本方案展示了延长患者来源异种移植瘤（PDX）体外培养时间的方法。其中一步通过简单去除无活力的单细胞，提高了多细胞簇在三维水凝胶中培养的整体存活率；另一步则展示了在灌注式微流控平台上进行PDX培养的最佳实践方法。
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摘要
摘要
患者来源的异种移植瘤（PDX）是将切除的患者肿瘤组织直接移植到免疫缺陷小鼠体内而建立的模型，其生物学特性保持稳定，能够保留原始肿瘤的分子、遗传和组织学特征以及肿瘤异质性。然而，利用这些模型进行包括药物筛选在内的多种实验，往往在成本和时间上均难以承受。三维（3D）培养系统被广泛视为一种能够通过生化相互作用、形态和结构维持癌细胞生物学完整性的平台。我们的团队在使用透明质酸（HA）构成的三维基质体外培养PDX细胞方面具有丰富经验。为了分离与PDX相关的鼠源成纤维细胞基质细胞，我们采用旋转培养法，使基质细胞贴附于组织培养处理过的培养板表面，而解离的PDX肿瘤细胞则悬浮于培养基中并自聚集形成多细胞簇。悬浮液中还存在单个细胞（常为死亡细胞），这给后续将有活力的PDX细胞簇收集并包埋至水凝胶中进行三维细胞培养带来了挑战。为了将这些单个细胞与活细胞簇分离开，我们采用了密度梯度离心法。本文所述的实验方案可有效去除活细胞簇群体中的非活单细胞，从而获得适用于进一步体外实验的高质量细胞簇。在我们的研究中，将三维培养物接种于微流控培养板中，以实现培养过程中培养基的持续灌注。通过荧光成像法对纯化与未纯化细胞的培养结果进行活力检测后，结果显示，这一额外的分离步骤显著减少了培养物中非活细胞的数量。
引言
在过去十年中，癌症研究领域重新燃起了对患者来源异种移植瘤（PDXs）的热情，将其作为评估癌细胞通路依赖性和药物敏感性的重要工具1。最常见的PDX模型是通过将人类肿瘤细胞——包括肿瘤组织碎片、解离的肿瘤来源细胞团簇或分离的循环肿瘤细胞（CTCs）样本——皮下或原位植入啮齿类宿主体内而建立的。如果肿瘤“成瘤”成功，异种移植的细胞将增殖、形成血管，并与宿主组织发生其他相互作用，从而形成肿瘤；随后可在肿瘤达到理想大小时将其取出，分割后再次移植到其他宿主体内。作为模型系统，PDX具有诸多优势，通常能够保留原发肿瘤细胞群体中大部分的异质性，并支持对人类特异性通路和细胞反应的评估2,3。在体内环境中，肿瘤可与血管系统及其他邻近间质组织相互作用，重现诸如药物扩散动力学、氧张力以及细胞外基质影响等组织特性，这些因素在生物学和力学层面均会影响肿瘤的进展。PDX的一个缺点是其对啮齿类宿主的依赖性，无论是在肿瘤扩增阶段，还是最终的假设验证实验中均需依赖活体动物。由于许多PDX模型在传统二维（2D）组织培养聚苯乙烯表面培养时，若不失去其诸多理想特性便难以适应，因此研究人员在这一相对可控的体外方法与体内PDX使用所带来的成本、设施和时间需求显著增加之间，长期缺乏合适的中间选择。
我们已描述了多种在支持性基质中实施三维细胞培养的体外模型，并近期将该工作扩展至证明多种前列腺癌（PCa）来源的患者来源异种移植瘤（PDX）的离体培养，既可单独培养，也可与骨髓来源的成纤维细胞共培养4,5。基于透明质酸（HA）的水凝胶基质为这两类细胞提供了可定制且具有生物学相关性的支持环境，同时可便捷地调控水凝胶特性，并具备良好的光学透明性，便于对水凝胶深度进行成像观察6。
