Summary
هنا، نقدم بروتوكولا لإدارة آمنة وفعالة الغاز مخدر للفئران باستخدام الرقمية، وانخفاض تدفق نظام التخدير مع وحدة التنفس الصناعي المتكاملة والرصد الفسيولوجية.
Abstract
تستخدم أجهزة التبخير الرقمية المنخفضة التدفق عادةً مضخة حقنة لإدارة التخدير المتطاير مباشرة في تيار من الغاز الناقل. وفقا لتوصيات رعاية الحيوان، يتم تسخين الحيوانات ورصدها خلال الإجراءات التي تتطلب التخدير. وتشمل معدات التخدير والمراقبة الفسيولوجية الشائعة خزانات الغاز، والمبخخات والمدرجات المخدرة، ووحدات التحكم في الإحترار ومنصات، وأجهزة التنفس الصناعي الميكانيكية، ومقاييس النبض. كما أن الحاسوب ضروري لجمع البيانات وللتشغيل الحاسوبي للمعدات. في مساحات أصغر أو عند القيام بالعمل الميداني، قد يكون من الصعب تكوين كل هذه المعدات في مساحة محدودة.
الهدف من هذا البروتوكول هو إظهار أفضل الممارسات لاستخدام المرذاذ الرقمية منخفضة التدفق باستخدام كل من الأكسجين المضغوط والهواء الغرفة، جنبا إلى جنب مع جهاز التنفس الصناعي الميكانيكية المتكاملة، ومقياس أكسدة النبض، والاحترار الأشعة تحت الحمراء البعيدة ك التخدير شاملة للجميع وجناح الرصد الفسيولوجية مثالية للقوارض.
Introduction
وكثيرا ما تتطلب البحوث التي تشمل نماذج حيوانية معدات متخصصة لجمع البيانات. هناك نوعان شائعان من المبخر مخدر تستخدم عادة لجراحة الحيوانات الصغيرة. تعتمد المبخات المخدرة التقليدية على التبخير السلبي للتخديرات المتطايرة على أساس الضغط الجوي وتدفق الغاز1،2،3،4،5،6،7،8،9،10. وهي مصممة للعمل بمعدلات تدفق من 0.5 لتر / دقيقة إلى 10 لتر / دقيقة ، مما يجعلها مثالية لنماذج الحيوانات الكبيرة11.
لقد أظهرنا مؤخرا آثار انخفاض تدفق المرذاذ الرقمية مقارنة مع المرذاذ التقليدية12،13. يمكن استخدام نظام التخدير الرقمي منخفض التدفق للحفاظ على على مخروط الأنف بمعدلات تدفق منخفضة جدا من 1.5-2.2 مرة حجم الحيوان دقيقة14،15،16.
هناك العديد من الفوائد لاستخدام نظام التخدير الرقمي. وهو يتضمن مضخة مدمجة ، والتي توجه في الهواء المحيط لاستخدامها كغاز ناقل. وهذا يسمح للمستخدم لإدارة التخدير دون استخدام الغاز المضغوط. وقد اقترحت الدراسات الحديثة17,18 أن استخدام الهواء بدلا من الأكسجين كغاز الناقل قد يكون مفيدا لكثير من الإجراءات.
ويمكن أيضا أن تكون رصد الفسيولوجية وقدرات الاحترار المثبتة في نظام التخدير الرقمية منخفضة التدفق. في معظم المؤسسات، والاحترار الحيواني والرصد الفسيولوجية مطلوبة من قبل اللجان الرعاية الحيوانية المؤسسية واستخدام19،20،21،22. وقد أظهرت الدراسات المقارنة بين الآثار الفسيولوجية للعوامل مخدر اكتئاب حاد في درجة حرارة الجسم, وظيفة القلب, ووظيفة الجهاز التنفسي23,24,25. غالبًا ما يكون وضع الحيوان على منصة الاحترار لمراقبة درجة حرارة الجسم الطبيعية والحفاظ عليها مطلوبًا. هناك العديد من الطرق المتاحة لاحترار الحيوانات، مثل سخانات المياه الدافئة، ومنصات التدفئة الكهربائية، ومصابيح الحرارة، ولكن كل من هذه لها عيوب كبيرة. في دراسات مقارنة طرق مختلفة من ارتفاع درجة حرارة الحيوانات، وقد وجد الاحترار الأشعة تحت الحمراء البعيدة لتكون الأكثر فائدة26. المرذاذ الرقمي يتضمن بنيت في الاحترار الأشعة تحت الحمراء البعيدة المثلية للحفاظ على درجة حرارة جسم محددة. هذا يلغي الاحتياجات لأي وحدات تحكم إضافية الوسادة الاحترار.
