需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

大鼠颈动脉压力控制节段性球囊损伤联合血管外膜周围治疗应用

5.1K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/60473

⸱

2020年7月9日

 , 
1Department of Surgery, Division of Vascular Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Center for Nanotechnology in Drug Delivery, University of North Carolina at Chapel Hill, 3Curriculum in Toxicology & Environmental Medicine, University of North Carolina at Chapel Hill, 4Department of Cell Biology & Physiology, University of North Carolina at Chapel Hill, 5McAllister Heart Institute, University of North Carolina at Chapel Hill

本文内容

摘要

大鼠颈动脉球囊损伤模型模拟了临床上为恢复动脉粥样硬化血管血流而实施的血管成形术。该模型通过扩张动脉壁并剥脱内膜层的内皮细胞，诱发动脉损伤反应，最终导致血管重塑和内膜增生性反应。

摘要

心血管疾病仍然是全球范围内导致死亡和残疾的首要原因，部分归因于动脉粥样硬化。动脉粥样硬化斑块会缩小动脉的管腔表面积，从而减少向器官和远端组织输送的充足血流。临床上，血管重建手术（如球囊血管成形术，可联合或不联合支架植入）旨在恢复血流。尽管这些手术可通过减轻斑块负荷来恢复血流，但它们会对血管壁造成损伤，进而引发动脉修复反应。这种持续较久的修复反应会导致动脉再狭窄，即管腔再次变窄，最终限制了这些血管重建手术的长期疗效。因此，临床前动物模型对于分析驱动再狭窄的病理生理机制至关重要，并为测试新型治疗策略提供了机会。与大型动物模型相比，小鼠模型成本更低且操作更简便。在小鼠模型中，常用的两种损伤方式为球囊损伤和导丝损伤。其中，球囊损伤模型尤其能模拟临床血管成形术过程，并对动脉造成足够损伤以诱导再狭窄的发生。本文详细描述了改良的压力控制型大鼠颈动脉球囊损伤模型的手术操作及其组织学分析方法。此外，本方案还强调了如何通过局部外膜周围给药的方式应用治疗剂以抑制新生内膜增生。最后，我们介绍了光片荧光显微镜作为一种新型三维成像技术，用于观察和可视化动脉损伤区域。

引言

心血管疾病（CVD）仍是全球最主要的死亡原因1。动脉粥样硬化是大多数心血管疾病相关发病率和死亡率的根本原因。动脉粥样硬化是指动脉内斑块积聚，导致管腔狭窄，阻碍血液向器官和远端组织正常灌注2。治疗严重动脉粥样硬化的临床干预措施包括球囊血管成形术，可选择是否联合支架置入。该操作需将球囊导管送至斑块部位，通过扩张球囊将斑块压向动脉壁，从而扩大管腔面积。然而，该过程会损伤动脉，引发动脉损伤反应3。这种损伤反应的持续激活会导致动脉再狭窄，即继发于新生内膜增生和血管重塑的再次狭窄。在血管成形术过程中，内膜层的内皮细胞被剥脱，导致血小板迅速募集并引发局部炎症。局部信号传导诱导血管平滑肌细胞（VSMC）和外膜成纤维细胞发生表型改变，进而促使这些细胞向管腔内迁移和增殖，导致新生内膜增生4,5。循环中的祖细胞和免疫细胞也参与构成再狭窄的总体体积6。在适用情况下，药物洗脱支架（DES）目前是抑制再狭窄的标准手段7。然而，DES会抑制动脉再内皮化，从而形成促血栓环境，可能导致晚期支架内血栓形成8。因此，动物模型对于理解再狭窄的病理生理机制以及开发更有效的治疗策略以延长血运重建手术的疗效至关重要。