成熟的PDX肿瘤组织包含多种异质性的人类癌细胞和小鼠间质（成纤维细胞、内皮细胞等）的混合物。为了在体外研究特定细胞类型对肿瘤进展的贡献，可将肿瘤组织解离，分离不同细胞群体，并以有序方式在实验中重新组合，从而解析细胞间通讯的通路。组织消化产物中的混合细胞群体对特定培养条件具有不同的适应性。例如，肿瘤相关成纤维细胞的存活需要依赖于表面贴壁生长，或在含有整合素配体的功能化三维基质中培养，而上皮来源的PDX细胞通常不需要这些条件，反而更依赖细胞间的相互作用。这些差异可用于有效分离PDX细胞与污染的小鼠间质细胞。通过旋转培养组织消化产物，可使间质细胞贴附于组织培养表面，而PDX细胞则因细胞间黏附作用在旋转培养表面之上悬浮，并在24–48小时内于上清液中形成多细胞簇。这些细胞簇的具体特征随PDX模型的不同而变化（例如，大而紧密、高度球形的细胞簇，或较小、较松散、呈葡萄串状的聚集体），但通常具有生物学相关尺寸（直径50–250 µm），足以用于评估依赖细胞间接触的细胞相互作用。
肿瘤的回收与处理不可避免地会导致一定程度的附带性细胞死亡，这种死亡可能源于机械或酶解处理造成的短期损伤，也可能源于细胞亚群与所选培养条件之间的长期不相容性。尽管旋转培养可作为初步的粗分离手段，但死细胞或濒死细胞仍不可避免地会随PDX细胞簇一同被转移，并影响后续培养结果。这些死亡细胞通常包括未整合进细胞簇的单个PDX细胞、无法在选定培养条件下存活的小鼠间质成纤维细胞，以及特别脆弱的内皮细胞。此类濒死细胞可能干扰对“存活细胞”的实验结果，并显著影响定量分析，例如基于荧光成像的活力筛选实验。为了提高从该方法中筛选活PDX细胞的效果，我们改进了带有密度梯度步骤的离心方法，可简便地从PDX混合物中去除单个的死细胞或濒死细胞，从而主要保留活的多细胞簇。
为了加强在三维培养中对PDX来源的细胞簇的研究，我们采用了一种基于微流控的灌注培养平台——OrganoPlate（图1），这是一种高通量的“器官芯片”平台，可在384孔微孔板基础上同时培养多达96个独立的灌注式三维培养体系（图1A）7,8。在双通道微流控板中，单个组织芯片通过两个微流控通道相连（图1B，凝胶通道：红色，灌注通道：蓝色），这两个通道横跨同一行的四个孔。两个微流控通道之间由一条短的塑料脊隔开，称为Phaseguide，可防止一个通道中的液体溢入相邻通道，同时允许凝胶通道与灌注通道内容物之间形成无膜界面9。由于微流控板底部由显微镜级玻璃构成，因此可通过标准或自动化显微镜从板底部的观察窗对培养物进行成像。灌注通过可编程摇床实现，利用重力驱动培养基在储液孔之间的微流控通道中流动（图1C）。这种灌注流更真实地模拟了肿瘤微环境，相较于静态培养，能够引入剪切应力，并增强气体和营养物质的分布。此前已有研究描述了在微流控板中维持灌注型癌细胞培养的优势：与相同细胞的静态三维培养相比，灌注型乳腺癌培养表现出更佳的细胞活力7。
本报告介绍了一种改良的密度梯度离心法，用于分离活体多细胞PDX聚集体，并展示了该方法在可灌注微流控板中建立3D PDX培养体系的应用价值。由于越来越多的研究实验室正在寻求促进PDX应用的技术方法，我们预计本文所呈现的实验方案将具有直接的应用价值。
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方案
