。本研究中使用8针配置。
         4. 确保原点偏移量为玻片原点（在管理部分已校准）与点样针开始在玻片上点样的位置之间的距离（X和Y方向）。
         5. 使用阵列设计选项卡，定义阵列的大小和形状（点间距及每个子阵列的点数）。本研究中，在16区玻片上以18×18格式打印324个点（直径180 μm，间距300 μm），使用8根点样针。
         6. 设置点样针吸取和分配样品的参数。本研究中，每根针吸取250 nL抗原溶液，并在40个点上各打印1 nL（8根针共打印20张玻片）。
         7. 配置点样针清洗程序和吸干程序。本研究中，每根针打印抗原后，浸入超声清洗容器中的无菌ddH₂O中，然后吸取下一个抗原。
         8. 定义样本区块在玻片上的打印顺序。阵列软件将生成一个带注释的网格索引（.gal）文件，以描述每个微阵列中抗原的排列方式。
            注：最上一行用于定位标记（在成像所用的所有波长下均具有荧光，例如本研究中使用Qdot 585 nm链霉亲和素偶联物和Qdot 800 nm链霉亲和素偶联物的混合物），以便在成像过程中对齐网格。对于长时间的点样运行，可通过反复吹打并离心源板中的抗原以定期重新混悬，或准备并使用新的源板。
   3. 将未探针处理的微阵列玻片放入避光盒中，并在室温下的干燥柜中长期保存。
      注：本步骤可无限期暂停。
3. 进行质量控制检测（需含多聚组氨酸标签）
   1. 将玻片连接至探针反应室，并按照步骤2.1.1–2.1.2所述方法用封闭缓冲液重水化，如图2所示。
   2. 将小鼠单克隆多聚-His抗体用滤过的1×封闭缓冲液按1:100稀释。
      注：若直接使用非纯化的蛋白质抗原（例如在体外转录翻译系统中表达的蛋白）进行微阵列点样，则需在用于血清稀释的封闭缓冲液中加入蛋白表达系统的组分（例如E. coli裂解液），比例为1:10，以封闭针对这些组分的抗体。
   3. 在吸除封闭液后，向每个含有阵列区的玻片反应室中加入100 μL稀释后的多聚-His抗体，于室温孵育2小时或4 °C过夜，同时在摇床上振荡。随后按步骤2.2.1所述用T-TBS缓冲液洗涤3次。将生物素标记的山羊抗小鼠IgG二抗用封闭缓冲液按1:200稀释，吸除液体后每孔加入100 μL，于室温在摇床上孵育1小时。再用T-TBS缓冲液洗涤3次。
   4. 将Qdot 585 nm链霉亲和素偶联物用封闭缓冲液稀释至4 nM，吸除液体后每孔加入100 μL，于室温在摇床上孵育1小时。用T-TBS缓冲液洗涤3次，再用TBS缓冲液（不含Tween）洗涤一次。
   5. 按照步骤2.2.5 – 3.1.2所述方法拆卸并定量分析玻片。
      注：蛋白质抗原必须含有His₁₀标签才能使用此质量控制方案。或者，若含有其他标签，也可使用针对该标签的抗体或配体进行质量控制检测。