目前已采用多种大小动物模型9来研究该病理过程。这些模型包括对动脉管腔侧进行球囊损伤3,10或导丝损伤11，以及对动脉实施部分结扎12或套管置入13。球囊损伤和导丝损伤均可去除动脉的内皮层，模拟临床上血管成形术后发生的情况。特别是球囊损伤模型所使用的工具与临床环境中的工具相似（即球囊导管）。球囊损伤最适合在大鼠模型中进行，因为大鼠动脉的尺寸适合市售的球囊导管。本文描述了一种压力可控的节段性动脉损伤方法，这是大鼠颈动脉球囊损伤模型的一种经过充分验证的改良版本。这种压力可控的方法能紧密模拟临床血管成形术操作，并可在损伤后两周内稳定地诱导新生内膜增生的形成14,15。此外，这种压力可控的动脉损伤在术后两周即可实现内皮层的完全修复16。这一点与Clowes最初描述的球囊损伤模型形成直接对比，在原始模型中，内皮层无法恢复至完全覆盖状态3。

术后可通过多种方法将治疗剂施加或靶向至受损动脉。本文所述方法采用嵌入Pluronic凝胶溶液中的小分子进行外膜周围给药。具体而言，我们在动脉损伤后立即应用含有100 μM肉桂醛的25% Pluronic-F127凝胶溶液，以抑制新生内膜增生的形成15。Pluronic-F127是一种无毒、具有温度可逆性的凝胶，能够以受控方式实现药物的局部递送17。同时，动脉损伤具有局部性，因此局部给药可在最小化脱靶效应的同时用于活性成分的测试。然而，采用该方法有效递送治疗剂的效果将取决于所使用的小分子或生物制剂的化学性质。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

本文所述所有方法均已获得北卡罗来纳大学教堂山分校机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准。

1. 术前操作

  1. 对手术器械进行灭菌。手术前将所有手术器械进行高压灭菌。若同一天进行多台手术，每次手术之间使用干珠灭菌器对器械进行灭菌。
  2. 将治疗药物配制于25% Pluronic-127凝胶中（用无菌蒸馏水稀释）。
  3. 将2F Fogarty球囊导管连接至注气装置，并将导管的球囊端置于装有生理盐水的1 mL注射器内。
  4. 将大鼠放入含5%异氟烷的麻醉诱导舱中以诱导麻醉。
    1. 从诱导舱中取出大鼠并记录其体重。使用毛发剪剃除腹侧颈部区域的毛发。
    2. 将大鼠重新放回含5%异氟烷的诱导舱中，以确保麻醉成功诱导。
  5. 将大鼠仰卧位固定于手术平台，将其面部插入鼻罩，使大鼠面部朝向术者。
    1. 将吸入麻醉维持在1.5%异氟烷。通过四只脚趾的夹趾反射验证麻醉深度。
    2. 用胶带将四肢固定于手术平台。
  6. 打开保温灯。
  7. 皮下注射阿托品（0.01 mg/kg）以减少呼吸道分泌物。
  8. 皮下注射卡洛芬（5 mg/kg）以进行预防性镇痛管理。若实验不允许使用抗炎药物，请参考步骤3.2.2和3.2.3。
  9. 使用无菌棉签将润滑性眼膏涂抹于双眼，防止角膜在手术期间干燥。
  10. 从剃毛区域中心向外，交替使用70%乙醇和碘伏以环形方式对颈部进行三次擦拭，以消毒切口部位。
  11. 沿切口线皮下浸润0.25%布比卡因。
  12. 在接触无菌手术器械和耗材前，佩戴无菌外科手套。
  13. 将所有高压灭菌的手术器械整齐摆放于无菌手术单上。
  14. 剪取三条独立的1英寸长无菌7-0 Prolene缝线。
  15. 将棉签和纱布放置于手术单上。
  16. 用无菌手术单覆盖大鼠，仅暴露已消毒的颈部区域。
  17. 在手术单上额外剪开一个小孔，以暴露部分鼻罩。该位置将用于在损伤过程中固定球囊导管。

