使用便携式qPCR系统对Matricaria chamomilla进行田间鉴定

摘要

本文介绍了一种利用便携式qPCR系统在野外对Matricaria chamomilla进行现场鉴定的实验方案。该方案操作简便，适用于实验室设备和专业技术人员受限的场所（如农场和仓库）对植物物种身份的确认。

摘要

植物产品的质量控制始于原材料供应环节。传统上，植物鉴定通过形态学评估和化学分析方法进行。然而，近年来植物学家资源日益匮乏，加之消费者需求增长和气候变化给供应链带来压力，亟需加强质量控制，因此需要采用替代性方法。本实验方案旨在利用便携式qPCR系统，在田间或任何缺乏实验设备与专业技术人员的场所，实现植物物种的快速鉴定。通过基于染料的qPCR扩增目标DNA，以从植物标准物质中提取的DNA作为阳性对照。通过目标DNA的特异性扩增及其熔解峰与阳性对照的比对，实现鉴定。本文详细描述了从实地样本采集、DNA提取、PCR扩增到数据分析解释的各个操作步骤与参数，确保读者能够准确重复本方案。所得结果与传统的实验室植物鉴定方法一致。该方案操作简便、成本低廉，能够在尽可能靠近供应链源头的位置对原材料进行质量检测。

引言

利用植物来维持和改善健康的做法已有数千年历史。由于消费者需求增加¹、不可持续的采收方式以及气候变化²对供应链造成压力，植物原料掺假问题在食品和膳食补充剂行业中日益引起关注³。未申报或错误鉴定的植物物种的存在可能导致产品功效降低，甚至引发安全性问题。例如，用于缓解经前不适的黑升麻（Actaea racemosa）常被替换为一种价格较低的亚洲物种，而该物种在临床疗效方面的证据十分有限⁴。更严重的案例中，在一项使用中草药进行减肥的临床研究中，以Aristolochia fangchi冒充Stephania terandra，导致部分受试者出现严重肾毒性及肾功能衰竭^5,6。这两种不同物种共用一个中文俗名“防己”。这些案例凸显了加强质量控制的必要性，应从原料鉴定入手⁷，最好在供应链源头附近即开展鉴定，以便将资源高效地集中用于正确身份的材料。

可用于植物鉴定的正交方法有多种。传统上，植物鉴定主要通过形态学评估^8,9和化学分析方法^10,11,12,13进行。形态学鉴定依赖于植物材料在宏观和微观特征上的差异（如果存在差异）（图1）。然而，近年来经典植物学培训项目的缺乏导致专家人才短缺¹⁴，使得该方法在常规质量控制中难以实施。此外，该方法在粉末状植物材料中的应用也受到限制。化学分析方法在药典和实验室中被广泛使用，但由于仪器体积较大（如高效薄层色谱法（HPTLC）、高效液相色谱法（HPLC）和核磁共振波谱法（NMR））（图2）以及对环境条件的要求，不适合现场检测。近年来，基因组学方法作为一种替代技术被用于植物物种的真伪鉴定和掺伪检测，并已被证明具有高效性和精确性。基因组学方法利用植物材料中遗传信息的高度保真性和特异性^{15,16,17,18,19}。分子诊断工具已有便携式设备形式，通常配备自动化数据分析功能，降低了技术使用门槛，使其成为现场鉴定的理想选择^{20,21,22,23,24}。一旦分子分析方法经过设计和验证^25,26,27，任何具备基础分子生物学培训的人员均可执行该方法。在现有的多种便携式工具中，基于DNA序列的实时PCR是一种成本效益较高的选择²⁸。便携式设备与定制化且经过验证的分子分析方法相结合，可在实验室外（如农场和植物材料仓库）实现对植物物种及其成分的验证，从而减少传统方法所需的时间和成本。

