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方法文章

通过立体定位注射5,7-二羟色胺消除小鼠背缝核中的5-羟色胺能神经元

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DOI：

10.3791/60968

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2020年5月1日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute for Regenerative Medicine, Shanghai East Hospital, Frontier Science Center for Stem Cell Research, School of Life Sciences and Technology, Tongji University, 2Department of Ophthalmology, Shanghai Tenth People's Hospital Affiliated to Tongji University School of Medicine

本文内容

摘要

本方案描述了一种背缝核（DRN）损毁小鼠模型（>通过立体定位注射5,7-二羟基色胺至中缝背核（DRN），采用倾斜入路以避免损伤上矢状窦，实现实验小鼠中缝背核5-羟色胺能神经元稳定丢失，同时达到90%的存活率。

摘要

立体定位注射已广泛用于将化合物或病毒直接递送至啮齿类动物的特定脑区。由于中缝背核（DRN）位于上矢状窦（SSS）下方，直接靶向该区域的5-羟色胺能神经元可能导致严重出血和动物死亡。本方案描述了一种中缝背核5-羟色胺能神经元损毁小鼠模型的建立方法，其动物存活率超过>90%，且DRN内5-HT阳性细胞稳定减少超过>70%。该损毁通过立体定位技术，以30°前/后方向倾斜进针，将选择性5-羟色胺能神经毒素5,7-二羟基色胺（5,7-DHT）注射至DRN，从而避免损伤SSS。中缝背核5-羟色胺能神经元损毁小鼠表现出与焦虑相关的行为改变，可用于验证DRN损毁手术的成功。本方法虽用于DRN损毁，但亦适用于其他需要倾斜进针以避开中线结构的立体定位注射。该中缝背核5-羟色胺能神经元损毁小鼠模型为研究5-羟色胺能神经元在广泛性焦虑障碍和重度抑郁障碍等精神疾病发病机制中的作用提供了重要工具。

引言

5-羟色胺（5-HT）是一种重要的神经递质，主要在肠道和大脑中产生，影响多种心理功能。在中枢神经系统（CNS）中，5-羟色胺能系统在调节情绪与社会行为、睡眠与觉醒、食欲、记忆以及性欲方面发挥核心作用。在中枢神经系统中，5-羟色胺由5-羟色胺能神经元合成，这些神经元可分为以下两组：头侧组，其具有上行投射，几乎支配全脑；尾侧组，主要投射至脊髓1。头侧组包含大脑中约85%的5-羟色胺能神经元，由尾侧线性核、中缝正中核以及背缝核（DRN）组成，其中背缝核是大脑中5-羟色胺能神经元数量最多的区域。

通常认为，5-羟色胺系统功能失调与重度抑郁症（MDD）和广泛性焦虑症（GAD）的发病机制相关2。这主要是因为选择性5-羟色胺再摄取抑制剂（SSRIs）对这些精神疾病具有良好的药理治疗效果3,4。此外，累积的证据表明，躁狂5和自杀行为6可能与背缝核（DRN）中5-羟色胺功能水平降低有关。已有研究报道，Pet1-Cre;Lmx1bflox/flox小鼠和hTM-DTAiPet1小鼠（分别为从晚期胚胎阶段7和成年期8起缺乏大部分中枢5-羟色胺能神经元的遗传小鼠模型）表现出情境性恐惧记忆增强。然而，尽管已有大量研究，背缝核5-羟色胺能神经元在这些精神疾病中的确切作用仍有待阐明。

为了探究中缝背核（DRN）5-羟色胺能神经元调控5-羟色胺相关精神疾病发病机制的机制，研究人员已建立了动物模型。已有研究应用光遗传学工具抑制大鼠DRN中的5-羟色胺能神经元，结果显示这些动物表现出焦虑样行为增加9。然而，光遗传学技术存在局限性。例如，必须将光传递装置植入脑内深部靶区，而在植入手术过程中或由于光源设备释放的热量，可能对周围组织造成损伤。即使温度变化未引起可检测到的脑组织损伤，仍可能诱发显著的生理和行为效应10。

