我们介绍一种采用针尖弯曲的颅池内注射技术，该针可固定于颅骨上，从而避免对下方实质组织造成损伤。该方法可用于软脑膜细胞的遗传谱系示踪和操作，以及脑脊液流动的追踪研究。
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本文内容
摘要
摘要
本文所述方案介绍了一种安全、手动经小脑延髓池注射溶液的方法，同时避免对下方脑实质造成损伤。以往发表的方案建议使用直针头，将其下降至距硬脑膜表面最多1-2 mm处。然而，当硬脑膜被刺穿后阻力突然降低，导致针头难以保持稳定位置。我们的方法则采用针尖弯曲的针头，可将其稳定抵住颅骨枕骨部位，从而在硬脑膜穿刺后防止针头进一步刺入组织。该操作简便、可重复性强，且不会对实验动物造成长期不适。我们以血管软脑膜细胞的遗传谱系示踪为背景，描述了经小脑延髓池注射的技术策略。此外，该技术还可用于探讨多种科研问题，例如通过遗传性基因敲除手段，研究软脑膜在神经发育过程中的作用以及细菌性脑膜炎的扩散机制。同时，该操作还可与自动化输注系统结合，实现持续给药，并可通过注射荧光标记分子来追踪脑脊液的流动。
引言
软脑膜细胞是一类成纤维细胞样的细胞群体，排列成一层覆盖在脑表面的薄膜，表达与胶原交联相关的基因（例如 Dcn 和 Lum），以及参与形成脑-脑膜屏障的基因（例如 Cldn11）1,2。软脑膜细胞参与多种生理功能，从严格调控脑脊液引流3到引导发育中大脑的神经前体细胞迁移4,5。最近一项研究还提出，新生个体的软脑膜可能含有类似放射状胶质细胞的细胞，这些细胞可迁移到脑实质中并发育成功能性的皮层神经元6。
软脑膜细胞位于表层星形胶质细胞附近，并与它们以及其他实质星形胶质细胞共同表达连接蛋白-30（Cx30）7。以下所述的手术操作可通过一次向条件性在Cx30+细胞中表达tdTomato的转基因小鼠（即采用CreER-loxP系统进行谱系示踪）的延髓池注射他莫昔芬活性代谢物endoxifen，实现对这些脑膜细胞广泛且特异性的标记。Endoxifen是他莫昔芬的活性代谢产物，能够以与他莫昔芬相同的方式诱导表达CreER的细胞发生重组。然而，由于endoxifen可溶于5–10% DMSO，而无需使用高浓度乙醇，因此更推荐用于局部给药。此外，endoxifen不会穿透脑-脑膜屏障，从而可实现软脑膜细胞的特异性重组，而不会标记其下方的Cx30+星形胶质细胞群体（参见代表性结果）。
本文介绍的技术旨在通过直接进入小脑延髓池，手动且安全地将化合物注入脑脊液中。与需要开颅的其他更具侵入性的操作方法不同，该方法可在不损伤颅骨或脑实质的情况下输注化合物，因此不会引发由脑实质胶质细胞活化所导致的炎症反应。与先前报道的其他注射策略8,9,10类似，本方法也依赖于钝性分离覆盖在小脑延髓池上方的颈部肌肉，以暴露枕骨大孔区的硬脑膜。然而，与其他方法不同的是，我们建议使用尖端弯曲的针头，可在给药过程中将其稳定地抵住枕骨，从而避免针头刺入过深而损伤下方的小脑和延髓。
该手术方法适用于谱系示踪研究，旨在绘制细胞身份变化及通过实质层的迁移路径。该方法还可改造用于基因消融研究，以探究软脑膜细胞在健康与疾病状态中的作用，例如其在皮层发育5中的贡献或细菌性脑膜炎扩散过程中的作用3,11。最后，当与向野生型动物递送荧光示踪剂相结合时，该技术可用于追踪脑脊液的流动。
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方案
本文所述手术程序已获斯德哥尔摩北部动物实验伦理委员会批准，并依照研究机构（瑞典卡罗林斯卡学院）提供的规范进行。
注意：小脑延髓池注射可根据多种研究目的灵活调整。以下介绍一种通过向携带R26R-tdTomato12和CreER（后者由Cx30启动子驱动13）转基因小鼠品系注射他莫昔芬类似物endoxifen，以高效标记软脑膜细胞并进行命运图谱分析的实验方案。通过使用相同的注射程序注入病毒载体，也可实现对该类细胞群体的标记。最后，通过灌注荧光示踪剂，该方法还可用于追踪脑脊液流动。
1. 注射系统的准备
注意：建议在合适的手术室和无菌条件下进行该操作。手术器械可通过加热（高压灭菌器、玻璃珠灭菌器）进行灭菌，若器械对热敏感，则可使用高效化学消毒剂进行消毒。若采用化学消毒，使用前需将器械冲洗干净；若采用加热消毒，则需待其冷却后再使用。