本实验方案旨在介绍一种在缺乏或无法获得实验室设备和专业知识的情况下，利用便携式qPCR系统进行植物鉴定的方法。该方法以Matricaria chamomilla（图3A）为例进行演示，该植物俗称德国洋甘菊，因其具有抗炎和抗氧化特性而被广泛应用²⁹。由于其形态或气味与某些近缘物种相似，容易混淆，尤其是Chamaemelum、Tanacetum和Chrysanthemum属中的物种^30,31,32。其中，Chamaemelum nobile（又称罗马洋甘菊）是商业产量较为接近的一种近缘种（图3B）。本方案所展示的方法不仅可特异性鉴定目标植物物种M. chamomilla，还可通过特异性扩增DNA序列检测其近缘种C. nobile。

本文详细介绍了如何在便携式设备上利用嵌入染料法qPCR结合熔解曲线分析，对植物M. chamomilla进行野外植物学鉴定。该实验方案包括从野外采集植物样本、现场提取DNA以及建立实时荧光定量PCR反应体系。为确保结论有效，使用经认证的植物标准物质预先提取的靶标植物M. chamomilla和非靶标植物C. nobile的基因组DNA作为阳性对照。通过分别对样本和对照进行M. chamomilla和C. nobile的独立鉴定实验，验证本方法的特异性。同时设置无模板阴性对照，以排除因PCR污染导致的假阳性结果。

方案

1. 样品采集

1. 在田间设置一个具有平坦且水平表面的测试区域。
2. 选择一株具有代表性的植株，该植株应能反映洋甘菊花田中大多数植株的特征（图4）。
3. 使用无菌手套从代表性植株上采集一朵花序。
4. 将样本放入一个2.0 mL的收集管中。
5. 重复步骤1.3至1.4，从同一植株采集一片小叶（长约0.5–0.7 cm）。
   注意：M. chamomilla 的花和叶足够小，可置于2.0 mL收集管底部。对于其他表面积较大的植物材料，可使用打孔器或剪刀（使用前用70%乙醇冲洗）来分离用于检测的组织样本。当需要多次取样时，每次处理不同样本之间须对打孔器或剪刀进行冲洗。

2. DNA 提取

1. 将干浴孵育器预热至 95 °C。
2. 向每个收集管中加入植物 DNA 提取试剂盒中的提取液 100 µL（见材料表）。为提高 DNA 提取效率，可使用组织研磨杵在提取液中研磨组织样品。
3. 盖紧管盖。确保在整个提取过程中植物组织始终被提取液覆盖。
4. 将收集管放入预热的干浴孵育器中，在 95 °C 下孵育 10 分钟。
5. 孵育 10 分钟后，将收集管从干浴孵育器中取出。
6. 加入同一 DNA 提取试剂盒中的稀释液 100 µL，并通过反复吹吸数次混匀溶液。
7. 对小叶提取重复相同步骤。
8. 振荡以进一步混匀溶液。通常情况下，植物组织在此处理后无明显降解现象。液体颜色可能发生变化并变得浑浊。
   注意：若不立即进行后续操作，稀释后的溶液可在室温下保存过夜。保存前无需去除植物组织中的细胞碎片。管中的液体含有可用于后续 PCR 扩增的 DNA 模板。