2. 使用微阵列检测血清中的流感抗体

1. 在微阵列上孵育血清以实现抗体结合
   1. 使用夹子将微阵列玻片固定到孵育腔室中，并按 图3 所示方式放入框架中。
      注意：操作过程中应始终避免用手或器械接触微阵列垫片区域。确保玻片放置方向为垫片面朝上，且右上角的小缺口位于正确位置。
   2. 每孔加入100 μL过滤后的1×封闭缓冲液对微阵列玻片进行再水化处理，并在100 μL封闭缓冲液中将血清按1:100稀释（可使用未经处理的96孔板或2 mL离心管）。将再水化的微阵列玻片和稀释后的血清分别置于加盖的框架中，在室温下以100–250 rpm的转速于摇床上孵育30分钟。后续所有孵育步骤均以相同条件在摇床上进行。
      注意：血清应分装后于-80 °C冷冻保存，以尽量减少冻融循环次数；使用前需涡旋混匀并离心去除颗粒物。在此步骤期间及之后应仔细观察玻片腔室，及时发现可能导致漏液的问题并重新组装腔室。
   3. 使用连接真空泵并配有二级收集瓶的移液器吸头，小心地从每个腔室的角落吸除封闭缓冲液，注意勿触碰垫片区域。后续所有吸除步骤均以此法操作。吸除缓冲液后应迅速向垫片区域加入稀释后的血清，防止垫片干燥。
   4. 将加盖的框架放入托盘中，并置于一个带有湿润纸巾的密闭次级容器内，以防止蒸发。在4 °C条件下于摇床中过夜孵育（也可选择在室温下以100–250 rpm的转速于旋转摇床上孵育2小时）。
2. 使用量子点标记的二抗对结合的血清抗体进行标记
   1. 按照上述方法小心吸除腔室中的血清，每孔加入100 μL T-TBS缓冲液（20 mM Tris-HCl，150 mM NaCl，0.05% Tween-20，溶于ddH₂O中，调pH至7.5后过滤；可购买商用产品），在100–250 rpm的旋转摇床上孵育5分钟。重复该洗涤步骤共3次（后续所有洗涤步骤均以此法进行）。
   2. 将二抗用封闭缓冲液稀释至终浓度1 μM，配制混合液，并在使用前及使用过程中通过反复吹打充分混匀，以保持溶液均一性。
      注意：为保证实验的可重复性，所有需进行定量数据比较的实验应使用同一批次的每种二抗。二抗的具体浓度可能需根据其亲和力进行调整；若有说明书，应优先遵循生产商提供的操作指南。
   3. 最后一次洗涤后吸除缓冲液，每孔加入100 μL二抗混合液，在室温摇床上孵育2小时。
   4. 吸除二抗混合液，用T-TBS缓冲液洗涤3次，再用TBS缓冲液（不含Tween）洗涤1次。
   5. 小心拆卸微阵列玻片与腔室的连接，避免接触垫片区域，用过滤的ddH₂O轻轻冲洗，然后将玻片置于50 mL离心管中，在500 x g 条件下离心10分钟以干燥。
   6. 将完成探针杂交的微阵列玻片放入避光盒中，长期储存于室温下的干燥柜中。
      注意：本实验流程在此步骤处可暂停，最长可暂停1周。

3. 定量微阵列中抗体与抗原的结合

1. 可视化微阵列芯片并量化点阵荧光强度以测量抗体结合情况
   1. 使用内置软件的便携式成像仪获取微阵列芯片的图像。
      1. 在配置成像仪选项卡中，选择正确的芯片配置。本研究使用16-pad芯片。
      2. 在图像控制选项卡中，选择合适的荧光通道，并根据血清反应性调整增益、曝光时间和采集时间，以获得最佳图像。本研究中，IgA和IgG的荧光通道分别为585 nm和800 nm，成像参数设置为增益50、曝光时间500 ms、采集时间1 s。
      3. 点击采集按钮以开始图像获取过程。
         注意：只要将微阵列芯片保存在避光干燥环境中，即可在多种设置下重复成像而不导致信号衰减。若其他成像系统与芯片兼容，也可使用。
   2. 基于定位标记（fiducial markers）的方向使用网格识别阵列点，并以像素强度中位数减去点阵周围背景信号的方式测量点阵强度。使用内置成像仪软件批量执行该定量算法，该软件利用步骤1.2.2中构建的.gal文件将点阵强度与每个微阵列上的各个抗原相对应。
      1. 在文件信息面板中，通过从计算机文件夹中选择来上传.gal文件，并在分析选项部分指定分析输出文件的保存文件夹。
      2. 在图像控制选项卡中，打开一张待定量的已获取图像，并点击右上角的自动按钮。
      3. 在右下角的阵列分析部分，根据软件提示创建定位模板。
      4. 点击批量分析，选择包含待定量图像的文件夹，并选择上一步创建的定位模板。软件将逐个分析图像并量化点阵强度。
         注意：此步骤将生成一个.csv文件，其中包含量化每个血清样本中抗体与微阵列上各抗原结合的点阵强度数据，后续可在电子表格处理或数据分析软件中进行操作。
   3. 分析原始数据，比较不同抗原之间及不同血清样本之间的抗体结合情况。本研究中，在不同日期使用不同芯片进行的两次独立实验运行中，比较了以585 nm和800 nm荧光点阵强度测量的IgA和IgG抗体，并进行了相关性分析以评估检测的可重复性。
      注意：对于以表达混合物形式打印的非纯化蛋白，数据分析应首先对无DNA对照进行背景扣除。

