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方法文章

一种量化栖息于叶片的节肢动物的方法

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DOI:

10.3791/60110

2019年10月20日

本文内容

摘要

我们介绍了一种通过将叶片和枝条末端密封在袋中、剪下并冷冻装有材料的袋子,然后将先前冷冻的材料在水中冲洗,以将节肢动物与基质分离并进行定量的方法。

摘要

陆生节肢动物在我们的环境中起着重要作用。为了获得精确的指数或密度估计,需要采用具有高检测概率和已知采样面积的方法来量化节肢动物。尽管大多数已描述的方法能够提供定性或半定量的估计,足以用于描述物种的存在、丰富度和多样性,但其中很少有方法具备足够一致的检测概率以及已知或一致的采样面积,从而无法提供足够精确的指数或估计以检测不同环境、空间或时间变量下丰度的差异。我们介绍了一种通过将叶片和枝条末端密封在袋中、剪下并冷冻装袋材料,然后将先前冷冻的材料在水中冲洗,从而将节肢动物与基质分离并进行定量的方法,以量化栖息于叶片上的节肢动物。正如我们所展示的,该方法可在景观尺度上应用,以足够精确地量化叶栖节肢动物,进而检验并描述空间、时间、环境和生态变量如何影响节肢动物的丰富度和丰度。本方法使我们能够检测到常见于美国东南部落叶林中的5个树属之间,叶栖节肢动物在密度、丰富度和多样性方面的差异。

引言

陆生节肢动物在我们的生态系统中发挥着重要作用。除了具有科学研究价值外,节肢动物对农作物、园艺植物和天然植被可能产生有害或有益的影响,同时在食物网中也承担着重要的营养级功能。因此,了解影响节肢动物群落形成和丰度的因素,对于研究群落动态并管理食虫生物的农民、害虫防治管理者、植物生物学家、昆虫学家、野生动物生态学家以及保护生物学家而言至关重要。研究影响节肢动物群落结构和数量的因素通常需要捕获个体样本。捕获技术一般可分为定性技术,仅用于检测物种的存在,以估算物种分布范围、丰富度和多样性;或半定量与定量技术,可用于获得分类群内个体数量和密度的指数或估计值。

仅能推断物种存在性或群落结构的定性技术具有未知或本质上较低的检测概率,或者无法提供关于检测概率和采样面积大小的推断。由于这些技术的检测概率较低,与检测相关的变异性使得无法足够精确地推断解释变量对节肢动物种群参数的影响。用于估计物种存在的定性技术包括吸气采样法1、灯光诱捕法2、羽化诱捕法3、根部取食痕迹4、盐水管道法5、诱饵法6、信息素诱捕法3、陷阱法7、马氏网法8、窗式诱捕法9、吸捕器法10、振落托盘法11、蜘蛛网观察法12、潜叶痕迹、虫粪13、节肢动物虫瘿14以及植被和根部损伤情况15

此外,半定量和定量技术可使研究人员估算或至少一致地采集特定样区的样本,并估计检测概率,或假设检测概率无方向性且足够充分,从而不会掩盖研究人员检测丰度在空间或时间上变化的能力。半定量和定量技术包括扫网法16、吸力或真空取样法17、系统性计数可见节肢动物18、粘虫陷阱19、多种罐型陷阱20、出入口或羽化孔计数21、化学击落法22、彩色粘虫和盛水陷阱23,以及枝条套袋和剪枝法24