肿瘤组织的获取已获得患者知情同意，并遵循经批准的机构审查委员会（IRB）方案。异种移植瘤的植入、培养和收获均按照经认可的机构动物护理和使用委员会（IACUC）方案进行。
注意：所有操作均须在无菌生物安全柜中进行，以保持无菌状态。除非另有说明，所有步骤均应在室温下进行。
1. PDX 处理所需材料的准备
- 将镊子和手术刀柄或刀片进行高压灭菌。
- 在组织解离当天，将解离酶溶液于4 °C过夜或室温下解冻。
注意：不建议在37 °C下解冻，因为这可能导致部分解离酶失活。 - 准备至少100 mL的PDX培养基（含100 U/mL青霉素和链霉素及30%胎牛血清[FBS]的Dulbecco改良Eagle培养基-营养混合物F-12[DMEM-F12]），以及至少25 mL的PDX处理液（含100 U/mL青霉素和链霉素但不含FBS的DMEM-F12）。使用前储存在4 °C。
2. PDX 解离及基质组分的初步纯化
- 准备已灭菌的器具、70 µm 细胞筛（2−3 个）、60 mm 圆形组织培养皿（2 个）、6 孔组织培养板、无菌 50 mL 圆锥形离心管和无菌 1× 磷酸盐缓冲液（PBS）。将培养基预热至 37 °C，并使解离酶溶液恢复至室温。
- 当 PDX 组织在小鼠宿主体内生长至直径 1.0−1.5 cm 时，通过标准方法（例如，在符合规范的麻醉条件下）将肿瘤从小鼠体内手术切除，并置于含 PDX 培养基的 50 mL 管中冰上保存（图 2A）。应尽快按照以下步骤处理组织，以最大限度保持细胞活力，最好在收获后 1−2 小时内完成。
- 将肿瘤组织转移至预先称重的无菌 50 mL 圆锥形离心管中。用 30 mL 无菌 PBS 冲洗 6 次，以去除血液和污染物。尽可能吸除液体后称量肿瘤组织重量。
- 将肿瘤组织转移至 60 mm 圆形组织培养皿中，使用无菌剃刀片或手术刀将其切碎成约 1 mm3 的小块。
- 加入 5 mL PDX 处理培养基以收集肿瘤悬液，并转移至新的无菌 50 mL 管中。再用 5 mL PDX 处理培养基冲洗培养皿，随后用解离酶溶液（每克肿瘤 10 mL，至少 5 mL）冲洗，将所有冲洗液均加入该 50 mL 管中。
- 在 37 °C 条件下轻轻振荡孵育 20 分钟。孵育至一半时间时轻轻摇动管子。
- 用移液管轻柔吹打数次以打散团块。将细胞悬液通过置于新的无菌 50 mL 管上方的 70 µm 细胞筛进行过滤。
注意：可能需要使用多个细胞筛。 - 在 200 × g 条件下离心 5 分钟以收集细胞沉淀。弃去上清液，用 2−3 mL PDX 培养基重悬细胞。使用血细胞计数板或自动细胞计数仪进行细胞计数。
- 参考表 1估算每芯片所需达到目标细胞密度的解离后 PDX 来源细胞数量。
注意：表 1 中的数值仅为起始参考值。实际数值会因组织活力/细胞含量以及冻存与复苏过程中的细胞损失而有所不同。即使在同一类型癌症中，PDX 肿瘤也具有个体差异，因此应根据实验经验调整这些数值。 - 根据步骤 2.9 计算出的细胞数量，将 1−2 × 106 个细胞接种于 5 mL PDX 培养基中，每孔接种至 6 孔组织培养板。在 37 °C、5% CO2、95% 湿度条件下孵育 48 小时，并以 50−55 rpm 轻柔振荡，以促进细胞簇形成（图 2B）。待细胞簇形成后，进入第 3 部分进行离心处理。