2. 手术操作步骤

  1. 在整个手术过程中，通过监测呼吸频率（呼吸频率应保持稳定且在正常范围内）以及每15分钟进行一次足趾夹捏反应来评估麻醉深度。若呼吸频率增加或出现对足趾夹捏的反应，则暂停手术操作，并将异氟烷浓度提高至2.5%。
  2. 暴露颈总动脉（CCA）。
    1. 在大鼠下颌骨之间做一条表浅、直线、纵向的颈部切口，切口长度约为1.5–2 cm。
    2. 切开皮肤下方的结缔组织，直至暴露肌肉层。将皮下唾液腺移开，以暴露肌肉组织。
    3. 将闭合的剪刀插入肌肉层与结缔组织之间，轻轻打开剪刀并同时向上牵拉皮肤，钝性分离结缔组织与肌肉。
  3. 沿气管左侧纵向分离两层可见的肌肉（胸骨舌骨肌和胸骨乳突肌），直至观察到另一块与上述两块表浅肌肉垂直走行的第三块肌肉（肩胛舌骨肌）。
  4. 使用镊子在该垂直走行的肌肉（肩胛舌骨肌）与气管上方纵向走行的肌肉（胸骨舌骨肌）之间钝性分离出一个窗口。操作时应轻柔，避免对气管造成钝性损伤。
  5. 将镊子伸至垂直走行的肌肉下方，剪开以分离两块纵向走行的肌肉，从而暴露颈总动脉（CCA）。
  6. 解剖颈总动脉（CCA）。
    1. 在分叉附近解剖颈总动脉，直至暴露出颈内动脉（ICA）和颈外动脉（ECA）。
    2. 解剖自颈外动脉（ECA）发出的甲状腺上动脉（STA）。
    3. 使用预先剪好的Prolene缝线，在甲状腺上动脉（STA）和颈外动脉（ECA）各自的分叉处进行结扎。结扎时将大部分缝线保留在结的一侧，并用弯止血钳分别夹住每根缝线。
    4. 继续解剖颈内动脉（ICA）周围组织，将镊子伸至颈内动脉下方并环绕其走行，使用无损伤性血管夹实现远端控制。将枕动脉与颈内动脉（ICA）一同夹闭。
    5. 在分叉近端解剖颈总动脉（CCA），注意将迷走神经与颈总动脉（CCA）分离。
    6. 将镊子伸至颈总动脉（CCA）下方并环绕其走行，使用无损伤性血管夹实现近端控制。血管夹应放置在距离分叉至少5 mm的位置。
  7. 进行球囊损伤操作。
    1. 调整夹住各结扎分支动脉的弯止血钳，以暴露颈外动脉（ECA）与上级分支之间的分叉部位。
    2. 轻柔地解剖分叉处组织，然后使用显微剪刀在颈外动脉（ECA）与上级分支之间做动脉切开（动脉切口）。
    3. 使用棉签将颈总动脉（CCA）内的血液完全推出，并清洁动脉切开部位。
    4. 将未充气的球囊导管经动脉切口插入，并沿颈总动脉（CCA）推进，直至球囊近端越过分叉处。
    5. 将导管用胶带固定于鼻罩上，防止球囊在充气过程中滑出动脉。
    6. 缓慢将球囊充气至5个大气压，并在颈总动脉（CCA）内维持5分钟以诱导动脉损伤。确保在整个5分钟期间压力保持恒定。
    7. 5分钟后，放空气囊，并经动脉切口轻柔地将其从颈总动脉（CCA）中取出。
    8. 通过轻压颈总动脉（CCA）处的血管夹，冲洗颈总动脉（CCA）。注意不要移除血管夹。
    9. 在动脉切口近端结扎颈外动脉（ECA），然后移除颈总动脉（CCA）和颈内动脉（ICA）上的血管夹，以恢复经颈总动脉（CCA）至颈内动脉（ICA）的血流。确认动脉切口周围无明显出血，且颈总动脉（CCA）有搏动。
  8. 在受损的颈总动脉（CCA）周围外膜处，外周应用100 µL治疗性药物或仅Pluronic凝胶载体。具体操作为：先向颈总动脉（CCA）左侧应用50 µL，再向右侧应用50 µL，以确保损伤动脉表面均匀覆盖。
  9. 关闭切口。
    1. 剪除多余的Prolene缝线。
    2. 使用间断的4-0或6-0薇乔缝线逐层缝合结缔组织。
    3. 使用连续的4-0尼龙缝线缝合皮肤，完成切口关闭。