3. PCR 反应体系的建立

1. 根据制造商的说明设置qPCR仪器的热循环条件。应用（表1）中列出的PCR热循环程序，该程序以恒温步骤开始进行初始变性，随后进行25个扩增循环，最后通过温度梯度升高获得高分辨率熔解曲线。
2. 使用前将qPCR主混合液及引物（表2）在室温下解冻。
3. 规划每个孔中将加载的反应体系：包括含有目标物种的阳性对照、非目标物种的阳性对照、样品以及阴性对照的孔（图5）。
   1. 本示例中使用十个孔——其中五个用于德国洋甘菊鉴定试验，其余五个用于罗马洋甘菊鉴定试验。对于每种物种鉴定试验，一个孔包含从目标物种参考材料中提取的DNA作为阳性对照，另一个孔包含从非目标物种参考材料中提取的DNA作为阳性对照，两个孔加入从田间采集的花和叶DNA样本，一个孔用于阴性对照。表3描述了每种孔的类型。
4. 根据说明书为每种植物物种鉴定试验配制反应主混合液。典型的反应主混合液包含通用qPCR主混合液（2×）、特异性正向和反向引物以及无核酸酶水。表4列出了反应体系的组成。
   注意：若不立即使用，请将qPCR反应主混合液置于+2 °C至+8 °C的冷藏设备或小型冰箱中保存。
5. 使用前通过移液彻底混匀反应主混合液。
6. 将qPCR检测卡正面朝上放置于平坦且稳定的表面上。
7. 根据步骤3.3中定义的孔位，将步骤3.4中配置的18 µL反应主混合液加入检测卡的各孔中。本演示中，将德国洋甘菊鉴定试验的反应主混合液加入标记为GC试验的孔（GCT，位于孔1、3、5、7、9），将罗马洋甘菊鉴定试验的反应主混合液加入标记为RC试验的孔（RCT，位于孔2、4、6、8、10）（见图5）。
8. 从DNA提取管的上清液及预先提取好的DNA阳性对照中转移2 µL DNA至已预装qPCR主混合液的检测卡孔中。每次加入DNA模板后，通过移液轻轻混匀溶液。
   注意：转移DNA时避免吸入漂浮的细胞碎片。如有必要，可使用微型离心机分离上清液与细胞碎片。
9. 小心地用粘性封膜密封检测卡。将检测卡放入热循环室并关闭舱门。
10. 启动qPCR仪器开始运行。

结果

按照第1节所述方案，在95 °C下对采集管加热孵育10分钟后，从花序和叶片中提取植物DNA至 supernatant（上清液）中。本研究中，花和叶的上清液均呈现黄色和黄绿色，表明多种天然化合物随植物DNA一同释放到上清液中（图6）。尽管后续对所有野外提取的DNA模板均成功实现了三重复PCR扩增，但仍于实验室中进行了DNA质量评估作为参考。通过荧光测定法测定，花序DNA提取物的浓度范围为3.69–5.36 ng/µL，叶片DNA提取物的浓度范围为6.42–9.29 ng/µL。采用分光光度法测定花和叶DNA提取物的A₂₆₀/A₂₈₀和A₂₆₀/A₂₃₀吸光度比值。然而，由于DNA与植物化学成分的紫外吸收光谱存在重叠，这些比值无法可靠测定（数据未显示）。

采用嵌入式荧光染料对目标片段的扩增进行实时监测。由于特异性引物 M. chamomilla 和 C. nobile 均靶向植物基因组中拷贝数为数十至数百的内转录间隔区2（ITS2）区域，因此25个PCR扩增循环已足以产生足够的扩增子用于洋甘菊物种的鉴定。在图7中，M. chamomilla 鉴定试验中 M. chamomilla 阳性对照的Ct值小于25（GCP_GCT），而在 C. nobile 鉴定试验中，同一对照在25个扩增循环后的荧光信号低于检测阈值（GCP_RCT）。另一方面，在25个循环后，C. nobile 阳性对照在 M. chamomilla 鉴定试验中的荧光信号低于检测阈值（RCP_GCT），而在 C. nobile 鉴定试验中，该对照的Ct值小于25（RCP_RCT）。目标与非目标阳性对照在各自检测体系中的扩增结果表明，M. chamomilla 鉴定方法具有良好的特异性。对于样本DNA，田间采集的花头和叶片DNA提取物在 M. chamomilla 鉴定试验中的Ct值分别为15.18和19.41（Sample1(FLOWER)_GCT 和 Sample2(LEAF)_GCT）。这两个样本在 C. nobile 鉴定试验中均未发生扩增（Sample1(FLOWER)_RCT 和 Sample2(LEAF)_RCT）。两个样本的扩增模式与 M. chamomilla 阳性对照的扩增模式一致。阴性对照在 M. chamomilla 和 C. nobile 鉴定试验中均未发生扩增（NC_GCT 和 NC_RCT），排除了因PCR污染导致假阳性的可能。为进一步确认阳性对照和样本中的特异性扩增，实验室中将各孔PCR终产物的部分扩增产物在2%琼脂糖凝胶上进行电泳分析（图8）。在 M. chamomilla 鉴定试验中，两个田间样本的扩增产物与 M. chamomilla 阳性对照迁移位置相同，估计大小略大于100 bp（理论大小为102 bp）。在 C. nobile 鉴定试验中，非目标物种 C. nobile 阳性对照产生了一条位于50–100 bp之间的条带，符合其理论大小65 bp。其余泳道未观察到特异性扩增产物，这与田间检测中这些孔无荧光信号的结果一致。