- 将初始解离后未使用的 PDX 细胞用 50% FBS + 40% DMEM-F12 + 10% 二甲基亚砜（DMSO）或市售的原代细胞冻存液进行冻存。
注意：如有需要，可通过用培养基短暂冲洗组织培养板表面，并按标准方法扩增，回收贴壁的小鼠基质细胞。 - 如需后续使用冻存的 PDX 肿瘤细胞或小鼠基质，可在 37 °C 水浴中解冻 2 分钟。解冻后进行细胞计数，并按照步骤 2.10 的方法接种于 6 孔组织培养板中，再进入第 3 部分。为补偿冻存导致的细胞活力损失，PDX 细胞数量应增加约 20%。
3. 基于密度梯度离心法分离PDX来源的细胞簇与单细胞
- 在无菌的50 mL锥形管中，将18 mL密度梯度离心液与2 mL无菌10倍浓度Hanks平衡盐溶液（HBSS）充分混合，制备20 mL的100%密度梯度溶液。用无菌1倍浓度HBSS将该100%溶液稀释，配制出各10 mL的20%、30%、40%和55%密度梯度溶液，并充分混匀。
注意：上述体积足够制备两份15 mL梯度溶液，每份可用于分离约15 × 106个细胞。若待分离细胞数少于约15 × 106个，则应将第二份梯度作为离心平衡使用。 - 向15 mL锥形管底部加入3 mL的55%密度梯度溶液。将管子倾斜，非常轻柔地将3 mL的40%密度梯度溶液叠加在55%溶液层之上，缓慢沿管壁一侧加液，避免各层混合。随后以同样方式叠加30%密度梯度溶液。
- 用5 mL刻度吸管收集PDX旋转培养物的上清液，并轻轻冲洗培养板表面。在200 × g条件下离心2分钟，使细胞沉淀。
- 弃去上清液，根据所需分离细胞的梯度数量，将细胞沉淀重悬于3 mL的20%密度梯度溶液中。小心地将含细胞的20%密度梯度溶液加至梯度液的上层。若仅使用一个梯度管进行细胞分离，则在用于平衡的梯度管顶部加入不含细胞的20%密度梯度溶液。
- 盖紧管盖，在摆桶转子离心机中于4 °C、2,000 × g条件下离心30分钟，刹车设置为0。
- 离心后可见不同组分（图2C）。将各组分2−3 mL分别收集至新的15 mL离心管中。向每份组分中加入3−4倍体积的无菌1× HBSS，并颠倒混匀。
- 在1,000 × g条件下离心3分钟，使细胞沉淀。弃去上清液，将细胞沉淀重悬于1−2 mL的PDX处理培养基中。
注意：对于大多数测试的PDX样本，有活力的PDX细胞簇通常位于40−55%密度梯度溶液的界面处，而单个死亡或濒死细胞则聚集在20−40%密度梯度溶液的界面处（图2D）。 - 取少量具有代表性的样品（50−100 µL），加入等体积的解离酶溶液重新解离，以评估聚集态细胞悬液中的细胞数量。使用血细胞计数板或自动细胞计数仪进行细胞计数。
4. 水凝胶制备与微流控板接种
- 根据制造商说明书，重悬 HA 水凝胶溶液（巯基修饰的透明质酸，HA-SH；巯基反应性聚乙二醇二丙烯酸酯，PEGDA）。
- 使用多通道移液器，向 2 通道微流控板的观察窗列（第 3、7、11、15、19、23 列）所有孔中各加入 50 μL HBSS，以维持培养湿度和最佳成像条件。
- 根据第 3 节中的细胞悬液，计算在目标细胞密度（例如 5,000 个细胞/μL）下制备 50 μL 水凝胶所需的细胞悬液体积。为接种一块微流控板，将计算所得体积分装至 4 个无菌的 1.5 mL 离心管中。