3. 术后操作

  1. 将大鼠单独置于一个清洁的笼子中，笼子的一半区域放置加热灯，持续监测直至大鼠恢复足够的意识以维持胸卧位。待大鼠完全清醒并能自由活动后，再将其转移回原笼子前，需先将其单独饲养于另一笼中。
  2. 接下来三天每天观察大鼠一次，之后每周观察三次，直至实施安乐死。按照下述方法，通过异氟烷过量麻醉后行双侧开胸术进行安乐死。
    1. 利用国家动物实验替代、优化与减少研究中心 & 减少研究中动物使用数量（NC3Rs）面部表情量表，用于识别术后疼痛程度。若发现任何动物出现疼痛表现或神经系统异常，应立即实施安乐死。
    2. 对于未接受卡洛芬的动物，在手术前24小时至术后48小时内，将其饮用水中对乙酰氨基酚浓度调整为6 mg/mL。对乙酰氨基酚可提供镇痛作用，但抗炎效果较弱。
    3. 或者，可使用其他抗炎作用最小的镇痛策略，例如丁丙诺啡或缓释丁丙诺啡。请咨询您所在机构的兽医团队。

4. 组织收获与成像

  1. 术后两周，通过过量麻醉（5%异氟烷）处死大鼠。或者，可在更早的时间点处死大鼠，以分析动脉损伤反应的不同方面。
    1. 呼吸停止后，采用双侧胸腔切开术作为安乐死的辅助方法。
  2. 在腹部做一横向切口，然后向上切开膈肌和肋骨，暴露胸腔。
  3. 灌注并固定动脉。
    1. 通过左心室插入连接重力灌注固定系统的18 G套管。通过标记灌注系统相对于实验台的高度（120 cm高度，相当于91 ± 3 mmHg
    2. 使用弯止血钳将套管与脑室夹紧。
    3. 在右心房处剪开切口，打开血管通路，先用 PBS 灌注，随后用 2-4% 多聚甲醛灌注（每种约 250 mL）。
    4. 在处死动物当天或最多在前一晚，用 PBS 配制戊二醛溶液。若在处死当天配制，须确保戊二醛溶液冷却至室温后方可开始灌注。戊二醛溶液应储存于 4 °C.
  4. 固定后，取出左侧和右侧颈动脉并储存于 4 °C 在2-4%多聚甲醛中固定2小时。
  5. 将动脉转移至30%蔗糖溶液中，4℃过夜保存 4 °C.
  6. 16–24 小时后，将动脉置于最佳切割温度（OCT）包埋剂中包埋，并冻存OCT包埋的动脉组织块。
    1. 在室温下用OCT包埋剂孵育动脉10分钟。将动脉平行于充满OCT的冷冻模具平面放置，并标记动脉分叉所朝向的模具侧面。在液氮中快速冷冻。
    2. 将冷冻组织块长期保存于 -80 °C.
  7. 使用冷冻切片机对组织块进行切片。
    1. 收集六个 5 µm 每张载玻片上放置较厚的动脉横切面，其中第1张载玻片从分叉处开始。
    2. 将组织块连续切片至增生区域不再可见（约100张切片）。
  8. 苏木精 & 伊红（H&E) 染色玻片18
    1. 从分叉处开始，沿整个动脉每十张切片染色一张以确定损伤区域（例如第1、10、20、30、40、50、60、70、80、90和100张切片）。
    2. 在损伤部位周围染色额外的切片，以确定管腔闭塞最明显的切片（例如，第20、30和40号切片可见明显增生，因此染色第15、25、35和45号切片）。
    3. 对每只大鼠选取阻塞峰值切片及阻塞峰值前后等间距的切片（例如，若阻塞峰值位于第35张切片，则对第25、45张等切片进行染色和定量），共计3–10张切片。
  9. 用于光片荧光显微镜成像时，将动脉在 4 °C 步骤4.4固定后
    1. 使用稀释液（pH 7.4）将兔抗 CD31 一抗按 1:500 稀释，对动脉进行 3 天的探针孵育。随后用抗兔 Alexa Fluor 647 二抗按 1:500 稀释，在稀释液中对动脉进行 2 天的复染19.
    2. 使用iDISCO+清除动脉20.
    3. 使用光片荧光显微镜对动脉进行成像21使用软件（例如 Imaris）进行图像渲染19.
  10. 定量分析新生内膜增生。若可能，应以盲法进行定量分析。
    1. 使用 ImageJ 软件在上述步骤 4.8.3 确定的 3–10 张切片上分别描记动脉内膜、内弹力膜（IEL）和外弹力膜（EEL）的周长。
    2. 在 ImageJ 中量化每个勾画区域的面积并导出这些数值。内膜勾画得到管腔面积，IEL 勾画得到 IEL 面积，EEL 勾画得到 EEL 面积。
    3. 将3-10张切片获得的数值取平均值，以计算每只大鼠颈动脉的平均损伤程度（%狭窄、内膜:中膜（I:M）比值、新生内膜增生）。
      新生内膜增生 = 内弹力板面积 - 管腔面积
      figure-protocol-1
      figure-protocol-2