药理学干预可能是构建中缝背核（DRN）5-羟色胺能神经元损毁动物模型的较简便方法。一些研究团队通过立体定位微量注射5-羟色胺神经毒素5,7-DHT至DRN，成功建立了DRN 5-羟色胺能神经元损毁的大鼠模型。然而，这些大鼠模型表现出不同的行为改变，例如抗焦虑行为11、焦虑样行为增加12以及物体记忆受损13。尽管在大鼠中已有大量研究，但关于5,7-DHT对小鼠影响的研究相对较少。有研究组报道，在接受DRN立体定位注射5,7-DHT的实验小鼠中，死亡率过高（>50%），且5-羟色胺耗竭程度有限14。另一研究组报道，不可预测的慢性温和应激（UCMS）可显著改变由5,7-DHT诱导的DRN损毁小鼠的攻击潜伏期，但该研究未提供组织学结果以证实DRN中确切的5-羟色胺能神经元丢失15。由于DRN的解剖位置位于上矢状窦（SSS）下方，采用标准操作进行DRN立体定位注射可能导致小鼠大量出血和高死亡率16。

本方案描述了通过立体定位注射5,7-DHT建立中缝背核（DRN）5-羟色胺能神经元损伤小鼠模型的方法（实验小鼠存活率>90%），可实现DRN中5-羟色胺能神经元的稳定丢失。在DRN中的注射采用斜向入路，以避免对上矢状窦（SSS）造成损伤。该手术可稳定导致小鼠DRN中>70%的5-羟色胺能神经元丢失，并引发与焦虑相关的行为改变。本方案主要用于诱导DRN损伤，但也可为需要对其他中线结构进行立体定位注射的研究人员提供参考。此外，该DRN 5-羟色胺能神经元损伤小鼠模型为研究5-羟色胺能神经元在精神疾病（如重度抑郁障碍MDD和广泛性焦虑障碍GAD）中的作用，以及评估针对这些疾病的潜在神经保护剂或治疗策略提供了有价值的工具。

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方案

所有外科手术干预和动物护理程序均已获得中国上海市同济大学生命科学与技术学院动物伦理委员会的批准。

1. 动物饲养

  1. 将雄性C57BL/6NCrl小鼠（10周龄，25 g，n = 21）饲养于标准条件下（24 °C；55%湿度），光照/黑暗周期为12 h/12 h。
  2. 提供食物和水 随意摄取.
    注意：此处使用三只小鼠以确认针道位置。

2. 试剂的准备

注意：所有药物配制步骤均须在层流罩内进行，以避免污染。所有配制好的溶液均储存于 -80 °C 冰箱中。建议每次使用一个分装 aliquot，完全解冻后充分混匀，使用后弃去管中剩余溶液，避免反复冻融。

  1. 将0.25 g丙米嗪盐酸盐溶于100 mL 0.9%生理盐水中，配制成2.5 mg/mL的溶液。使用带有0.22 μm孔径亲水性PES膜的注射器滤器对溶液进行灭菌。然后将溶液分装（每管1.8 mL）至2 mL微量离心管（EP管）中。立即标记、注明日期，并于-80 °C冰箱中保存。推荐动物使用剂量为25 mg/kg。
  2. 将5 mg 5,7-二羟基色胺（5,7-DHT）溶于含0.1%抗坏血酸的1.67 mL 0.9%生理盐水中，配制成3 μg/μL的溶液。轻轻涡旋混匀，使用0.22 μm孔径注射器滤器灭菌，并将溶液分装（每管10 μL）至0.5 mL EP管中。立即标记、注明日期，并于-80 °C冷冻保存。推荐动物使用剂量为每只小鼠2 μL。
  3. 按照先前所述方法17溶解酮洛芬（镇痛剂）。将250 mg酮洛芬溶于15 mL水和1 mL 1 M NaOH中，调节pH至7.3，加水定容至125 mL，最终浓度为2 mg/mL。使用0.22 μm注射器滤器对溶液进行灭菌，并将溶液分装（每管0.4 mL）至1.5 mL EP管中。标记、注明日期后于-80 °C冷冻保存，直至使用。推荐动物使用剂量为5 mg/kg。