注意：HA 水凝胶具有固定的凝胶化时间。若发生提前凝胶化，可调整凝胶溶液分装体积以提高移液操作效率。 - 使用 1 N NaOH 在使用前立即调节 HA-SH 溶液的 pH 至 8.0。通过将 40 μL HA-SH 与 10 μL PEGDA 混合并随时间监测凝胶化过程，进行凝胶化测试。通常在 HA-SH 与 PEGDA 交联剂混合后 5−8 分钟开始凝胶化。
- 将分装的细胞悬液离心 2 分钟（200 × g，室温），以沉淀细胞。小心移除上清液，并将细胞重悬于适当体积的 HA-SH 中。
注意：最终水凝胶为按体积比 4:1 的 HA-SH:PEGDA 溶液，因此为达到最终 50 μL 体积，应将细胞重悬于 40 μL HA-SH 中。 - 向一份含细胞的 HA 溶液分装物中加入 10 μL PEGDA。充分混匀，并在接种微流控板前等待 1−3 分钟（具体时间根据步骤 4.4 的凝胶化时间确定）。
注意：在接种前允许凝胶化反应启动，有助于减少细胞沉降。 - 为单通道重复移液器安装可 dispensing 1.5 μL 体积的吸头，并加载含细胞的 HA 水凝胶溶液。注意保持水凝胶分装物充分混匀，以确保细胞分布均匀。
- 接种微流控板时，将移液器吸头垂直对准板面，并轻轻将吸头置于凝胶入口（第 1、5、9、13、17、21 列）中央，确保接触但无压力地 dispensing 水凝胶溶液。操作需迅速，以防止水凝胶提前固化，向每个凝胶入口 dispensing 1.5 μL 凝胶溶液。
- 通过从板顶部、底部观察或使用显微镜，观察微流控通道的填充情况，并参考 图 3 进行评估（图 3A 为成功加载，图 3B 为移液器定位指导，图 3C 为未成功加载，图 3D 为未完全填充至末端，图 3E 为溢出）。识别可能影响下一轮芯片填充成功率的技术调整点（参见讨论部分的故障排除建议）。
- 对剩余 3 份含细胞的 HA 溶液分装物重复步骤 4.6−4.9。在准备下一份分装物时（约 1 分钟），将板倒置。
注意：1 分钟的等待时间和板的倒置可减少凝胶化过程中细胞的沉降，从而改善细胞的三维分布。 - 所有芯片填充完成后，将板置于 37 °C 湿润培养箱中孵育，直至凝胶化完全（约 45 分钟）。
- 根据提供的操作手册，确保灌注摇床已正确安装于细胞培养箱内，并设置正确的灌注参数（14° 倾角，4 分钟间隔）。
- 向所有培养基入口（第 2、6、10、14、18、22 列）加入 50 μL PDX 培养基，并通过翻转板检查通道是否充分填充。轻轻敲击板面以促进液体充满微流控通道。
- 向所有培养基出口（第 4、8、12、16、20、24 列）加入 50 μL DMEM-F12（含 10% FBS）。若灌注通道中存在气泡，通过轻轻敲击板面将其去除。
- 使用显微镜和板布局图（补充图 1），记录芯片填充成功率。将填充不完全的芯片排除在后续实验使用之外。
- 将板置于设定为 14° 倾角、4 分钟周期的倾斜摇床上，开始灌注。每 2 天更换一次 PDX 培养基（先向入口加入 50 μL，再向出口加入 50 μL）。
5. 细胞染色、成像及图像定量分析
- 制备含有三种荧光染料（Hoechst 33342、乙啶同源二聚体-1、钙黄绿素乙酰氧基甲基酯 [AM]）的细胞活力检测溶液。