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

图1 展示了进行该手术所使用的所有材料和外科器械。苏木精 & 伊红（H&E) 染色两周损伤的动脉横切面可清晰显示新生内膜增生。 图2 显示 H 的代表性图像&健康、受损及经治疗动脉的#38;E染色横截面。 图2 还概述了如何使用广泛采用的图像处理软件 ImageJ 对受损动脉中新生内膜增生的程度进行定量分析。采用该方法，通过追踪新生内膜、内弹性膜和外弹性膜的周长，以量化各自的面积。我们所描述的压力控制节段性损伤方法可导致内膜与中膜比值为 0.80，标准差为 0.29（由两位不同外科医生操作，n=11 只大鼠）。如我们先前所示，使用 Pluronic 载体进行外膜周围应用 CA 治疗可抑制新生内膜增生（管腔狭窄百分比减少 61%）15.

图3展示了在颈外动脉（E...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

大鼠颈动脉球囊损伤是目前应用最广泛且研究最深入的再狭窄动物模型之一。原始的球囊损伤模型3以及改良的压力控制节段性损伤变体10均揭示了动脉损伤反应的多个方面，这些反应在人类中同样存在；该模型的局限性主要在于极少形成富含纤维蛋白的血栓，且局部炎症反应较轻，相较于高胆固醇血症兔或猪等其他损伤模型更为轻微9,22。此外，可在不同时间点处死大鼠，以定量和分析动脉损伤反应的不同特征。例如，较早的时间点可用于研究损伤早期反应，如细胞增殖、血管平滑肌细胞的表型转换以及早期免疫反应。我们先前的研究表明，白细胞浸润和细胞增殖在损伤后3天至1周达到峰值16。中期时间点可用于评估再内皮化的速率。术后两周是测量新生内膜增生的最早推荐时间点，因为此时动脉已基本完成再内皮化16。该模型在转化应用中的一个主要局限在于，损伤操作是在健康的动脉上进行的，而临床上该过程...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明，本稿件的发表不存在任何利益冲突。

致谢

N.E.B. 获得了美国国家环境卫生科学研究所培训项目资助（5T32ES007126-35，2018年）以及美国心脏协会博士前奖学金（20PRE35120321）的支持。E.S.M.B. 是UNC临床与转化科学研究奖-K12学者项目（KL2TR002490，2018年）的KL2学者，部分由该项目及美国国家心肺血液研究所（K01HL145354）资助。作者感谢UNC显微技术服务中心的Pablo Ariel博士在LSFM方面的协助。光片荧光显微镜实验在显微技术服务中心完成。该显微技术服务中心隶属于病理学与实验室医学系，其部分经费来自UNC Lineberger综合癌症中心获得的P30 CA016086癌症中心核心支持拨款。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
1 mL 注射器Fisher14955450
带针头的 1 mL 注射器BD309626
2 法式 Fogarty 球囊取栓导管Edwards LifeSciences120602F
4-0 Ethilon（尼龙）缝线Ethicon Inc662H
4-0 Vicryl 缝线Ethicon IncJ214H
7-0 Prolene 缝线Ethicon Inc8800H
70% 乙醇
抗兔 Alexa Fluor 647Thermo Fisher ScientificA21245
硫酸阿托品Vedco Inc兽用
棉签Puritan806-WC
弯止血钳Fine Science Tools13009-12
精细弯镊Fine Science Tools11203-25
精细剪刀Fine Science Tools14090-11
纱布Covidien2252
IHC-Tek 稀释液（pH 7.4）IHC WorldIW-1000
充气装置Merit MedicalIN4130
碘溶液
润滑性眼膏Dechra兽用
梅奥剪刀Fine Science Tools14010-15
微型血管夹Fine Science Tools18055-05
显微解剖剪刀Fine Science Tools15004-08
微型血管夹施加钳Fine Science Tools18057-14
持针器Fine Science Tools12003-15
Pluronic-127（溶于无菌水）Sigma-AldrichP2443配制成 25%
兔抗 CD31 抗体Abcamab28364
牵开器弯曲的回形针效果良好
Rimadyl（卡洛芬）Zoetis Inc兽用
生理盐水溶液
标准镊子Fine Science Tools11006-12
无菌铺巾Dynarex4410
T 形针