- 使用镊子将注射器针头在距尖端3 mm处弯成30°角。
注意：请使用带有30 G斜面针头的Hamilton注射器。 - 配制浓度为1 mg/mL的他莫昔芬代谢产物（endoxifen）溶液，用10% DMSO稀释，并用带弯针的注射器吸取该溶液。
注意：向成年C57Bl/6j小鼠（体重约25–30 g）给予5 μL化合物，以确保脑膜细胞得到广泛暴露；但在处理不同年龄或品系的动物时，可能需要通过预实验测试不同浓度和注射体积。 - 调整小鼠头部固定装置，使咬合板与手术台表面呈约30°角。
注意：也可使用具有三点固定的立体定位仪（即双耳和口腔固定）。但在此情况下，动物仅通过咬合板固定，而耳杆可延伸至动物前肢下方，用于在操作过程中支撑动物身体。
2. 麻醉诱导
- 对于注射用麻醉剂，应使用当地机构兽医部门推荐的浓度和给药方式。
- 对于吸入性麻醉剂（如异氟烷），应根据制造商的说明准备给药装置。
- 使用异氟烷时，麻醉诱导阶段的药物浓度设为4%。
- 以400 mL/min的流速输送空气。
- 让麻醉装置向麻醉舱内输送麻醉气体数分钟，随后将小鼠放入麻醉舱中。
注意：在本实验中，我们使用了成年（>2月龄，体重约30 g）的雄性和雌性转基因小鼠，其基因型为Cx30-CreER和R26R-tdTomato，背景品系为C57Bl/6j。 - 在麻醉诱导过程中密切监测动物状态。当小鼠进入完全麻醉状态时，其呼吸频率应明显减慢。
- 将动物从麻醉舱中取出，通过轻捏后肢足垫检查足反射是否被抑制。
注意：反射可能仍然存在，但延迟数秒。若出现此情况，需将动物重新放回麻醉舱，直至足反射完全消失。 - 给予镇痛药物（例如卡洛芬，5 mg/kg，皮下注射），以帮助术后疼痛管理。
3. 实验动物手术前的体位摆放
- 将动物头部固定在头架上。为便于接近小脑延髓池，将动物身体置于与台面约成30°的位置，头部向下倾斜，使头部与身体其余部分形成约120°的角度，并拉伸颈部后侧以方便进入小脑延髓池（图1A）。
- 在动物身下垫上纸巾，以支撑其身体，确保整个操作过程中体位稳定。
- 通过口部装置持续给予麻醉气体，并将异氟烷浓度调至2.5%，空气流速调至200 ml/min。
- 涂抹眼用软膏。
4. 暴露大池
- 剃除动物颈部背面的毛发，并用70%乙醇和碘伏对该区域进行消毒。
- 使用手术剪，在枕骨水平位置开始，沿中线向后做一长约7 mm的切口。
- 用尖头镊子从中线向两侧轻轻分离浅层结缔组织和颈部肌肉，以暴露位于小脑延髓池上方呈倒三角形的硬脑膜。
- 使用无菌吸收棒或棉签控制任何出血。
- 放置小型手术拉钩以保持颈部肌肉被牵开，确保在整个操作过程中清晰可见小脑延髓池。
5. 脑池内注射
- 为了进入小脑延髓池，需定位枕骨的尾端，并将预先弯折的针头插入其正下方。
注意：当穿破硬脑膜时，会突然感到阻力下降。然而，由于针头呈钩状，其尖端仅会轻微刺入脑膜表面之下。 - 一旦硬脑膜被穿刺，通过轻柔地将注射器向上并平行于动物身体的方向牵拉，使针头的弯折尖端进一步滑入硬脑膜下方，以"钩住"颅骨（见图1B）。这将确保更好的稳定性，并防止针头进一步深入，从而避免损伤下方的小脑或延髓。
- 缓慢注射化合物，以避免干扰脑脊液的自然流动。
注意：根据实验目的，输注速率可能有所不同。若需要缓慢且稳定的输注速率（例如，利用该方法追踪脑脊液流动），建议将自动化的微量输注系统与注射器联合使用。 - 注射完成后，让针头在原位停留1分钟，然后小心拔出。可使用尖头镊子辅助将针头从钩住的位置撤出。
注意：使用细针（例如30 G）通常不会对脑膜造成明显损伤，也不会导致脑脊液大量外漏。如果必须使用较大规格的针头，我们建议 在注射部位用无菌棉签施加压力，以阻止液体渗漏。
6. 完成操作步骤及术后护理
- 移除分离器，使肌肉回至其原始位置，覆盖在硬脑膜上。
- 使用数滴氰基丙烯酸酯粘合剂闭合皮肤切口。
注意：也可使用可吸收缝线（例如5-0薇乔缝线），采用间断缝合方式闭合皮肤切口。 - 在切口部位局部注射麻醉剂（例如100 μL的5%利多卡因）。
- 将动物从固定装置中取出，置于加热垫上的清洁笼具中。持续监测动物直至其恢复意识。
注意：该操作预计不会引起动物持久性疼痛或痛苦。尽管如此，仍应在术后最初数天内密切观察小鼠，必要时应采取镇痛措施，并遵循本机构兽医部门提供的相关建议。