3. 仪器和小鼠的准备

  1. 准备一个已通过高温高压灭菌器灭菌的手术包（内含手术刀、组织镊、剪刀、持针器、3-0 缝合线、耳标及耳标钳）。将75%乙醇、聚维酮碘、3%过氧化氢、载体溶液（0.1%抗坏血酸溶于0.9%生理盐水中）、棉签、氧氟沙星眼膏和小鼠复苏笼置于加热垫上，并使用带有32 G针头的Hamilton注射器和1 mL注射器。
  2. 在5,7-DHT注射前1小时，称量并记录小鼠体重，随后对其进行腹腔内（i.p.）注射去甲替林（2.5 mg/mL，10 μL/g体重）。
    注：在5,7-DHT注射前1小时给予去甲替林的目的是防止儿茶酚胺能细胞丢失18。
  3. 采用异氟烷吸入麻醉法对小鼠进行麻醉（诱导时浓度为3%，维持时为1.5%，气体流速=2 L/min）。通过皮下（s.c.）注射给予酮洛芬（2 mg/mL，2.5 μL/g体重）。通过夹捏尾部无反应来确认麻醉深度足够。

4. 立体定位注射

  1. 将麻醉后的小鼠置于立体定位仪平台上，然后使用立体定位仪的耳杆和门齿杆固定其头部。
  2. 剃除小鼠头部毛发，随后用75%乙醇擦拭一次，再用聚维酮碘擦拭一次，清洁暴露的头皮。
  3. 使用棉签在头皮上涂抹利多卡因软膏以提供局部镇痛。在眼睛上涂抹氧氟沙星眼膏以保护角膜。
  4. 使用手术刀沿中线做切口，从眼睛后方1 mm处至耳间线。
  5. 用浸有3%过氧化氢的棉签去除骨膜，然后干燥颅骨并暴露颅缝。标记前囟（bregma）和后囟（lambda）的位置。
  6. 通过调节门齿杆调整头部位置，使前囟和后囟处于同一水平面。调节针尖接触前囟或后囟，记录内侧/外侧（ML）和背侧/腹侧（DV）坐标，并调节门齿杆，使前囟和后囟的DV坐标和ML坐标分别相等。
  7. 松开垂直定位按钮和锁紧螺钉，然后将操作臂（z轴）在前后（AP）方向上设置为30°，如图1A、B所示。锁紧按钮。
  8. 将装有2 μL 5,7-DHT（3 μg/μL）的汉密尔顿注射器固定在夹持器上（假手术组小鼠注射含0.1%抗坏血酸的0.9%生理盐水）。调节针尖接触前囟标记点，然后使用数字显示模块将ML、AP和DV值归零。
    注：5,7-DHT溶液为棕色液体，便于判断汉密尔顿注射器是否填充充分。若无数字显示模块，可记录针尖接触前囟时三个轴上的读数，最终坐标为“记录数值加上本方案提供的坐标”。例如，若y轴（A/P方向）操作臂上的读数为“a”，则A/P方向的最终坐标应为“a - 6.27”。
  9. 移动操作臂，将针尖调整至注射位置（APa = -6.27，ML = 0；最终坐标计算公式见图1B）。使用记号笔标记目标位置。
  10. 使用便携式高速微型钻头钻出骨孔，然后移动操作臂将针尖降至目标位置（DVa = -4.04）。缓慢向脑内注射2 μL溶液（0.5 μL/3 min），注射后保持针尖原位5分钟以防止溶液泄漏。注射完成后轻柔拔出针头。
  11. 使用3-0缝合线对切口进行间断缝合。用浸有聚维酮碘的棉签包裹缝合部位，以防感染。
  12. 用聚维酮碘棉签清洁右耳，然后在耳基部佩戴灭菌耳标以用于识别。
  13. 将实验小鼠从立体定位仪上取下，放入位于加热垫上的恢复笼中，直至完全从麻醉中恢复。

5. 小鼠的术后护理

  1. 术后每天皮下注射一次酮洛芬，持续至术后2天。
  2. 术后每天观察小鼠，持续至术后7天。

6. 高架T型迷宫实验

注意：按照先前所述方法进行测试19,20。

  1. 确保高架T型迷宫（ETM）测试装置由两条开放臂（30 cm × 5 cm × 0.5 cm）和两条封闭臂（30 cm × 5 cm × 16 cm × 0.5 cm）组成，开放臂与封闭臂相互垂直，并连接一个中心平台（5.0 cm × 5.0 cm × 0.5 cm）。其中一条封闭臂用不透明塑料板封闭，形成T形结构（图2A）。
  2. 在ETM测试前3天，每天对动物进行5分钟的手动适应训练。
  3. 术后第30天，进行ETM测试。
  4. 在行为测试当天，将小鼠置于其中一条开放臂中，持续10分钟。
  5. 进行抑制性回避测试时，将每只小鼠放置于封闭臂的远端，记录其四只脚全部离开该臂所需的时间，共进行三次试验。第一次试验为基线回避，第二次试验为回避1，第三次试验为回避2。
  6. 每次试验之间将小鼠放回笼中静置30秒，并设定截止时间（本实验中每次试验的截止时间为300秒）。