بالإضافة إلى مراقبة درجة حرارة الجسم ، يعد قياس أكسدة النبض طريقة شائعة لمراقبة معدل ضربات قلب الحيوان وتشبع الأكسجين. هذه الطريقة غير الباضعة بسيطة ودقيقة، وتوفر تقييمًا عامًا لقدرة الحيوان على تنظيم مستويات الأكسجين في الدم. يمكن توصيل مستشعر مخلب لقياس أكسدة النبض إلى نظام التخدير ، كما أظهرنا في السابق2.
غالبًا ما تكون التهوية الميكانيكية مطلوبة عندما يكون الحيوان تحت فترات أطول من التخدير ، أو كلما كان نمط التنفس في الحيوان بحاجة إلى التحكم فيه. المرذاذ الرقمي منخفض التدفق لديه القدرة على تقديم أنفاس التحكم في إما الضغط أو التحكم في الحجم. جهاز التنفس الصناعي المتكامل يلغي الحاجة إلى جهاز التنفس الصناعي الخارجي ومتطلبات إعداد الأنابيب الزائدة.
لأن يتم دمج كافة هذه الشاشات المشتركة والميزات في قطعة واحدة من المعدات، يتم تبسيط إعداد أنابيب بشكل كبير. الغرض من هذا البروتوكول هو إظهار الإعداد واستخدام نظام التخدير الرقمي الكل في واحد.
Protocol
تمت الموافقة على جميع الدراسات الحيوانية من قبل لجنة العناية الحيوانية واستخدام بوردو.
1. إعداد جهاز التبخير منخفض التدفق
- ايزوفلوران أو sevoflurane التسليم
- حدد مصدر غاز الناقل. للاستفادة من مضخة الهواء الداخلية، وإزالة الغطاء الأحمر من ميناء مدخل على الجزء الخلفي من النظام، مما يسمح للنظام إلى غرفة تناول الهواء. لاستخدام الغاز المضغوط، استخدم منظم الضغط أو أداة ضغط ضبط إلى 15 PSI، ثم قم بتوصيله بمنفذ الغاز المضغوط على ظهر النظام.
- قم بتوصيل عبوة الفحم بمنفذ العادم.
- قم بتوصيل موصل الملحق بمنافذ Inspiratory ومنافذ إنتهائية في الجزء الأمامي من النظام. ربط غرفة التعريفي إلى الفروع مع مقاطع زرقاء ومخروط الأنف إلى الفروع مع مقاطع بيضاء (الشكل 1).
- للتهوية الميكانيكية
- قم بتوصيل أنابيب موصل النوبات إلى المقاطع المرمزة باللون الأصفر (الشكل 2).
- معايرة جهاز التنفس الصناعي عن طريق إجراء معايرة المسافة الميتة. من شاشة تشغيل تنفيس، المس الإعداد، ثم Calib & Tests. حدد معايرة المسافة الميتة واضغط على الطلب B.
- لقياس أكسدة النبض
- قم بتوصيل المستشعر بالمنفذ الموجود على ظهر النظام، المسمى MouseSTAT.
- للاحترار
- قم بتوصيل لوحة الاحترار إلى ميناء "وسادة الطاقة" على الجزء الأمامي من النظام.
- قم بتوصيل أحد أجهزة الاستشعار بمنفذ "مستشعر الجسم" والآخر بمنفذ "مستشعر الوسادة". تأمين استشعار لوحة لمنصة الاحترار.
2. تكوين الإعدادات
- للتخدير
- السلطة على نظام التخدير. من شاشة تشغيل Anest، المس إعداد.
- اختر وكيل التخدير. المس نوع Anest، ثم قم بتشغيل Dial B لتحديد Isoflurane أو Sevoflurane.
- تعيين حجم الحقنة. لمس حجم حقنة، ثم تحويل الطلب باء لتحديد حجم.
- المس الخلف للرجوع إلى شاشة تشغيل Anest.
- باستخدام محول زجاجة أعلى، وملء حقنة مع مخدر.
- ربط الحقنة بنظام التخدير. المس إزالة لتحريك كتلة التحريك إلى الوراء إذا لزم الأمر.
- اُنّا أُمَرّى الم المس مع الاستمرار Prime لتحريك كتلة الدفع إلى الأمام حتى تلمس كتلة الدفع الجزء العلوي من المكبس المحاقن. تحول B في حين عقد زر رئيس ينظم سرعة كتلة دافع.