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结果
在表达CreER的转基因小鼠中通过小脑延髓池注射给予他莫昔芬代谢产物内氧他莫昔芬13 且一种可诱导的荧光报告系统能够实现对软脑膜细胞的特异性重组，而不会标记邻近表达 Cx30 的皮层表面及实质星形胶质细胞（图1）。为了进入小脑延髓池，需将麻醉后的动物摆放成其身体与头部呈约 120°，从而使其颈部后侧被拉伸（图1A）。通过钝性分离颈部肌肉，暴露硬脑膜的枕骨大孔-寰椎部分，从而进入其下方的小脑延髓池。使用预先弯折成约 30° 距尖端3 mm处。这使得注射器能够紧贴颅骨的枕骨，从而在给药过程中提高稳定性（图1B）。利用脑脊液的生理运动，他莫昔芬溶液被分布至整个蛛网膜下腔，从而高效地重组覆盖嗅球、大脑皮层和小脑的软脑膜细胞（图1<...
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讨论
本文所述方案提供了一种简单且可重复的标记软脑膜细胞以进行命运图谱分析的流程。我们通过向Cx30-CreER; R26R-tdTomato小鼠12,13脑池内注射他莫昔芬的活性代谢产物——依多昔芬，诱导tdTomato荧光报告基因的表达。
与其他通过小脑延髓池获取脑脊液的方案相比9，我们的方法采用弯针并可将其固定于颅骨枕骨部位，从而确保操作过程的安全性和手动给药的稳定性。当穿刺针穿透小脑延髓池的硬脑膜时，会突然感受到阻力下降。此时，其他方案通常建议将针尖进一步推进至硬膜表面下最多1–2 mm，并在整个操作过程中手动保持其位置稳定9。与直针不同，钩状针可牢固固定于颅骨，避免针尖在组织中过度深入，从而消除了损伤下方小脑或延髓的风险。我们的钩状针系统使得溶液给药更为安全，尤其是在采用缓慢输注速率时。
本文所述操作过程预计不会对实验动...
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披露
作者声明无竞争利益。
致谢
本研究由瑞典研究理事会、瑞典癌症协会、瑞典战略研究基金会、克努特和爱丽丝·瓦伦贝里基金会以及卡罗林斯卡学院干细胞与再生医学战略研究计划（StratRegen）的资助支持。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 麻醉装置 | Univentor 410 | 8323102 | 包含蒸发器、腔室以及连接腔室与小鼠头部固定器的管路的完整系统 |
| 麻醉剂（异氟烷） | Baxter Medical AB | 000890 | |
| 聚维酮碘 | Sigma-Aldrich | PVP1 | |
| 卡洛芬 | Orion Pharma AB | 014920 | 商品名为 Rymadil |
| 氰基丙烯酸酯胶水 | Carl Roth | 0258.1 | 可选用 5-0 丝线作为替代 |
| Medbond 组织胶 | Stoelting | 50479 | |
| DMSO | Sigma-Aldrich | D2650 | |
| 内多昔芬 | Sigma-Aldrich | E8284 | |
| 70% 乙醇 | Histolab | 01370 | |
| 哈密尔顿注射器（30 G 斜面针头） | Hamilton | 80300 | |
| 利多卡因 | Aspen Nordic | 520455 | |
| 小鼠头部固定器 | Narishige International | SGM-4 | 带用于吸入麻醉剂的口部组件。也可使用立体定位仪作为替代 |
| 剪刀 | Fine Science Tools | 15009-08 | |
| 剃毛器 | Aesculap | GT420 | |
| 无菌吸收棒 | Fine Science Tools | 18105-01 | 无菌棉签也是良好选择 |
| 手术分离器 | World Precision Instrument | 501897 | |
| 镊子 | Dumont | 11251-35 | |
| Viscotears | Bausch&Lomb Nordic AB | 541760 |
参考文献
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