近期人类活动引起的气候变化和干扰模式改变已导致植物群落发生显著变化,使得植物群落物种组成与节肢动物群落之间的相互作用成为当前研究的热点领域。了解节肢动物群落如何随植物物种组成的变化而变化,是评估植物群落变化可能带来的经济和环境影响的关键环节。为此,亟需采用半定量或定量的方法,以足够的精确度来量化节肢动物的丰度,从而检测不同植物物种之间的差异。本文介绍了一种用于评估栖居于叶片上的节肢动物的指数方法,该方法在投入合理工作量的前提下,能够以足够的精确度识别出北美东南部落叶林中常见的5个树种分类群之间在个体数量和生物量、多样性及丰富度方面的差异25。该方法所提供的精确度足以用于估算节肢动物丰度,进而推断由于人为改变干扰模式所导致的森林植物群落物种组成变化如何影响节肢动物群落结构,并可能进一步影响高营养级食虫鸟类和哺乳动物的丰度与分布。更具体而言,我们采用了一种经改进的套袋法(最初由Crossley等人提出24),估测了栖居于叶面的节肢动物密度,并检验了如下预测:相较于生长较慢、生境更湿润的树种,生长较快、更耐旱的树种其叶片上的节肢动物在多样性、丰富度和丰度方面存在可检测的差异。本文旨在提供该技术的详细操作步骤。

本研究在伊利诺伊州南部的肖尼国家森林(SNF)进行。SNF 是一片面积为 115,738 公顷的森林,位于欧扎克地区和肖尼山自然分区的中部硬木林区26。该森林由多种林型镶嵌组成,其中 37% 为橡树/山核桃林,25% 为混合高地硬木林,16% 为山毛榉/枫树林,10% 为低地硬木林。在高地干燥区域,SNF 以次生橡树/山核桃林为主;而在受庇护的中生山谷中,则主要分布着糖槭、美国山毛榉和鹅掌楸(Liriodendron tulipifera27,28

该方法的样地选择将取决于研究的总体目标。例如,我们最初研究的主要目标是通过比较湿润适应型与干旱适应型树种群落中栖息于叶片上的节肢动物群落指标,来揭示树种群落变化如何影响更高营养级的生物。因此,我们的主要目标是量化位于干旱或湿润树种群落内的单株树木上的节肢动物群落。我们利用ArcGIS 10.1.1中的美国林务局(USFS)林分覆盖图(allveg2008.shp),沿从以橡树/山核桃树(xeric)到以山毛榉/枫树(mesic)为主的梯度,选择了22个研究样地。为避免潜在的混杂效应,我们依据以下标准筛选样地:不位于河岸带区域、面积≥12公顷,并且位于连续的高地落叶林生境中(即海拔高于120米)。所有样地均位于丘陵地形中,包含树龄>50年的成熟树木,因此具有相似的坡度和坡向。山毛榉/枫树样地边界根据树种群落的过渡情况进行划分,而橡树/山核桃树样地边界则通过SNF覆盖图和ArcGIS 10.1.1人为划定。所有样地均为未受冰川作用影响地形中的大片森林区块;其树种组成上的差异并非由景观位置不同所致,而是过去土地利用方式(如皆伐或选择性采伐)的代表性体现。我们通过将每个研究样地的独立多边形矢量文件上传至手持式全球定位系统(GPS)并实地验证树种组成,对地图进行了地面校验。在每个样地内,我们随机选取了5个采样点。在每个点上,于2014年5月23日至6月25日期间的0600−1400时对三棵树进行采样。为定位采样树木,我们从植被点向外30米半径范围内搜索,直至找到胸径>20 cm且枝条高度适合采样的成熟树木。通常,选取最靠近中心点的三棵成熟树木进行采样,这三棵树分别代表我们关注的五个属(Acer, Carya, Fagus, Liriodendron,Quercus)中的三个。

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方案

1. 在前往野外之前构建采样装置

  1. 使用断线钳、大型剪线钳或电动研磨盘,将30厘米高的金属丝番茄笼底部切除约三分之一,使其长度约为55厘米。
  2. 取两根由铝材或类似半刚性材料制成的50厘米长支撑杆,作为番茄笼最大一端两侧的连接杆和支撑件。从一端起38厘米处,使用台式台钳或大型夹持工具(如管钳)将支撑杆弯成约30˚的夹角。使用扎带以及布基胶带或电工胶带,将每根连接杆的较长端固定在番茄笼相对的两侧,确保胶带在笼体和杆上缠绕至少6厘米。务必多次缠绕胶带,以确保番茄笼永久牢固地固定在杆上。
  3. 将两根连接杆的另一端分别固定在可伸缩杆的末端相对两侧,使用扎带以及布基胶带或电工胶带进行固定。与之前相同,需多次缠绕胶带,确保其永久固定,并使胶带在杆和伸缩杆上重叠至少6厘米。固定时务必确保番茄笼开口端与伸缩杆末端紧密接触。
  4. 使用扎带以及电工胶带或布基胶带,将番茄笼直接固定在杆的末端。在番茄笼开口处距离先前安装的杆90˚的位置,安装三段钩环扣带。
    注意:这些扣带稍后将用于保持收集袋的开口状态。