- 按如下方法配制每种染料的储备液：Hoechst 33342 溶于去离子水中，浓度为 1.6 mM（1 mg/mL）；钙黄绿素 AM 溶于无水 DMSO 中，浓度为 4 mM；乙啶同源二聚体-1 溶于 DMSO/H2O（1:4, v/v）中，浓度为 2 mM。
注意：钙黄绿素 AM 和乙啶同源二聚体-1 的储备液在材料表中列出的试剂盒中已提供。 - 在 HBSS 或无酚红培养基中配制包含三种染料的单一工作液。根据不同的细胞类型和基质，优化各染料的工作浓度，Hoechst 33342 的终浓度范围为 1.6−8.0 µM，钙黄绿素 AM 为 0.1−10 µM，乙啶同源二聚体-1 为 0.1−10 µM。
- 按如下方法配制每种染料的储备液：Hoechst 33342 溶于去离子水中，浓度为 1.6 mM（1 mg/mL）；钙黄绿素 AM 溶于无水 DMSO 中，浓度为 4 mM；乙啶同源二聚体-1 溶于 DMSO/H2O（1:4, v/v）中，浓度为 2 mM。
- 移除培养基，将工作浓度的活力染料溶液加入目标微流控芯片（入口 75 μL，出口 25 μL），然后将芯片放回细胞培养孵育箱中的灌注摇床上，孵育 1 小时。
- 使用手动或自动共聚焦显微镜（材料表）配合荧光滤光片（激发/发射波长以 nm 列出），对染色后的培养样本观察窗进行成像，以同时观察所有细胞核（Hoechst 33342，350/461）、死细胞核（乙啶同源二聚体-1，528/617）和活细胞胞质（钙黄绿素 AM，494/517）。
- 使用 20 倍空气物镜采集深度为 140 µm 的 Z 轴层扫图像，步长 ≤1 µm。每个微通道需采集三个视野以覆盖全部区域，并保留少量重叠。为避免重复取样，每张芯片仅采集两个视野。
注意：应优化成像条件以确保符合奈奎斯特采样定理。根据作者经验，为在合理时间内（自动成像约 3.5 小时，含设置时间）完成对 96 孔板上每块芯片的完整 Z 轴层扫（三种激光通道），必须使用快速成像系统，例如基于传统落射荧光光源的去卷积系统或共聚焦显微镜的共振扫描模式。 - 利用图像分析软件对 Z 轴层扫图像进行分析，获取所需的定量数据，如形态学特征、聚集状态或其他表型特征。为量化细胞活力，需统计死细胞数量（红色）和总细胞核数量（蓝色）。
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结果
在标准的水套式细胞培养箱中准备了一个可编程的灌注摇床，并在标准的生物安全柜中准备了双通道微流控板以进行加样（图1）。将MDA-PCA-118b PDX肿瘤在体内扩增，待其达到最大尺寸后收获，并按照方案第2节所述方法进行解离，从而制备成近似单细胞状态的细胞悬液（图2A）。将该细胞悬液分装至6孔细胞培养板中，按所述方法置于XY旋转仪上孵育48小时。小鼠间质细胞附着于细胞培养板底部，如先前所述，而人源PDX细胞则悬浮于培养基中并聚集成簇（图2B）。此外，在溶液中亦可见未参与聚集体的单个细胞。
采用第3部分方案中的方法在离心管中建立阶梯密度梯度。轻轻吸出多孔板中的PDX细胞上清悬浮液，加至阶梯梯度上，按所述条件进行离心。离心后，在第2与第3组分的界面附近可见一浑浊条带，其中含有PDX细胞簇，而单个细胞则位于第1与第2组分的界面处（图2D）。按所述方法收集...