7. 灌注、固定、免疫组织化学染色及定量分析

  1. 在研究结束时（术后35天，行为学测试完成后），在小鼠处于全身麻醉状态下进行全身灌注和固定。
    1. 按照步骤3.3所述方法麻醉小鼠。将深度麻醉的小鼠置于仰卧位。
    2. 用75%酒精湿润整个腹侧区域的毛发。
    3. 在胸骨下方做一切口，随后在肋骨上做V形切口。使用镊子夹住肋骨以暴露心脏。
    4. 将静脉输液针插入左心室，然后立即用剪刀剪开心耳，使血液流出。
    5. 打开蠕动泵，通过循环系统向全身灌注生理盐水。当右心房流出的液体变清亮、肝脏颜色由红色变为淡红色时，更换为4%多聚甲醛（PFA）继续灌注。当小鼠尾巴摆动且身体变得僵硬时，再灌注5 mL的4% PFA。
      注意：小鼠尾巴摆动是灌注充分的标志。
  2. 经心脏灌注4% PFA后脑组织的分离
    1. 使用大剪刀将小鼠断头，然后剪开皮肤以暴露颅骨。
    2. 在颅底（与颈部连接处）做两个切口，沿两眼连线做一切口，然后沿矢状缝切开颅骨。用镊子夹住并从外侧剥离两侧半球的颅骨，以暴露脑组织。
      注意：沿矢状缝切开颅骨时必须小心操作，否则可能导致脑组织损伤并分裂成多块。
    3. 取出脑组织并置于4% PFA中，4 °C下过夜以进行后固定，随后将脑组织转移至30%蔗糖溶液中直至其沉底。
      注意：若使用振动切片机切片，则无需使用30%蔗糖进行脱水处理。
  3. 包埋前用纸巾吸干组织周围多余的液体。将脑组织包埋于OCT中，并使脑的前部朝向持样头。
    注意：样本方向至关重要。必须将脑的前部固定在持样头上，以确保切割面位于尾侧部分。
  4. 使用冷冻切片机切割DRN的冠状切片（从前囟后4.0–4.8 mm处），厚度为30 μm（每隔四片取一片），并将切片收集于PBS中。储存于脑切片冷冻保存液（SCS）中，置于-20 °C保存。
    注意：准确识别DRN结构非常重要。连续的解剖结构如图3A–H所示。其特征性结构包括：第四脑室侧隐窝（LR4V，图3A,E中红色虚线）、第四脑室（4V，图3B,F中红色虚三角形）、小脑第二叶（2Cb，图3C/G中红色虚菱形结构）以及导水管（Aq，图3D,H中红色虚孔）。当观察到如图3D,H所示结构时开始收集组织切片，随后以30 μm厚度连续切片（每隔四片取一片），共获得24张冠状切片。切片的H&E染色结果见（图3E–H）。每四片中的第四片用于免疫荧光染色，其余切片保存于SCS中。若难以辨认结构，可将其中一片切片贴片观察以辅助定位。
  5. 按照先前描述的方法进行免疫组织化学检测21,22。
  6. 使用ImageJ软件在整个DRN不同切片水平上计数5-HT阳性细胞。

8. 统计分析

  1. 使用统计软件进行数据分析。结果以均值 ± 标准误表示。
  2. 采用双因素方差分析或非配对 t 检验对数值进行统计分析，当 **p < 0.01 时认为差异具有统计学显著性。

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结果

在冠状切面中，中缝背核（DRN）的位置位于上矢状窦（SSS）和导水管下方（图1B,C）；因此，采用标准方法定位DRN可能导致小鼠大量出血和高死亡率16。为此，本研究采用倾斜进针方式而非标准的垂直进针方式进行立体定位注射，以避免损伤上矢状窦（图1A,B）。为确认针头进入脑内的位置，对接受立体定位注射的小鼠在术后立即处死，灌注后取出脑组织进行组织学检查。如图1C所示，损伤部位（针道）恰好位于导水管下方的中缝背核区域。

据报道，ETM中的抑制性回避可能是一种适合评估焦虑行为的任务19。小鼠倾向于回避高架迷宫的开放臂，而偏好封闭臂；因此，在封闭臂中停留时间更短的小鼠表现出抗焦虑行为20。本实验方案的结果显...