结果

作为该实验方案的示范，在一项针对大学生流感感染的前瞻性队列研究中，采用流感抗原微阵列检测了16名个体的基线血清样本。为验证检测的可重复性，这些样本在不同玻片和不同日期分别进行了两次检测。

本研究中使用的含 His₁₀ 标签的纯化流感抗原来自商业供应商（见材料表）及合作方。这些抗原共包含251种HA抗原，其中包括63种球状头部结构域（HA1）和186种全长蛋白（HA0），后者包括96种单体HA0蛋白和90种融合了三聚化结构域（“foldon”）的三聚体HA0蛋白²³。本研究使用的所有抗原及对照的完整列表作为补充文件提供。本研究采用的二抗为与发射800 nm量子点偶联的羊抗人IgG（GAH-IgG-Q800）和与发射585 nm量子点偶联的羊抗人IgA（GAH-IgA-Q585），用于IgG和IgA抗体的多重检测，如图3所示。比较了上述临床队列血清中IgG和IgA抗体对不同亚型及分子形式的流感HA抗原的结合情况。

结果热图如图4所示，图形化表示见图5。在这些图中，仅标注了在芯片上具有高代表性的临床相关亚型，以节省空间；“+”表示其余数量较多的亚型，而次要或代表性较差的亚型则按顺序包含在内（例如H2位于H1和H3之间）。芯片上所有毒株及亚型的完整列表见补充文件。这些数据表明，针对HA头部区域的抗体具有亚型特异性，对临床常见毒株（H1N1、H3N2和B型）的抗体水平较高，而对其他毒株的抗体水平较低。然而，针对包含茎区结构的全长HA蛋白的抗体在不同亚型间具有更强的交叉反应性，且当全长HA形成三聚体时，这种交叉反应性似乎进一步增强。该结果并不意外，因为全长HA包含在不同亚型间高度保守的茎区。因此，针对非临床亚型HA（如H5和H7）的抗体很可能代表了最初由临床亚型（如H1和H3）激发产生的抗茎区抗体，这些抗体与芯片上其他HA亚型的茎区发生交叉反应。这一点说明了在芯片上同时包含HA头部区域和全长HA分子的重要性，以便区分针对头部和茎区的抗体，这两类抗体具有不同的反应性特征。

该检测在多次探测试验中表现出良好的可重复性。第二次运行结果显示，所有菌株的IgG抗体水平均略低，但各菌株之间的反应模式保持一致。这种全面性的轻微下降可能是由于IgG检测在两次运行之间更换了二抗，导致批次间存在变异，而IgA检测则未更换二抗。因此，如实验方案中所述，建议在计划进行定量比较的实验中使用同一批次的每种二抗。若因待测样本数量较多而必须使用不同批次的抗体，建议在不同抗体批次的实验运行中包含共同的样本，以便通过校正实现定量比较。

图1：蛋白微阵列示意图。 每张载玻片包含多个区域，每个区域含有一个微阵列，该阵列由数百种抗原以网格形式点样在固相表面形成，每个点位上含有一种抗原，吸附于硝酸纤维素表面的三维拓扑结构中，血清中的抗体可与这些抗原结合。 请点击此处查看此图的放大版本。

