需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

围产期小鼠的无创心电图检查

6K 次观看

DOI:

10.3791/61074

2020年6月12日

本文内容

摘要

本文介绍一种针对出生后早期小鼠优化的非侵入性心电图(ECG)检测方案,该方案无需使用麻醉剂。

摘要

心电图(ECG)长期以来被依赖为一种有效且可靠的方法,用于评估人类和动物疾病模型中的心血管(及心肺)功能。个体心率、心律和规律性,结合从心电图获取的定量参数,可用于评估心脏传导系统的完整性以及心动周期的整体生理功能 本文全面描述了对围产期和新生小鼠幼崽(最早可至出生后第一天)进行无创心电图检查的方法与技术,且无需使用麻醉剂。本方案旨在直接满足对标准化、可重复的新生小鼠心电图获取方法的需求。从转化医学的角度来看,该方案在表征利用转基因小鼠品系产生的先天性心肺缺陷方面完全有效,尤其适用于分析导致出生后最初几天内致死性缺陷的研究。本方案还旨在直接弥补科学文献中的空白,以表征并提供与出生后早期心脏传导系统发育成熟相关的正常参考数据。该方法不限于特定的出生后时间点,而是允许在出生至出生后第10天(P10)的小鼠幼崽中进行心电图数据采集,这一时间窗口对于在体内模拟人类疾病——特别是先天性心脏病(CHD)——具有至关重要的意义。

引言

心脏功能可以通过多种方式进行测量,其中最常用的方法是使用心电图(ECG)来分析电流通过心脏的情况以及整体的心动周期和功能1。心电图在识别和表征人类及动物疾病模型中的心脏异常方面,仍是一种有效的诊断工具1,2。心电图读数中的异常可出现在心脏发育异常(即先天性心脏病(CHD))中,可能包括表现为心率变化(如心动过缓)和心律异常(如“传导阻滞”)的心律失常,提示心肌结构和/或功能存在缺陷。此类变化可能使患者易发生危及生命的心功能障碍(如充血性心力衰竭和/或心脏骤停),并增加死亡率3,4 鉴于严重且未经治疗的CHD具有较高的死亡率,在这一早期出生后阶段建立一种标准化且可重复的ECG采集方法至关重要。

尽管我们并非首个解决该问题的团队,但以往在小鼠幼崽上采集心电图的方法通常包含侵入性操作(如皮下针电极或导线电极)和/或使用麻醉剂5,6,7。进行非侵入性心电图分析的优势在于可最大限度减少动物所受的疼痛和不必要的应激。虽然实验人员仍需注意避免给幼崽造成应激,但该设备的设计旨在规避常见的应激因素,以获得准确的数据。在评估心脏功能的背景下,对可能存在心肺异常的动物施加麻醉,可能会掩盖甚至加重潜在的病理状况。麻醉剂可能通过改变细胞的去极化和/或复极化过程而影响电传导。此外,使用麻醉会增加新生幼崽发生低体温的风险,这可能进一步干扰对固有病理状态的判断。本方案不引入任何麻醉剂、侵入性操作或明显不适。一旦设备安装完成,涉及动物的装置设置和数据采集便可高效完成,之后即可将幼崽归还母鼠。此外,该系统支持重复或连续多次分析,非常适合需要长期观察、给予药理学治疗等实验研究。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

以下方案遵循新英格兰大学机构动物护理和使用委员会的标准。严格遵守本方案应可在所有被检新生儿(n > 70)中获得满意的心电图读数。

1. 设备准备

  1. 将设备插入已下载心电图软件的计算机的USB端口。测量设备将自动开始加热至(37 °C/98.6 °F)。内部加热单元位于测量单元内部,仅加热塑料表面。银丝电极不会被加热。
  2. 等待约15分钟,使表面达到设定温度。在此期间可收集并准备实验动物。
    注意:此步骤可暂停,平台可保持连接并持续加热较长时间。若无自加热电极平台,也可使用对动物安全的加热垫,以防止母鼠和幼鼠发生低体温。