- للتهوية الميكانيكية
- المس علامة التبويب شاشة تشغيل الفتحة، ثم قم بإعداد.
- المس وزن الجسم وأدخل وزن الحيوان.
- المس الأولوية لاختيار التهوية التي يتم التحكم فيها من حيث الحجم أو الضغط. يحدد إعداد وزن الجسم تلقائيًا معدل التنفس المناسب وحجم المد والجزر.
- لقياس أكسدة النبض
- المس علامة التبويب شاشة تشغيل Oxi، ثم قم بإعداد.
- المس الموارد البشرية وحول الطلب B لتعيين الحد الأدنى المسموح به لقراءة معدل ضربات القلب. المسبقة متوفرة.
- للاحترار
- من شاشة تشغيل دافئة، المس الإعداد. اختيار طريقة الاحترار والإعداد درجة الحرارة المستهدفة.
3. بدء الولادة التخدير
- تخدير الماوس
- من شاشة تشغيل Anest، المس بدء الحث لبدء تدفق الهواء. معدل التدفق التعريفي الافتراضي هو 500 مل/دقيقة. تحويل الطلب A يضبط معدل التدفق حسب الحاجة.
- ضع الماوس في غرفة الحث، وأغلق الغطاء بإحكام. ضبط عامل التخدير تركيز الطلب إلى 3٪ لisoflurane.
- مراقبة حتى الماوس قد وصلت إلى الطائرة مخدر المطلوب، التي تحددها انخفاض في معدل التنفس وفقدان منعكس الحق عندما يميل الغرفة. ضبط عامل التخدير تركيز الطلب حسب الضرورة.
- مرة واحدة فقد الحيوان منعكس الحق ومقن بما فيه الكفاية، المس وقف التعريفي.
- إذا رغبت في ذلك، المس غرفة الغسل لتفريغ الغرفة من غاز التخدير المتبقي.
- فتح المشابك المؤدية إلى مخروط الأنف، وإغلاق المشابك المؤدية إلى الغرفة.
- لمس بداية الأنف مخروط. يحدد إعداد "وزن الجسم" معدل تدفق مخروط الأنف، على الرغم من أنه يمكن ضبطه يدويًا عن طريق تحويل الطلب A.
- تناسب على الفور مخروط الأنف، ومركز الحيوان على وسادة الاحترار الأشعة تحت الحمراء.
- أدخل مستشعر الحيوان كمسبار مستقيمي.
4. بدء التهوية الميكانيكية
- إنتوبات الحيوان.
- نقل الحيوان إلى مرحلة الاحتضان مع الحفاظ على الحيوان تخدير.
- أوقف الحيوان من فواصله العلوية باستخدام خيط ثابت على مرحلة الاحتضان الرأسي (الشكل 3).
- تحلي بلطف بين لسان الحيوان إلى الجانب وتصور القصبة الهوائية باستخدام الأضواء المتوفرة في مجموعة النوبات.
- أدخل أنبوب القصبة الهوائية بعناية وتحقق من الموضع الصحيح عن طريق توصيل المثانة الهوائية الصغيرة الأنبوبية والتحقق مما إذا كانت الرئتين تنتفخان.
- قم بتوصيل أنبوب الإنتروراشي بمواسير التهوية.
- المس Stop Nose Cone، ثم المس بدء التنفس الصناعي.
ملاحظة: يحدد إعداد وزن الجسم تلقائياً معدل التنفس السليم وأحجام المد والجزر. لإجراء التهوية التي يتم التحكم فيها بالضغط، قم بضبط الضغط الواحَد المستهدف بين 15-18 سم H2O. قم بإجراء تعديلات على إعدادات جهاز التنفس الصناعي حسب الحاجة لكل بروتوكولات جراحية.
5. بدء الرصد الفسيولوجية
- ضع المستشعر فوق مخلب الحيوان الخلفي (الشكل 4). سيبدأ قياس التأكسج نبض قراءة الموارد البشرية وSO2 تلقائيا. المس علامة تبويب شاشة تشغيل Oxi لعرض بيانات قياس النبض.
Representative Results
عشرة أسابيع من العمر, ذكر, نوع البرية الفئران C57Bl6j وزنها 25.41 ± 0.8 تم استخدام غرام لهذه الدراسة. تم تخدير الفئران وصيانتها على مخروط الأنف أو اضمانها والحفاظ عليها على جهاز التنفس الصناعي الميكانيكية المتكاملة مع 1.5-2.5٪ isoflurane في حين تم رصد معدل ضربات القلب وتشبع الأكسجين. تم إيواء الحيوانات في مجموعة الميكروسوليون، ووفرت حرية الوصول إلى طعام القوارض القياسية والمياه عن طريق الزجاجة.