图 2：流感抗原微阵列打印与探针检测流程示意图。 从左至右依次为：在硝酸纤维素包被的载玻片上进行微阵列打印，利用量子点标记的二抗对血清中的 IgG 和 IgA 抗体进行探针检测，使用便携式成像仪对载玻片进行成像，并对结果进行分析以生成热图。 请点击此处查看该图的放大版本。

图3：将检测室固定到微阵列玻片上的操作流程。 从 A 到 F，依次将检测室以正确方向放置在玻片上方，利用两侧的水平夹具将其固定在玻片上，并将整体放入检测托盘中。请点击此处查看该图的高清版本。

图 4：流感抗原微阵列的代表性结果。热图表示抗原特异性抗体反应，每一行代表一种按分子、亚型和毒株排列的单一抗原，每一列代表一份样本的一次检测运行，按抗体同种型和运行次序排列（A，白色 = 0，黑色 = 20000，红色 = 40000 荧光强度）。抗原亚型包括血凝素（HA）1 至 18 所有亚型和神经氨酸酶（NA）1 至 10 所有亚型，垂直排列并标注于左侧。两次运行间荧光强度的比较显示，通过线性回归分析，IgA（B）和 IgG（C）均具有良好的检测重复性。请点击此处查看该图的放大版本。

图5：通过流感抗原微阵列检测的血清抗体广度。 血清IgA（A）和IgG（B）按HA和NA的分子形式与亚型分组，以展示HA头部区域抗体对临床亚型的高度特异性，以及包含柄部区域的全长HA和三聚体化全长HA抗体的高效交叉反应性。 请点击此处查看该图的高清版本。

补充文件：流感抗原微阵列上的抗原列表。 列出了芯片上全部324个点位的内容，包括空白点、定位标记、对照（人IgG和IgA，以及抗人IgG和IgA，浓度分别为0.1 mg/mL和0.3 mg/mL）以及各类抗原，并提供其来源、分子形式、亚型和毒株信息。缩写说明如下：来源中，Sino = Sino Biological Inc.，FKL = Florian Krammer实验室；分子形式中，HA1 = HA头部，HA0 = 完整HA，HA2 = HA茎部，NP = 核蛋白。对于来自Sino Biological Inc.的抗原，列出目录编号；对于来自Krammer实验室的抗原，列出抗原编号。 请点击此处下载该文件。

讨论

本文所述的流感抗原微阵列方案可适用于任何需要分析针对多种抗原的抗体反应的研究项目。该微阵列平台可用于任意选定的一组蛋白抗原，这些抗原可在任意表达系统中表达，只要能达到0.1 mg/mL或更高的产量，无论是否经过纯化，具体方法如前所述¹²。如果直接使用未纯化的蛋白抗原（例如在体外转录和翻译系统中表达的蛋白）打印微阵列，则应在用于稀释血清和质量控制抗体的封闭缓冲液中按1:10的比例加入蛋白表达系统的组分（例如E. coli裂解物），以封闭针对这些组分的抗体。载玻片的布局可选择每张载玻片上数量较少但面积较大的点阵，以便在每个阵列上容纳更多的抗原。在本研究中，我们使用了GeneMachines OmniGrid 100微阵列打印机，该仪器采用直接接触硝酸纤维素表面的针头在阵列上点样。尽管该微阵列打印机目前已不再 commercially available，但本方案中也可使用其他 commercially available 的微阵列打印机，不过可能需要定制针头（接触式或非接触式）和配套软件，并应具备足够的点样分辨率以及与载玻片和成像仪的兼容性。根据血清的反应性，可使用1:50至1:400的稀释比例。可使用无血清缓冲液作为阴性对照，而已知可结合抗原的单克隆抗体则可作为阳性对照。