2. 包裹枝条

  1. 连接 2 在袋子的外侧开口处粘贴魔术贴,使其与笼子开口处的魔术贴对齐。这些魔术贴用于在将袋子覆盖到样本枝条时固定袋口位置。确保魔术贴对齐,使得当袋子插入并固定后,袋体的拉绳开口方向与伸缩杆平行。
  2. 在金属番茄支架内放入一个约49升的厨房垃圾袋。在袋底两侧各放置一个鳄鱼夹,并将夹子同时固定在垃圾袋和金属支架上,使袋子紧贴支架。在袋子顶部重复相同操作,将一个鳄鱼夹连接到拉绳和支架上,位置与立柱相对。 
  3. 将伞绳连接到  将袋子的抽绳靠近杆子的一端固定。剪四段4厘米长的塑料或硬橡胶管,用胶带或电工胶带在四个位置固定。第一段应放置在杆子的延伸部分,距离靠近番茄笼一端的杆子末端约0.5米处。  剩余的3个应等间距地放置在延长杆底段,起始位置距底段顶部约5 cm处(即分别位于顶部、中部和底部各一个)。将未连接袋子的一端伞绳穿过塑料管。
  4. 对于每棵样本树,使用随机数生成器选择一个采样高度,该高度应在伸缩杆完全伸展时的长度范围内。使用随机数生成器选择一个距树干的采样距离。确定一个符合该高度和距离条件、能够放入采样袋中且对叶片干扰最小的枝条。
  5. 将采样杆抬升至与目标枝条平行的高度。迅速将采集袋套住枝条,然后快速拉动连接在袋口收绳上的伞绳,以封闭袋子。在首次操作前应先练习数次,以熟练掌握技巧,高效地将枝叶收入袋中,同时尽量减少对叶片的扰动。
  6. 由第二人使用伸缩修枝剪在袋子开口附近的枝条位置进行剪切。小心将样本袋取下并迅速拉紧袋口的束绳以封闭袋子。应尽快完成装袋、剪切和封口操作,以防止昆虫逃逸。
  7. 将装有枝条的袋子存放在冰箱中,直至准备进行实验室节肢动物分析。

3. 节肢动物分析

  1. 手持装有样本枝条的冷冻袋,保持直立,轻轻摇晃袋内的枝条,使节肢动物落入袋中。小心取出枝条,放入大型收集盘中冲洗,以去除残留的节肢动物。将袋内剩余物质倒入收集盘中。清除所有非节肢动物的杂质。
  2. 将节肢动物按所需的分类单元进行分组,并注意区分幼虫与成虫。
  3. 根据需要对节肢动物进行定量。若需测定生物量,可测量节肢动物的体长,并利用已发表的体长-质量对照表估算生物量;或者将节肢动物置于小型干燥盘中,在45 °C的干燥箱内烘干24小时,然后用电子天平称重。

4. 密度估算

  1. 为估算密度并控制树种内及不同树种间样本的叶片结构和叶片密度差异,可采用以下任一方法:
  2. 统计每个样本中叶片的数量,并测量其表面积。
  3. 将叶片置于干燥箱中,在 45 °C 下干燥 48 小时,然后用电子天平称重。
  4. 测量样本中所有木质枝条的长度。
    注意:节肢动物群落在昼夜之间存在差异,因此采样应覆盖整个推断时间段。