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讨论

本方案成功描述了一种可靠的中缝背核（DRN）5-羟色胺能神经元损毁小鼠模型的制备方法，具有高损毁可重复性和低死亡率的特点。由于中缝背核上方紧邻矢状窦（SSS），对其进行靶向操作较为复杂，可能损伤SSS16，导致严重出血甚至死亡14。因此，为避免损伤SSS，立体定位注射时将操作臂在前后（AP）方向上设置为30°角（图1A,B）。导水管下方可见的针道轨迹（图1C）证实了对DRN的精确定位。术后一个月，DRN 5-羟色胺能神经元损毁小鼠在高架十字迷宫（ETM）测试中表现出显著缩短的潜伏期，提示具有抗焦虑样行为（图2B），且损毁侧DRN中5-羟色胺能神经元丢失超过>70%（图4）。

尽管在进行立体定位注射时采用斜向入脑...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本工作得到中国国家重点研发计划［项目编号 2017YFA0104100］、国家自然科学基金［项目编号 31771644、81801331 和 31930068］以及中央高校基本科研业务费的资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
0.22微米注射器滤器MilliporeSLGPRB
3%过氧化氢江西草珊瑚有限公司，中国江西
5,7-二羟基色胺Sigma-AldrichSML20583ug/ul，2ul
紧凑型小动物麻醉机瑞沃德生命科学有限公司R500系列
冷冻切片机Leica Biosystems，德国韦茨拉尔CM1950
Cy 3 AffiniPure 驴抗山羊IgG（H+L）Jackson ImmunoResearch705-165-0031:2,000
DAPISigma-AldrichD8417
盐酸去甲替林Sigma-AldrichPHR172325mg/kg
Eppendorf管Quality Scientific Plastics509-GRD-Q
山羊抗5-HT抗体Abcamab660471:800
GraphPad PrismGraphpad Software Inc，美国加利福尼亚州
Hamilton微量注射器Hamilton87943
酮洛芬Sigma-AldrichK1751-1G5mg/kg
L-抗坏血酸BBI生命科学A610021-05000.10%
利多卡因软膏清华同方制药有限公司H20063466
氧氟沙星眼膏沈阳兴齐制药有限公司，中国H10940177
蠕动泵上海沪西分析仪器厂有限公司，中国上海HL-1D
立体定位仪瑞沃德生命科学有限公司68018
超低温冰箱海尔DW-86L388
涡旋振荡器Kylin-bellVORTEX-5