PCR 扩增后，进行熔解曲线分析，以评估双链 DNA（dsDNA）在加热过程中的解离特性。在熔解曲线分析的最后循环中，随着温度逐步升高，双链扩增产物因温度上升而发生解离。嵌入型荧光染料逐渐释放到溶液中，导致荧光强度下降（图 9A）。通过一阶导数曲线的拐点确定熔解温度（Tm）（图 9B），该温度主要取决于 DNA 片段长度和 GC 含量。将 Ct 值与熔解温度结合，可提高 qPCR 分析的特异性。在本研究中，M. chamomilla 阳性对照 PCR 扩增产物的熔解温度峰值出现在 85.6 °C（GCP_GCT），明显不同于 C. nobile 阳性对照 PCR 扩增产物的熔解温度峰值 79.1 °C（RCP_RCT）。田间采集的花头和叶片样本的 PCR 扩增产物分别在 85.2 °C 和 84.8 °C 出现熔解温度峰值（Sample1(FLOWER)_GCT 和 Sample2(LEAF)_GCT）。为评估便携式 qPCR 系统所测熔解温度的变异情况，额外收集了多个数据点，以确认样本的熔解温度始终接近 M. chamomilla 阳性对照的熔解温度（差异在 2 °C 以内），且明显远离 C. nobile 阳性对照扩增产物的熔解温度（差异大于 2 °C）（图 10）。其他反应孔中有时也出现熔解温度峰值，但其 Ct 值不低于 25，且熔解温度峰值与 M. chamomilla 或 C. nobile 阳性对照相差较大（超过 2 °C）。

综上所述，田间 M. chamomilla 鉴定试验的结果可根据 表5 中总结的判定规则进行解读。所有阳性对照对假定的植物物种检测呈阳性，对其他物种呈阴性，而阴性对照检测结果为阴性。据此判定，两个田间样品均含有 M. chamomilla，但不含 C. nobile。此外，为了将田间检测结果与其他分析技术保持一致，还通过一种先前已验证的DNA条形码方法²⁵ 进一步确认了田间检测结论（数据未显示）。

图 1：植物材料的形态学鉴定。（A）Hibiscus rosa-sinensis 花、Curcuma longa 根、Malva sylvestris 叶、Rosmarinus officinalis 叶、Coriandrum sativum 种子、Zingiber officinale 根。（B）Petroselinum crispum 与 Apium graveolens 碎片难以区分。请点击此处查看此图的放大版本。

图2：植物材料的化学鉴定。（A）HPTLC仪器及典型HPTLC色谱图。（B）HPLC仪器及典型HPLC色谱图。请点击此处查看该图的放大版本。

图3：Matricaria chamomilla 与 Chamaemelum nobile 在田间生长状态。（A）Matricaria chamomilla，改编自 Wikipedia，采用 CC BY-SA 3.0 许可，https://en.wikipedia.org/wiki/Matricaria_chamomilla#/media/File:Matricaria_February_2008-1.jpg。（B）Chamaemelum nobile，改编自 Wikipedia，采用 CC BY-SA 3.0 许可，https://en.wikipedia.org/wiki/Chamomile#/media/File:Chamaemelum_nobile_001.JPG。请点击此处查看此图的高清版本。