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结果

我们从构成5个树组的323棵独立树木中采集了626个样本。对于每米采样枝条的节肢动物总生物量估计值,5个树组的均值标准误介于12%至18%之间(表1)。该精度足以检测不同树组之间的差异以及生物量随日期的二次变化25。在估计功能群多样性时,该方法提供了更高的精度,如节肢动物功能群多样性(H')的标准误在5个树组中仅为均值多样性的3%至7%(表1)。此精度水平足以检测5个树组之间的多样性差异25。丰富度估计值的精度也非常好,5个树组间的丰富度标准误为均值的3%至7%(表1)。该精度足以识别不同树组间的差异、丰富度与日期之间的二次关系、随树体高度增加而丰富度下降的趋势,以及节肢动物丰富度与距树干距离之间的正相关关系25

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讨论

准确量化节肢动物群落的两个必要条件是相对较高的检测概率以及已知或一致的采样面积。在对节肢动物进行采样时,检测概率低于100%的原因可能是节肢动物个体避开了陷阱,也可能是部分被捕获的个体在后续处理过程中未被发现。拦截飞行节肢动物的拦截器陷阱(如马氏网/窗式陷阱、粘性陷阱等)似乎是目前在森林冠层中统计节肢动物群落最常用的方法29,30,31。这类陷阱可广泛布设于冠层中,能有效拦截飞行的节肢动物,通常可在较长时间(数周或数月)内保持节肢动物样本的完整性,以便后续鉴定与定量分析29,30,31,但它们在捕获爬行节肢动物方面的能力通常有限31。使用光源或信息素吸引节肢动物的拦截器陷阱还存在其他局限性,例如仅能捕获夜间飞行的种类,且...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

作者感谢美国农业部林业局通过美国林业局协议13-CS-11090800-022为本项目提供资助。我们感谢J. Suda、W. Holland等人在实验室工作中提供的协助,以及R. Richards在野外工作中的协助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
13 加仑垃圾袋格拉德78374
铝棒格雷格纳48ku20
普鲁纳Bartlet 树艺供应公司pp-125b-2stick
伸缩杆BESTPF620
番茄支撑架吉尔伯特和贝内特42英寸镀锌