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讨论
本文介绍了一种在高通量灌注式三维培养系统中处理和培养具有活性的PDX来源肿瘤细胞的方法。尽管本方案使用前列腺癌（PCa）PDX组织，但该方法同样适用于其他上皮来源的肿瘤。即使在同一组织来源（如前列腺、乳腺等）中，不同PDX品系之间的肿瘤特性也存在差异。某些PCa PDX品系纤维化程度较高，难以从中分离出活细胞，而另一些品系则细胞含量更丰富。此处所述的肿瘤大小可根据IACUC指南进行调整，以针对产率特别低的肿瘤提供更多的组织材料。此外，可在步骤2.7之后收集肿瘤碎片，进行再次消化，并与初次消化产物合并，以提高细胞产量。这对于细胞外基质含量较高的肿瘤尤为有效。通常情况下，超过两轮的重复消化会导致细胞活力和产量显著降低，因此不建议进行。
纯化PDX来源的细胞群体，以去除死亡或濒死细胞以及污染的宿主细胞，对于目标癌细胞的长期三维培养和定量具有重要意义。本文所述纯化的第一步——在相对大量培养基中进行悬浮培养，同时以中等速度进行XY旋转——可促进：1）选择性去除高度依赖黏附的细胞（通常是小鼠间质成纤维细胞）；2）形成细胞聚集体，以提供促进存活的细胞间接触。在48小时XY旋转步骤中去除宿主来源的...
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披露
作者无任何利益冲突需要披露。
致谢
本工作由美国国立卫生研究院国家癌症研究所小型企业创新研究一期项目（HHSN26120700015C）和 P01CA098912 资助。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 1N NaOH | 任何合适的组织培养级产品 | ||
| 60 mm 圆形组织培养皿 | 任何合适的 | ||
| 6孔组织培养板 | 任何合适的 | ||
| 70 µm 细胞筛 | Corning | 431751 | 或同等产品 |
| 离心机 | Eppendorf | 5810R，配备适用于15/50 mL锥形离心管的转子和吊篮 | 或同等产品 |
| 密度梯度离心液 | Millipore Sigma | P1644 | Percoll |
| 二甲基亚砜 | 任何合适的组织培养级产品 | ||
| 解离酶溶液 | StemCell Technologies | 07921 | ACCUMAX |
| DMEM-F12 | ThermoFisher Scientific | 11039021 | 或同等产品 |
| 镊子 | 任何合适的 | ||
| HA水凝胶试剂盒 | ESI BIO | GS311 | HyStem（巯基化透明质酸和PEGDA） |
| Hanks平衡盐溶液 | Lonza | 10-527F | 或同等产品 |
| 热灭活胎牛血清 | Atlanta Biologicals | S11150 | |
| 血细胞计数板 | Fisher Scientific | 02-671-51B Hausser BrightLine | 或同等产品 |
| Hoechst 33342 | ThermoFisher Scientific | H1398 | 或同等产品 |
| 图像处理软件 | Oxford Instruments | Imaris 9.3 | 或同等产品 |
| LIVE/DEAD细胞活力/细胞毒性检测试剂盒（Calcein-AM/Ethidium Homodimer-1） | ThermoFisher Scientific | L3224 | 或同等产品 |
| 微流控培养板 | Mimetas | 9603-400-B | 双通道OrganoPlate |
| 显微镜 | Nikon | A1R | 或同等产品 |
| 多通道移液器 | Eppendorf | 3125000036 | 或同等产品 |
| 源自PDX的肿瘤组织 | 在获得人类组织研究的IRB批准和动物宿主研究的IACUC批准后获取 | ||
| 青霉素-链霉素 | ThermoFisher Scientific | 15140-122 | 或同等产品 |
| 灌注摇床 | Mimetas | OrganoPlate Perfusion Rocker Mini | |
| pH试纸（pH 5-9） | 任何合适的 | ||
| 磷酸盐缓冲液 | Lonza | 17-516F | 或同等产品 |
| 剃须刀片 | 任何合适的 | ||
| 旋转式xy摇床 | VWR | Advanced 3500 Orbital Shaker | 或同等产品 |
| 手术刀柄 | 任何合适的 | ||
| 单通道重复移液器 | Eppendorf | 22260201 | |
| 无菌15 mL锥形离心管 | 任何合适的 | ||
| 无菌50 mL锥形离心管 | 任何合适的 |
参考文献
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