参考文献

  1. Goridis, C., Rohrer, H. Specification of catecholaminergic and serotonergic neurons. Nature Review Neurosciences. 3 (7), 531-541 (2002).
  2. Zmudzka, E., Salaciak, K., Sapa, J., Pytka, K. Serotonin receptors in depression and anxiety: Insights from animal studies. Life Science. 210, 106-124 (2018).
  3. Sanchez, C., Asin, K. E., Artigas, F. Vortioxetine, a novel antidepressant with multimodal activity: review of preclinical and clinical data. Pharmacology and Therapeutics. 145, 43-57 (2015).
  4. Pae, C. U., et al. Vortioxetine, a multimodal antidepressant for generalized anxiety disorder: a systematic review and meta-analysis. Journal of Psychiatric Research. 64, 88-98 (2015).
  5. Howerton, A. R., Roland, A. V., Bale, T. L. Dorsal raphe neuroinflammation promotes dramatic behavioral stress dysregulation. Journal of Neuroscience. 34 (21), 7113-7123 (2014).
  6. Matthews, P. R., Harrison, P. J. A morphometric, immunohistochemical, and in situ hybridization study of the dorsal raphe nucleus in major depression, bipolar disorder, schizophrenia, and suicide. Journal of Affective Disorders. 137 (1-3), 125-134 (2012).
  7. Dai, J. X., et al. Enhanced contextual fear memory in central serotonin-deficient mice. Proceedings of the National Academy of Science USA. 105 (33), 11981-11986 (2008).
  8. Song, N. N., et al. Reducing central serotonin in adulthood promotes hippocampal neurogenesis. Science Reports. 6, 20338(2016).
  9. Nishitani, N., et al. Manipulation of dorsal raphe serotonergic neurons modulates active coping to inescapable stress and anxiety-related behaviors in mice and rats. Neuropsychopharmacology. 44 (4), 721-732 (2019).
  10. Long, M. A., Fee, M. S. Using temperature to analyse temporal dynamics in the songbird motor pathway. Nature. 456 (7219), 189-194 (2008).
  11. Sena, L. M., et al. The dorsal raphe nucleus exerts opposed control on generalized anxiety and panic-related defensive responses in rats. Behavioral Brain Research. 142 (1-2), 125-133 (2003).
  12. Hall, F. S., Devries, A. C., Fong, G. W., Huang, S., Pert, A. Effects of 5,7-dihydroxytryptamine depletion of tissue serotonin levels on extracellular serotonin in the striatum assessed with in vivo microdialysis: relationship to behavior. Synapse. 33 (1), 16-25 (1999).
  13. Lieben, C. K., Steinbusch, H. W., Blokland, A. 5,7-DHT lesion of the dorsal raphe nuclei impairs object recognition but not affective behavior and corticosterone response to stressor in the rat. Behavioral Brain Research. 168 (2), 197-207 (2006).
  14. Martin, S., van den Buuse, M. Phencyclidine-induced locomotor hyperactivity is enhanced in mice after stereotaxic brain serotonin depletion. Behavioral Brain Research. 191 (2), 289-293 (2008).
  15. Yalcin, I., Coubard, S., Bodard, S., Chalon, S., Belzung, C. Effects of 5,7-dihydroxytryptamine lesion of the dorsal raphe nucleus on the antidepressant-like action of tramadol in the unpredictable chronic mild stress in mice. Psychopharmacology (Berlin). 200 (4), 497-507 (2008).
  16. Xiong, B., et al. Precise Cerebral Vascular Atlas in Stereotaxic Coordinates of Whole Mouse Brain. Frontiers in Neuroanatomy. 11, 128(2017).
  17. Spofford, C. M., et al. Ketoprofen produces modality-specific inhibition of pain behaviors in rats after plantar incision. Anesthesia and Analgesia. 109 (6), 1992-1999 (2009).
  18. Baumgarten, H. G., Klemm, H. P., Sievers, J., Schlossberger, H. G. Dihydroxytryptamines as tools to study the neurobiology of serotonin. Brain Research Bulletin. 9 (1-6), 131-150 (1982).
  19. Graeff, F. G., Netto, C. F., Zangrossi, H. The elevated T-maze as an experimental model of anxiety. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 23 (2), 237-246 (1998).
  20. Lister, R. G. The use of a plus-maze to measure anxiety in the mouse. Psychopharmacology (Berlin). 92 (2), 180-185 (1987).
  21. Lu, J., et al. Generation of integration-free and region-specific neural progenitors from primate fibroblasts. Cell Reports. 3 (5), 1580-1591 (2013).
  22. Cao, L., et al. Characterization of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Human Serotonergic Neurons. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 131(2017).
  23. Sinhababu, A. K., Borchardt, R. T. Molecular mechanism of biological action of the serotonergic neurotoxin 5,7-dihydroxytryptamine. Neurochemistry International. 12 (3), 273-284 (1988).
  24. Jia, Y. F., et al. Abnormal anxiety- and depression-like behaviors in mice lacking both central serotonergic neurons and pancreatic islet cells. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 8, 325(2014).
  25. Marcinkiewcz, C. A., et al. Serotonin engages an anxiety and fear-promoting circuit in the extended amygdala. Nature. 537 (7618), 97-101 (2016).
  26. Ohmura, Y., Tanaka, K. F., Tsunematsu, T., Yamanaka, A., Yoshioka, M. Optogenetic activation of serotonergic neurons enhances anxiety-like behaviour in mice. International Journal of Neuropsychopharmacology. 17 (11), 1777-1783 (2014).
  27. Correia, P. A., et al. Transient inhibition and long-term facilitation of locomotion by phasic optogenetic activation of serotonin neurons. eLife. 6, (2017).

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