图 4：从野外采集 M. chamomilla 植物材料。 请点击此处查看此图的高清版本。

图 5：演示中检测孔的布局。 请点击此处查看该图的放大版本。

图6：采集管中的野外DNA提取物。植物组织残留在原始试管中，上方覆盖着淡黄色的DNA提取物。请点击此处查看此图的放大版本。

图7：荧光图显示在25个热循环周期中PCR产物的累积情况。M. chamomilla 阳性对照和 C. nobile 阳性对照在 M. chamomilla 和 C. nobile 鉴定试验中分别显示出低于25的Ct值。田间采集的花和叶样本通过 M. chamomilla 鉴定试验扩增，其Ct值分别为15.18和19.41。其余孔未发生扩增。请点击此处查看该图的放大版本。

图8：野外PCR扩增产物的凝胶电泳结果。 请点击此处查看此图的放大版本。

图9：熔解温度分析。（A）每个孔中的荧光信号随温度升高而降低。（B）通过熔解曲线分析中的熔解温度峰确认PCR产物的身份。田间花和叶样品在85.2 °C和84.8 °C处出现峰，与M. chamomilla阳性对照产生的峰相近。C. nobile阳性对照在79.1 °C处产生一个峰，与其他三个样品不同。请点击此处查看该图的放大版本。

图10：阳性对照与现场样本之间熔解温度峰的变化。 请点击此处查看该图的放大版本。

阶段	循环	温度	时间
恒温	1	95 °C	60s
扩增	25	95 °C	30s
		60 °C	30s
熔解曲线	1	60 °C	升温速率 0.05 °C/s
		95 °C

表1：qPCR热循环条件 M. chamomilla 和 C. nobile 鉴定试验

检测	引物名称	序列 5'-3'		位置	区域	扩增子大小
Matricaria recutita	ZL3	TCGTCGGTCGCAAGGATAAG		正向	ITS2	102 bp
	ZL4	TAAACTCAGCGGGTAGTCCC		反向
Chamaemelum nobile	ZL11	TGTCGCACGTTGCTAGGAAGCA		正向	ITS2	65 bp
	ZL12	TCGAAGCGTCATCCTAAGACAAC		反向

表2：M. chamomilla 和 C. nobile 鉴定试验所用引物对。

孔位	孔名称	描述
1	GC_PosCtrl_GC_Test	GC检测下的德国洋甘菊阳性对照
2	GC_PosCtrl_RC_Test	RC检测下的德国洋甘菊阳性对照
3	RC_PosCtrl_GC_Test	GC检测下的罗马洋甘菊阳性对照
4	RC_PosCtrl_RC_Test	RC检测下的罗马洋甘菊阳性对照
5	Field_Sample_GC_Test	GC检测下的叶片组织样本
6	Field_Sample_RC_Test	RC检测下的叶片组织样本
7	Field_Sample_GC_Test	GC检测下的花部组织样本
8	Field_Sample_RC_Test	RC检测下的花部组织样本
9	NegCtrl_GC_Test	GC检测下的阴性对照样本
10	NegCtrl_RC_Test	RC检测下的阴性对照样本

表3：M. chamomilla 和 C. nobile 鉴定试验的孔型类型及描述。

试剂	GC检测	RC检测
通用qPCR预混液*	10 µL	10 µL
ZL3引物（10 µM）	0.4 µL	NA
ZL4引物（10 µM）	0.4 µL	NA
ZL11引物（10 µM）	NA	0.4 µL
ZL12引物（10 µM）	NA	0.4 µL
H2O（无核酸酶水）	7.2 µL	7.2 µL
* 含热启动Taq DNA聚合酶