用户应注意一些故障排除问题。使用抗His标签抗体进行质量控制检测的目的是检查是否存在打印不成功的抗原。在多次芯片的质量控制检测中，若某些点 consistently 信号较低，可能表示该抗原打印量不足。可能的原因包括抗原在源板中发生聚集或沉淀，或由于硝酸纤维素垫厚度不均导致打印针与芯片载玻片接触不良。目前，我们并未根据质量控制检测的定量结果进行检测标准化，因为抗His抗体的结合信号受到His标签可及性的影响，而后者取决于每种抗原特有的三维构象。

流感抗原微阵列相较于传统方法（如ELISA）具有多项优势，并可与血凝抑制（HAI）和微中和（MN）等功能检测方法相互补充。这种16-pad蛋白微阵列是一种节省样本的技术，仅需1 µL血清即可同时检测针对约300种抗原的多种同种型抗体。通过减少每张芯片上的pad数量，抗原数量可扩展至数千种。该多重检测方法还节省人力和耗材资源，可在2天内完成对数百份血清样本的抗体检测，且除芯片和试剂外的所有材料均可重复使用，因而不会产生大量塑料废弃物。

尽管微阵列打印机尚未广泛普及，但微阵列玻片可在集中地点制备后运输至最终用户处进行杂交检测。进行杂交检测所需的唯一设备是低成本且便携的成像仪。本方案的推广目标是使该技术的应用更加广泛。

流感抗原微阵列的主要局限性在于无法表征所检测抗体的功能及其结合动力学。该微阵列检测的是针对每种抗原的一组多克隆结合抗体，这些抗体在血凝抑制（HAI）和微量中和（MN）试验中可能具有病毒中和功能，也可能不具有。然而，HAI和MN试验需要使用活病毒培养，因而必须在配备高级别生物安全柜的专门设施中进行，以检测针对禽流感亚型的抗体；相比之下，蛋白微阵列不涉及活病毒成分，因此可在任何基础实验室中使用。在结合动力学方面，仅使用单一浓度的每种抗原微阵列探测单次稀释的血清样本，只能获得一个数据点，该数据点反映了所有结合该抗原的抗体在数量和亲和力上的综合效应。要全面解析抗原-抗体结合动力学，需要采用多种抗原浓度和/或血清的系列稀释。

尽管存在这些局限性，流感抗原微阵列仍是一种有用的工具，可用于表征流感抗体在抗原图谱中的广度，从而补充那些通量较低且可及性较差的功能性检测方法。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
16孔硝酸纤维素包被玻片	Grace Bio Labs	305016
1× GVS FAST 封闭缓冲液	Fischer Scientific	10485356
ArrayCam 便携式成像仪	Grace Bio Labs	400S	若其他成像设备能够达到微阵列斑点的分辨率，并兼容量子点的激发和发射波长，也可用于玻片的可视化。
生物素标记的山羊抗小鼠IgG抗体	Thermo Fischer	31800
HiBase 384孔板	Greiner Bio-One	T-3037-11
微阵列点样针	ArrayIt	GMP2	不同型号的微阵列打印机可能需要配套的专用点样针。
小鼠单克隆多聚组氨酸抗体	Sigma-Aldrich	H1029
OmniGrid 100 微阵列打印机	GeneMachines		本研究中使用的微阵列打印机型号目前已不再商业化供应，但Digilab（美国霍普金顿）推出的更新型号OmniGrid Accent微阵列打印机功能类似，且大多数市售微阵列打印机均可按照相同实验方案操作。
ProPlate 玻片孵育室	Grace Bio Labs	246890
ProPlate 玻片夹	Grace Bio Labs	204838
ProPlate 玻片框架	Grace Bio Labs	246879
585 nm量子点标记的山羊抗人IgA抗体	Grace Bio Labs	110620
585 nm量子点标记的链霉亲和素偶联物	Thermo Fischer	Q10111MP
800 nm量子点标记的山羊抗人IgG抗体	Grace Bio Labs	110610