参考文献

  1. American Heart Association. Cardiovascular Disease: A Costly Burden for America, Projections Through 2035. American Heart Association CVD Burden Report. , (2017).
  2. Singh, R. B., Mengi, S. A., Xu, Y. J., Arneja, A. S., Dhalla, N. S. Pathogenesis of atherosclerosis: A multifactorial process. Experimental and Clinical Cardiology. 7 (1), 40-53 (2002).
  3. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Mechanisms of stenosis after arterial injury. Laboratory Investigation. 49 (2), 208-215 (1983).
  4. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. I. Smooth muscle growth in the absence of endothelium. Laboratory Investigation. 49 (3), 327-333 (1983).
  5. Sartore, S., et al. Contribution of adventitial fibroblasts to neointima formation and vascular remodeling: from innocent bystander to active participant. Circulation Research. 89 (12), 1111-1121 (2001).
  6. Tanaka, K., et al. Circulating progenitor cells contribute to neointimal formation in nonirradiated chimeric mice. The FASEB Journal. 22 (2), 428-436 (2008).
  7. Henry, M., et al. Carotid angioplasty and stenting under protection. Techniques, results and limitations. The Journal of Cardiovascular Surgery. 47 (5), Torino. 519-546 (2006).
  8. Kounis, N. G., et al. Thrombotic responses to coronary stents, bioresorbable scaffolds and the Kounis hypersensitivity-associated acute thrombotic syndrome. Journal of Thoracic Disease. 9 (4), 1155-1164 (2017).
  9. Jackson, C. L. Animal models of restenosis. Trends in Cardiovascular Medicine. 4 (3), 122-130 (1994).
  10. Shears, L. L., et al. Efficient inhibition of intimal hyperplasia by adenovirus-mediated inducible nitric oxide synthase gene transfer to rats and pigs in vivo. Journal of the American College of Surgeons. 187 (3), 295-306 (1998).
  11. Takayama, T., et al. A murine model of arterial restenosis: technical aspects of femoral wire injury. Journal of Visualized Experiments. (97), (2015).
  12. Zhang, L. N., Parkinson, J. F., Haskell, C., Wang, Y. X. Mechanisms of intimal hyperplasia learned from a murine carotid artery ligation model. Current Vascular Pharmacology. 6 (1), 37-43 (2008).
  13. Jahnke, T., et al. Characterization of a new double-injury restenosis model in the rat aorta. Journal of Endovascular Therapy. 12 (3), 318-331 (2005).
  14. Gregory, E. K., et al. Periadventitial atRA citrate-based polyester membranes reduce neointimal hyperplasia and restenosis after carotid injury in rats. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 307 (10), 1419-1429 (2014).
  15. Buglak, N. E., Jiang, W., Bahnson, E. S. M. Cinnamic aldehyde inhibits vascular smooth muscle cell proliferation and neointimal hyperplasia in Zucker Diabetic Fatty rats. Redox Biology. 19, 166-178 (2018).
  16. Bahnson, E. S., et al. Long-term effect of PROLI/NO on cellular proliferation and phenotype after arterial injury. Free Radical Biology and Medicine. 90, 272-286 (2016).
  17. Gilbert, J. C. W., Davies, M. C., Hadgraft, J. The behaviour of Pluronic F127 in aqueous solution studied using fluorescent probes. International Journal of Pharmaceutics. 40 (1-2), 93-99 (1987).
  18. Tulis, D. A. Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model. Methods in Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).