تم رصد معدل ضربات القلب وSPO2 أثناء الصيانة عن طريق قياس التأكسد النبضي(الشكل 5، الشكل 6، والشكل 7، ). تم الحفاظ على درجة حرارة الجسم في 36.5-37.5 درجة مئوية عن طريق وسادة تسخين الأشعة تحت الحمراء ومصباح الحرارة. تلقت الحيوانات التهوية التسليم المستمر من ايزوفلوران خلال إجراء الاحتضان عن طريق موقف الاحتضان مع مخروط الأنف المتكاملة. تم تهوية كل فأرة أو الحفاظ عليها بنجاح على مخروط الأنف بمعدلات تدفق منخفضة لا تتجاوز 141 مل / دقيقة من هواء الغرفة (RA) أو الأكسجين (O2) لمدة 15 دقيقة. وظلت معدلات ضربات قلب الحيوانات وتشبع الأكسجين في الدم مستقرة مع تغييرات كبيرة قليلة في أي من القياسين لجميع المجموعات. بقي SpO2 بين 82-99٪ لجميع المجموعات، في حين تم الحفاظ على درجة حرارة الجسم بين 36.5-37.5 درجة مئوية. لاحظنا أن كلا من موقف نبض oximeter ودرجة حرارة الجسم أثرت SpO2 القياسات. إذا لاحظنا قراءة غير صالحة من نبض-oximeter، قمنا بتعديل موضع جهاز الاستشعار ومستوى التدفئة للحفاظ على درجة حرارة الجسم الأساسية مستقرة.
ANOVA ذات اتجاهين مع تصحيح Bonferroni تم تنفيذها لتحديد أهمية البيانات في الشكل 5، الشكل 6 والشكل 7. واعتبرت قيمة pأقل من 0.05 كبيرة.
الشكل 1: رسم تخطيطي لإعداد الأنابيب للتحريض التخدير وصيانة مخروط الأنف. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: رسم تخطيطي لإعداد الأنابيب للتحريض التخدير، الإرهاق، والتهوية. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: تلقت الفئران التسليم المستمر من ايزوفلوران خلال إجراء الاحتضان عن طريق موقف الاحتضان مع مخروط الأنف المتكاملة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: وضع استشعار مقياس التأكسج النبضي المتكامل فوق مخلب الظهر. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5: متوسط معدل ضربات القلب أكثر من 15 دقيقة ± SD مع هواء الغرفة (RA) أو 100٪ من الأكسجين (O2)يتم توصيله من خلال مخروط الأنف أو تهوية عبر أنبوب القصبة الهوائية (n = 5/group). ولم يلاحظ أي فرق كبير بين المجموعات. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 6: قيم معدل ضربات القلب (bpm) المسجلة بعد تحريض التخدير الأولي مع نظام التخدير منخفض التدفق. متوسط قيم معدل ضربات القلب محسوبة من فترات زمنية مدتها 30 ثانية على مدى 15 دقيقة. تمثل كل نقطة بيانات يعني ± SD من جميع الحيوانات في كل مجموعة (n = 5). لم تلاحظ أي تغيرات كبيرة في معدل ضربات القلب على مدى فترة 15 دقيقة في أي مجموعة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 7: مستويات تشبع الأكسجين في الأنسجة (٪) بعد تحريض مخدر أولي مع نظام التخدير تدفق منخفض. قيم متوسط SpO2 محسوبة من فواصل زمنية 30 ثانية على فترة 15 دقيقة. تمثل كل نقطة بيانات يعني ± SD من جميع الحيوانات في كل مجموعة (n = 5). ولم تلاحظ أي تغييرات هامة في SpO2 على مدى فترة الـ 15 دقيقة في أي مجموعة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Discussion
هذا النظام الرقمي للتخدير المنخفض التدفق يدمج التخدير والتهوية والاحترار ونظم الرصد الفسيولوجية في قطعة واحدة من المعدات. بالإضافة إلى ذلك، يحتوي النظام على مضخة داخلية، مما يسمح له باستخلاص الهواء المحيط لاستخدامه كغاز ناقل، مما يلغي الحاجة إلى مصدر للغاز المضغوط.