2. 动物准备

  1. 收集母鼠和幼崽,并在准备采集前将其保留在饲养笼内。
  2. 当测量装置加热至设定温度后,将小鼠幼崽从笼中取出,用喷有70%乙醇的擦拭纸清洁其胸部,然后将幼崽放置在塑料材质的加热表面上。
  3. 让小鼠在黑暗环境中适应该表面约2-5分钟。

3. 小鼠和电极平台设置(电极应用)

  1. 使用金属刮刀、探针或木棒采集少量导电胶(一种常用于啮齿类动物电极固定的快干型高导电性电极胶)。
    注意:可使用任何无纤维的固体物体涂抹导电胶,前提是该物体不会在电极上残留合成纤维或其他类似物质,以免影响电信号质量。
  2. 使用刮刀或木棒,轻轻接触四个扁平电极表面的顶部,轻压后以倾斜角度从电极结构中心向外拉动,使导电胶均匀覆盖。确保每个独立电极均被导电胶完全覆盖。
    警告:此步骤极为关键,必须确保导电胶仅黏附于单个电极,避免在电极之间形成胶丝。电极间的黏连胶丝可能传导电荷,干扰甚至短路目标电信号。此过程不应暂停,因导电胶会迅速固化并牢固黏附。涂抹导电胶后,应在5–10分钟内将小鼠固定于平台(或使用等效的导电电极胶替代品)。
  3. 将残留导电胶的金属刮刀或木棒放置于一旁。
  4. 将新生乳鼠腹部朝下、俯卧放置,头部朝向平台的USB接口边缘。确保幼鼠胸部部分覆盖全部四个电极。轻轻固定其前肢于身体两侧,同时轻压约1分钟,使导电胶充分固化。
  5. 在幼鼠左右两侧安装橡胶硅胶缓冲垫。缓冲垫应稳固固定幼鼠两侧,提供足够稳定性以防止过度移动,但**不可完全限制**其活动。安装后观察幼鼠片刻,并根据需要调整缓冲垫位置。
    警告:切勿过度压迫幼鼠,以免影响呼吸机制及呼吸频率。
  6. 取之前放置一旁的木棒,将剩余导电胶涂抹于接地尾电极,并将其贴附于幼鼠臀部。施加轻柔压力,待导电胶固化后再松开幼鼠。
  7. 在幼鼠臀部上方放置最后一个硅胶缓冲垫,以固定接地电极。
    警告:安装最后一个缓冲垫时,切勿施加过大压力,以免造成幼鼠不适和/或移位接地电极。
  8. 握住整个平台,轻柔地将其放入法拉第笼内。
    警告:操作时需小心,确保法拉第笼就位后顶部硅胶缓冲垫未发生移位。
  9. 开始记录前,确认幼鼠无过度移动,且其身体与头部固定稳妥。
    警告:确保幼鼠头部在缓冲垫内可适度自由活动,鼻部不应完全紧贴平台表面。平台抬高设计旨在轻微抬升胸廓以防止窒息,但仍需密切监测。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

理想的ECG应具有清晰且显著的信号,能够在多个不同的时间范围内分析所有波形(图1)。实验室最初使用肌电图设备的定制应用程序来获取ECG,但所得信号质量不理想,仅能用于分析心率等基本参数(图S1)。这一局限性促使我们与一家公司合作,开发一种专门用于分析新生期早期小鼠幼崽ECG的新型原型设备。

质量较差的读数没有可辨识的心跳波形,显示出明显的干扰,并在整个读数过程中出现波动或不一致(图2)。为获得最高质量的心电图,需仔细遵循操作说明。使用导电凝胶时应谨慎,因其具有一定的黏性,可能需要额外时间让小鼠适应设备。这样做可降低小鼠移动、电极短路以及设备使用不当的风险。小鼠应放置在设备上,头部朝向连接设备与USB端口的导线方向,并呈俯卧姿势(图3)。应使用橡胶缓冲垫将小鼠固定在适当位置,两侧各一个,顶部一个(图3)。这些缓冲垫...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