  19. Buglak, N. E., et al. Light Sheet Fluorescence Microscopy as a New Method for Unbiased Three-Dimensional Analysis of Vascular Injury. Cardiovascular Research. , (2020).
  20. Renier, N., et al. iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging. Cell. 159 (4), 896-910 (2014).
  21. Ariel, P. UltraMicroscope II - A User Guide. , (2018).
  22. Touchard, A. G., Schwartz, R. S. Preclinical restenosis models: challenges and successes. Toxicologic Pathology. 34 (1), 11-18 (2006).
  23. Xiangdong, L., et al. Animal models for the atherosclerosis research: a review. Protein Cell. 2 (3), 189-201 (2011).
  24. Chen, H., Li, D., Liu, M. Novel Rat Models for Atherosclerosis. Journal of Cardiology and Cardiovascular Sceinces. 2 (2), 29-33 (2018).
  25. Xing, D., Nozell, S., Chen, Y. F., Hage, F., Oparil, S. Estrogen and mechanisms of vascular protection. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29 (3), 289-295 (2009).
  26. Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods in Molecular Medicine. 139, 1-30 (2007).
  27. Pellet-Many, C., et al. Neuropilins 1 and 2 mediate neointimal hyperplasia and re-endothelialization following arterial injury. Cardiovascular Research. 108 (2), 288-298 (2015).
  28. Wu, B., et al. Perivascular delivery of resolvin D1 inhibits neointimal hyperplasia in a rat model of arterial injury. Journal of Vascular Surgery. 65 (1), 207-217 (2017).
  29. Tan, J., Yang, L., Liu, C., Yan, Z. MicroRNA-26a targets MAPK6 to inhibit smooth muscle cell proliferation and vein graft neointimal hyperplasia. Scientific Reports. 7, 46602(2017).
  30. Pearce, C. G., et al. Beneficial effect of a short-acting NO donor for the prevention of neointimal hyperplasia. Free Radical Biology and Medicine. 44 (1), 73-81 (2008).
  31. Cao, T., et al. S100B promotes injury-induced vascular remodeling through modulating smooth muscle phenotype. Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. 1863 (11), 2772-2782 (2017).
  32. Madigan, M., Entabi, F., Zuckerbraun, B., Loughran, P., Tzeng, E. Delayed inhaled carbon monoxide mediates the regression of established neointimal lesions. Journal of Vascular Surgery. 61 (4), 1026-1033 (2015).
  33. Khurana, R., et al. Angiogenesis-dependent and independent phases of intimal hyperplasia. Circulation. 110 (16), 2436-2443 (2004).
  34. Tsihlis, N. D., Vavra, A. K., Martinez, J., Lee, V. R., Kibbe, M. R. Nitric oxide is less effective at inhibiting neointimal hyperplasia in spontaneously hypertensive rats. Nitric Oxide. 35, 165-174 (2013).
  35. Chen, J., et al. Inhibition of neointimal hyperplasia in the rat carotid artery injury model by a HMGB1 inhibitor. Atherosclerosis. 224 (2), 332-339 (2012).
  36. Mano, T., Luo, Z., Malendowicz, S. L., Evans, T., Walsh, K. Reversal of GATA-6 downregulation promotes smooth muscle differentiation and inhibits intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery. Circulation Research. 84 (6), 647-654 (1999).
  37. Becher, T., et al. Three-Dimensional Imaging Provides Detailed Atherosclerotic Plaque Morphology and Reveals Angiogenesis after Carotid Artery Ligation. Circulation Research. 126 (5), 619-632 (2020).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

探索更多文章

颈动脉球囊损伤压力控制型球囊损伤光片荧光显微镜新生内膜增生分析血管夹闭技术动脉切开法颈总动脉动脉组织学分析治疗性凝胶应用
大鼠颈动脉压力控制节段性球囊损伤联合血管外膜周围治疗应用
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。