表4：M. chamomilla 和 C. nobile 鉴定试验的预混液组成。

孔名称	预期结果	阳性结果判定标准	阴性结果判定标准
		检测到 / 存在	未检测到 / 不存在
GC_PosCtrl_GC_Test	检测到	Ct < 25 且 84 <= Tm <= 86	-
GC_PosCtrl_RC_Test	未检测到	-	25 个循环内无 Ct 值
RC_PosCtrl_GC_Test	未检测到	-	25 个循环内无 Ct 值
RC_PosCtrl_RC_Test	检测到	Ct < 25 且 79 <= Tm <= 81	-
Field_Sample_Leaf_GC_Test	存在	Ct < 25 且 84 <= Tm <= 86	25 个循环内无 Ct 值
Field_Sample_Leaf_RC_Test	不存在	-	25 个循环内无 Ct 值
Field_Sample_Flower_GC_Test	存在	Ct < 25 且 84 <= Tm <= 86	25 个循环内无 Ct 值
Field_Sample_Flower_RC_Test	不存在	-	25 个循环内无 Ct 值
NegCtrl_GC_Test	未检测到	-	25 个循环内无 Ct 值
NegCtrl_RC_Test	未检测到	-	25 个循环内无 Ct 值

表5：qPCR结果解读规则。

讨论

引物设计和模板选择是获得高效且特异性qPCR扩增的关键步骤。在确定合适的模板后，通常使用引物设计软件，根据引物长度、熔解温度和GC含量等设计参数辅助引物的筛选^33,34。可在预期的实验条件下对反应进行优化和验证，以确保PCR反应的特异性、灵敏度和稳健性³⁵。引物设计不佳可能导致引物二聚体的形成，即引物之间的相互作用产生非特异性产物³⁶。

本研究中使用的无模板对照（NTC）用于检测DNA污染以及可能影响检测结果的引物二聚体。结果显示未发生扩增，表明DNA污染和引物二聚体均无需担忧。DNA污染和引物二聚体可通过无模板对照的熔解曲线进行识别，表现为阳性对照熔解曲线中的额外峰。通常情况下，阳性对照的熔解曲线预期仅出现单一峰，除非模板中富含AT的亚结构域导致不均匀熔解。双峰现象可通过使用uMELT软件模拟熔解实验进行预测³⁷。在本研究中，采用将PCR产物在琼脂糖凝胶上电泳的金标准方法，以确认目标PCR产物的存在，并排除污染及引物二聚体的存在。

植物材料分子分析中的一个重大挑战是在植物DNA提取过程后获得高质量的DNA。植物材料因其具有健康益处的活性化学成分而被交易和使用。在DNA提取过程中，这些化学成分也会释放到DNA提取液中，可能引起PCR抑制，从而导致PCR扩增失败。目前已开发出多种利用有机溶剂和柱层析技术的植物DNA纯化试剂盒，用于去除来源于植物的化学成分³⁸。然而，这些试剂盒所需的通风橱和高速离心机在野外条件下往往无法获得。

在本实验方案中，简化的DNA提取方法采用了一种商用植物DNA提取试剂盒（详见材料表）。该方法能够中和常见的抑制性物质，从而获得可重复的结果，并且对M. chamomilla和C. nobile均能产生稳定的结果。M. chamomilla与C. nobile的花序和叶片均能扩增出具有特异性熔解峰的PCR产物，表明PCR抑制物的存在并非问题。对于其他含有较高水平PCR抑制物的植物，其原始提取物中的DNA扩增效率可能较低。为降低抑制效应并提高扩增效率，在可获取整株植物的情况下，也可选用多糖和多酚含量较低的其他植物部位用于鉴定。若难以获取不同部位的材料，则从花序中分离出的幼嫩叶片或花瓣（通常酚类物质含量较低³⁹）可能更有利于成功扩增。由于DNA序列在整个植株中具有一致性，因此任何植物部位均可用于确认物种身份。若PCR扩增效果仍不理想，可将原始DNA提取物进一步稀释后再进行PCR，或采用更为精细的实验室纯化流程。