参考文献

  1. Arnold, A. J. Insect sampling without nets, bags, or filters. Crop Protection. 13, 73-76 (1994).
  2. Roberts, R. J., Campbell, A. J., Porter, M. R., Sawtell, N. L. Funturations in the abundance of pasture scarbs in relation to Eucalyptus trees. Proceeding of the 3rd Australian Conference on Grassland Invertebrate Ecology. Lee, K. E. , SA Government Printer. Adelaide. 75-79 (1982).
  3. Southwood, T. R. E., Henderson, P. A. Ecological Methods. , Blackwell Science. Oxford. (2000).
  4. Masters, G. J. Insect herbivory above- and belowground: individual and joint effect on plant fitness. Ecology. 79, 1281-1293 (1995).
  5. Stewart, R. M., Kozicki, K. R. DIY assessment of leatherjacket numbers in grassland. Proceedings of the crop protection in North Britain Conference. , Scottish Crop Research Institute. Dundee. 349-353 (1987).
  6. Ward, R. H., Keaster, A. J. Wireworm baiting: use of solar energy to enhance early detection of Melanotus depressus, M. verberans, and M. mellillus in Midwest cornfields. Journal of Economic Entomology. 70, 403-406 (1977).
  7. Barber, H. S. Traps for cave inhabiting insects. Journal of the Elisha Michell Scientific Society. 46, 259-266 (1931).
  8. Malaise, R. A new insect trap. Entomologisk Tidskrift. 58, 148-160 (1937).
  9. Peck, S. B., Davis, A. E. Collecting small beetles with large-area "window traps". Coleopterists Bulletin. 34, 237-239 (1980).
  10. Taylor, L. R. An improved suction trap for insects. Annals of Applied Biology. 38, 582-591 (1951).
  11. White, T. C. R. A quantitative method of beating for sampling larvae of Selidosema suavis (Lepidoptera: Geometridae) in plantations in New Zealand. Canadian Entomologist. 107, 403-412 (1975).
  12. Ozanne, C. M. Techniques and methods for sampling canopy insects. Insect Sampling in Forest Ecosystems. Leather, S. R. , Blackwell Publishing. Malden, MA. 146-167 (2005).
  13. Sterling, P. H., Hambler, C. Coppicing for conservation: do hazel communities benefit?. Woodland conservation and research in the Clay Veil of Oxfordshire and Buckinghamshire. Kirby, K., Wright, F. J. , NCC. Peterborough. 69-80 (1988).
  14. Fidgen, J. G., Teerling, C. R., McKinnon, M. L. Intra- and inter-crown distribution of eastern spruce gall adelgid, Adelges abietis (L.), on young white spruce. Canadian Entomologist. 126, 1105-1110 (1994).
  15. Prueitt, S. C., Ross, D. W. Effect of environment and host genetics on Eucosma sonomana (Lepidopter; Tortricidae) infestation levels. Environmental Entomology. 27, 1469-1472 (1998).
  16. Gray, H., Treloar, A. On the enumeration of insect populations by the method of net collection. Ecology. 14, 356-367 (1933).
  17. Dietrick, E. J. An improved backpack motor fan for suction sampling of insect populations. Journal of Economic Entomology. 54, 394-395 (1961).
  18. Speight, M. R. Reproductive capacity of the horse chestnut scale insect, Pulvinaria regalis Canard (Hom., Coccidae). Journal of Applied Entomology. 118, 59-67 (1994).
  19. Webb, R. E., White, G. B., Thorpe, K. W. Response of gypsy moth (Lepidoptera: Lymantriidae) larvae to sticky barrier bands on simulated trees. Proceeding of the Entomological Society of Washington. 97, 695-700 (1995).
  20. Agassiz, D., Gradwell, G. A trap for wingless moths. Proceedings and Transactions of the British Entomological and Natural History Society. 10, 69-70 (1977).
  21. Lozano, C., Kidd, N. A. C., Jervis, M. A., Campos, M. Effects of parasitoid spatial hererogeneity, sex ratio and mutual interaction between the olive bark beetle Phloeotribus scarabaeoides (Col. Scolytidae) and the pteromalid parasitoid Cheiropachus quardrum (Hum. Pteromalidae). Journal of Applied Entomology. 121, 521-528 (1997).
  22. Roberts, H. R. Arboreal Orthoptera in the rain forest of Costa Rica collected with insecticide: a report on grasshoppers (Acrididae) including new species. Proceedings of the Academy of Natural Sciences, Philadelphia. 125, 46-66 (1973).
  23. Disney, R. H. L., et al. Collecting methods and the adequacy of attempted fauna surveys, with reference to the Diptera. Field Studies. 5, 607-621 (1982).
  24. Crossley, D. A. Jr, Callahan, J. T., Gist, C. S., Maudsley, J. R., Waide, J. B. Compartmentalization of arthropod communities in forest canopies at Coweeta. Journal of the Georgia Entomological Society. 11, 44-49 (1976).