在出生后第1天的小鼠幼崽中收集到的数据点略低于成年小鼠的预期平均值(500–700次/分钟)。8 随着小鼠年龄增长,心率逐渐上升,更接近预期范围内的数值(表1)。然而,需要强调的是,新生期小鼠的心率处于该范围的较低水平,这支持了应按年龄特异性方式记录正常参考值的观点。本方法与其他心电图检测方案的不同之处在于,不会对小鼠造成任何物理性创伤。该方案完全无创,无需使用麻醉,特别适用于刚出生后的小鼠。目前尚无其他心电图设备能够以这种方式对如此年幼的幼崽进行分析。9,10,11 本实验方案旨在建立一种可靠的参考方法,以生成针对新生小鼠群体的正常参考数据,并可进一步推广应用于人类儿科人群。

对如此小的动物进行心电图检查时,所有操作步骤都必须格外谨慎。然而,有几个关键步骤会直接影响结果的质量。首先是导电凝胶的涂抹。如果凝胶过多,电...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明无利益冲突。

致谢

作者感谢拯救微小心脏协会(KLT)、缅因大学系统COBRE项目(NIGMS资助号P20GM103643;LAF)以及新英格兰大学SURE奖学金项目(VLB)提供的大力支持,同时感谢来自Ashish More(iWorx,新罕布什尔州多佛)提供的专业技术支持。图3、图4和图S1使用Biorender软件绘制。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
LabScribe4iWorxLabScribe4用于记录心电图(ECG)的软件
Neonatal Mouse ECG & Respiration SystemiWorxRS-NMECG : Neonatal Mouse ECG心电图设备
Tensive Conductive Adhesive GelParker Laboratories, Inc22-60用作心电图导电凝胶的 Tac-gel

参考文献

  1. Pappano, A. J., Wier, W. G. Cardiovascular Physiology. 11, Elsevier. 40-41 (2019).
  2. Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: A matter of size. Frontiers in Physiology. 3, Semptember 1-19 (2012).
  3. Sisakian, H. Cardiomyopathies: Evolution of pathogenesis concepts and potential for new therapies. World Journal of Cardiology. 6 (6), 478-494 (2014).
  4. London, B. Cardiac Arrhythmias: From (Transgenic) Mice to Men. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 12 (9), 1089-1091 (2001).
  5. Zehendner, C. M., Luhmann, H. J., Yang, J. -W. A Simple and Novel Method to Monitor Breathing and Heart Rate in Awake and Urethane Anesthetized Newborn Rodents. PLoS ONE. 5, 62628(2013).
  6. Zhao, Y., et al. Dry-contact microelectrode membranes for wireless detection of electrical phenotypes in neonatal mouse hearts. Biomedical Microdevices. 17 (2), 40(2015).
  7. Cao, H., et al. Wearable multi-channel microelectrode membranes for elucidating electrophysiological phenotypes of injured myocardium. Integrative Biology. 6 (8), 789(2014).
  8. Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).
  9. Heier, C. R., Hampton, T. G., Wang, D., DiDonato, C. J. Development of electrocardiogram intervals during growth of FVB/N neonate mice. BMC Physiology. 10, 16(2010).
  10. Heier, C. R., DiDonato, C. J. ECG in neonate mice with spinal muscular atrophy allows assessment of drug efficacy. Frontiers Biosciences (Elite Ed). 7, 107-116 (2015).
  11. Chu, V., et al. Method for noninvasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6(2001).
  12. Patel, S. I., Souter, M. J. Equipment-related electrocardiographic artifacts: causes, characteristics, consequences, and correction. Anesthesiology. 108 (1), 138-148 (2008).
  13. Castellan, R. F. P., Thomson, A., Moran, C. M., Gray, G. A. Electrocardiogram-gated kilohertz visualisation (EKV) ultrasound allows assessment of neonatal cardiac structural and functional maturation and longitudinal evaluation of regeneration after injury. Ultrasound in Medicine and Biology. 46 (1), 167-179 (2020).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

RR