PCR 分析的另一个挑战是 DNA 污染导致的假阳性结果，这可能对数据分析产生负面影响。通常通过积极的实验室管理、使用专用设备以及在指定区域内操作来加以控制。采用 qPCR 技术，所有 PCR 分析均可在封闭系统中完成，从而大大降低了在控制不佳的环境中发生 PCR 扩增产物污染的可能性。此外，根据之前的一项验证研究⁴⁰，由于该检测方法具有高度特异性，环境中的 DNA 也不应出现假阳性结果。

仍有改进空间。在本研究展示的方案中，使用了嵌合染料来实时显示目标片段的扩增情况。该方法的特异性还可通过特征性熔解温度进一步确认，M. chamomilla 与 C. nobile 的扩增产物具有不同的熔解温度。因此，基于嵌合染料的PCR技术可高效地在实地回答“这种植物是什么物种？”的问题。然而，除了需要对从野外分离的单株植物进行植物学鉴定外，在许多情况下，仓库中的植物粉末或提取物也能从现场快速身份鉴定中获益。对于这类材料，可能还需要回答其他问题，例如“这种材料中含有哪些成分？”、“是否含有我所寻找的植物物种？”、“是否含有我需要避免的掺杂物？”以及“是否完全或部分被其他有害植物物种替代？”。与使用嵌合染料不同，可设计不同的qPCR探针，在同一反应体系中同时靶向多种植物来源的扩增子，同时保持检测的高特异性和高效性。基于探针的qPCR方法的开发，结合可提供多通道检测的便携式qPCR系统，可进一步拓展现场检测的应用范围，使其适用于更广泛的环境场景，例如植物材料仓库和配送中心，以回答更为复杂的问题。此外，使用多个探针还允许用户在每个反应体系中加入内参扩增控制，以便在怀疑存在PCR抑制时获得更多信息。

与现有同类技术相比，本文所介绍的方案具有以下优势。首先，传统的形态学和化学鉴定方法需要由专家进行操作并解读结果，而基于qPCR的鉴定检测可由具备基础分子生物学知识的人员操作，且结果解读更为标准化。其次，与通常在实验室中进行的基于qPCR的物种鉴定与区分方法相比，使用便携式仪器的现场鉴定方案无需占用大量空间的设备，例如高速离心机、DNA质量评估设备、带荧光检测功能的PCR仪以及运行专用软件的计算机。因此，基于DNA的物种鉴定可在任何环境下即时开展。第三，植物材料的筛查是一项需要全球协作的工作。随着云计算和人工智能技术的发展，便携式设备有望接收由实验室专家开发并验证的方法，由偏远地区的非专业人员操作，并生成来自第三方的客观认证结果。因此，随着远程工作日益成为趋势，这一方案比以往更具吸引力。

综上所述，本方案展示了利用便携式qPCR系统在野外对M. chamomilla进行鉴定的方法。该技术的成功应用将为植物种类鉴定提供高度准确的结果，并帮助植物类产品的生产商和供应商以及时且经济高效的方式对植物原料进行质量鉴定。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
电池	TNE	78000mAh	提供野外电源
bCUBE	HYRIS	bCUBE 2.0	便携式qPCR仪
反应卡盒（16孔）	HYRIS	NA	bCUBE耗材
电动移液器	Eppendorf	NA	液体操作
Extract-N-AmpTM 植物PCR试剂盒	SIGMA	XNAP2-1KT	植物DNA提取试剂盒
德国洋甘菊（Matricaria chamomilla L）花植物参考物质	AHP	2264	用作阳性对照
迷你干浴仪	Yooning	MiniH-100L	用于DNA提取
无核酸酶水	AMBION	AM9937	qPCR反应
引物	Thermo Fisher Scientific	NA	qPCR反应
罗马洋甘菊（Chamaemelum nobile）花植物参考物质	ChromaDex	ASB-00030806-005	用作阳性对照
Luna universal qPCR master mix	NEB	M3003L	qPCR反应