  25. Sierzega, K. P., Eichholz, M. W. Understanding the potential biological impacts of modifying disturbance regimes in deciduous forests. Oecologia. 189, 267-277 (2019).
  26. Schwegman, J. The natural divisions of Illinois. Guide to the vascular flora of Illinois. Mohlenbrock, R. H. , Southern Illinois University Press. Carbondale, IL. 1-47 (1975).
  27. Fralish, J. S., McArdle, T. G. Forest dynamics across three century-length disturbance regimes in the Illinois Ozark hills. American Midland Naturalist. 162, 418-449 (2009).
  28. Thompson, F. R. The Hoosier-Shawnee Ecological Assessment. General Technical Report. NC-244. , 3rd Edition, U.S. Department of Agriculture, Forest Service, North Central Research Station. St. Paul, MN. (2004).
  29. Townes, H. A light-weight Malaise trap. Entomological News. 83, 239-247 (1972).
  30. Wilkening, J., Foltz, J. L., Atkonson, T. H., Connor, M. D. An omnidirectional flight trap for ascending and descending insects. Canadian Entomologist. 113, 453-455 (1981).
  31. Basset, Y. A composite interception trap for sampling arthropods in tree canopies. Australian Journal of Entomology. 27, 213-219 (1988).
  32. Bowden, J. An analysis of factors affecting catches of insects in light traps. Bulletin of Entomological Research. 72, 535-556 (1982).
  33. Müller, J., et al. Airborne LiDAR reveals context dependence in the effects of canopy architecture on arthropod diversity. Forest Ecology and Management. 312, 129-137 (2014).
  34. Mound, L. A., Waloff, N. The components of diversity. Diversity of Insect Faunas. , Symposia of the Royal Entomological Society of London No. 9. 19-40 (1978).
  35. Southwood, T. R. E., Moran, V. C., Kennedy, C. E. J. The assessment of arboreal insect fauna-comparisons of knockdown sampling and faunal lists. Ecological Entomology. 7, 331-340 (1982).
  36. Majer, J. D., Recher, H. F. Invertebrate communities on Western Australian eucalypts: a comparison of branch clipping and chemical knockdown. Australian Journal of Ecology. 13, 269-278 (1988).
  37. Basset, Y. The arboreal fauna of the rainforest tree Argyrodendron actinophyllum as sampled with restricted canopy fogging: composition of the fauna. Entomologist. 109, 173-183 (1990).
  38. Majer, J. D., Recher, H., Keals, N. Branchlet shaking: a method for sampling tree canopy arthropods under windy conditions. Australian Journal of Ecology. 21, 229-234 (1996).
  39. Moir, M. L., Brennan, K. E. C., Majer, J. D., Fletcher, M. J., Koch, J. M. Toward an optimal sampling protocol for Hemiptera on understorey plants. Journal of Insect Conservation. 9, 3-20 (2005).
  40. Johnson, M. D. Evaluation of arthropod sampling technique for measuring food availability for forest insectivorous birds. Journal of Field Ornithology. 71, 88-109 (2000).
  41. Cooper, R. J., Whitmore, R. C. Arthropod sampling methods in ornithology. Studies in Avian Biology. 13, 29-37 (1990).
  42. Cooper, N. W., Thomas, M. A., Garfinkel, M. B., Schneider, K. L., Marra, P. P. Comparing the precision, accuracy, and efficiency of branch clipping and sweep netting for sampling arthropods in two Jamaican forest types. Journal of Field Ornithology. 83, 381-390 (2012).
  43. Schowalter, T. D., Webb, J. W., Crossley, D. A. Jr Community structure and nutrient content of canopy arthropod in clearcut and uncut forest ecosystems. Ecology. 62, 1010-1019 (1981).
  44. Majer, J. D., Recher, H. F., Perriman, W. S., Achuthan, N. Spatial variation of invertebrate abundance within the canopies of two Australian eucalypt forests. Studies in Avian Biology. 13, 65-72 (1990).
  45. Beltran, W., Wunderle, J. M. Jr Temporal dynamics of arthropods on six tree species in dry woodlands on the Caribbean Island of Puerto Rico. Journal of Insect Science. 14, 1-14 (2014).
  46. Schowalter, T. D., Crossley, D. A. Jr, Hargrove, W. Herbivory in forest ecosystems. Annual Review of Entomology. 31, 177-196 (1986).
  47. Summerville, K. S., Crist, T. O. Effects of timber harvest on Lepidoptera: community, guild, and species responses. Ecological Applications. 12, 820-835 (2002).
  48. Barbosa, P., et al. Associational resistance and associational susceptibility: having right or wrong neighbors. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 40, 1-20 (2009).
  49. Burns, R. M., Honkala, B. H. Silvics of North America: Vol 2. Hardwoods. Agriculture Handbook 654. , U.S. Department of Agriculture Forest Service. Washington, D.C. (1990).

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