في هذا الإجراء، يتم استخدام النظام كقطعة واحدة من المعدات لتحل محل مرذاذ مخدر، والتنفس الصناعي الميكانيكي، ومقياس النبض، وسادة الاحترار. ونحن في السابق أظهرت التسليم مخدر بمعدل تدفق 100mL /min2. تعد إعدادات معدل التدفق أمرًا حاسمًا بالنسبة لتقنية التسليم المُخدرة هذه، حيث يتحكم معدل التدفق مباشرة في حجم التخدير السائل المستخدم. كما أننا أظهرنا في السابق كيف أن استخدام معدلات التدفق المنخفضة يوفر السائل المخدر1،2. عندما يتم توصيل المبخر التقليدي بجهاز التنفس الصناعي الميكانيكي، يجب أن يعمل المرذاذ بشكل مستمر في حين أن جهاز التنفس الصناعي في العينات من تيار الغاز. في حالة المرذاذ الرقمي مع جهاز التنفس الصناعي المتكامل ، يتم إخراج الغاز اللازم فقط للتهوية بواسطة جهاز التنفس الصناعي. وهذا يقلل من التكاليف المرتبطة بالسائل المخدر والغازات الحاملة ومرشحات الفحم.
على الرغم من أن هناك العديد من المزايا لاستخدام جهاز تبخير رقمي منخفض التدفق ، إلا أن هناك قيود أيضًا. تم تصميم هذا النظام للعمل بمعدلات تدفق منخفضة مثالية للقوارض والثدييات الصغيرة الأخرى ، ولكنه لا يقدم تخديرًا أعلى من معدلات التدفق 1000 مل / دقيقة. ولذلك فإن هذا النظام بالذات لا يصلح إلا للأنواع الحيوانية الصغيرة. يتضمن مقياس التأكسج النبضي المدمج جهاز استشعار لاستخدام الكفف فقط. لا ينصح باستخدام المستشعر على الذيل، والذي قد يكون قيدًا على بعض العمليات الجراحية. علاوة على ذلك، في حين يمكن رصد معدل التنفس من خلال هذا النظام عن طريق جهاز استشعار مخلب، يمكن أن يكون من الصعب الحصول على تسجيلات التنفس متسقة على مدى فترة طويلة من الزمن. وأخيرا، على عكس المبخر التقليدي، يتطلب هذا النظام الرقمي الكهرباء. تتوفر البطاريات للاستخدام في الحالات التي تكون فيها الطاقة الكهربائية غير متوفرة أو في حالة انقطاع التيار الكهربائي، ويمكنها تشغيل النظام خلال عدة ساعات من الاستخدام.
هذا الإعداد والبروتوكول إظهار الاستخدام الآمن والفعال لنظام التخدير الرقمية، وانخفاض تدفق مع وحدة متكاملة للتنفس الصناعي والرصد الفسيولوجية. هذا الإعداد سيكون مفيدا لأي مختبرات مع مقاعد البدلاء محدودة، أو حيث أنه ليس من الممكن أن يضم قطع متعددة من المعدات وأنابيب بالقرب من حقل الجراحية. هناك العديد من الفوائد لنظام الكل في واحد، بما في ذلك القضاء على خزانات الغاز المضغوط ومعدات الرصد الفسيولوجية منفصلة. وعموما، يمكن النظر في هذا النظام المتكامل من قبل مجموعات حيث استخدام المرذاذ التقليدية ليست مثالية.
Disclosures
وقد دعم هذا المشروع بالمعدات والتمويل من مؤسسة كينت العلمية. المؤلفين كريستا Bigiarelli وديف فيتزميل هي الموظفين في مؤسسة كينت العلمية التي تصنع المعدات المستخدمة في هذه المادة. يتم رعاية نشر الوصول المفتوح لهذه المقالة من قبل مؤسسة كينت العلمية.
Acknowledgments
ولا يوجد لدى أصحاب البلاغ أي إقرارات.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intubation Kit | Kent Scientific Corporation | ETM-MSE | Includes intubation stage, intubation tube, LED light |
| Isoflurane Liquid Inhalation 99.9% | Henry Schein, Inc. | 1182097 | Glass bottle 250mL |
| MouseSTAT Pulse Oximeter | Kent Scientific Corporation | SS-03 | Integrated into SomnoSuite |
| Oxygen Tank | Indiana Oxygen Company | 23-160246 | Medical Grade O2 99% |
| RoVent Automatic Ventilator | Kent Scientific Corporation | SS-04 | Integrated into SomnoSuite |
| SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SS-01 | Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors |
| SomnoSuite Mouse Starter Kit | Kent Scientific Corporation | SOMNO-MSEKIT | Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister |
References
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M.
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G.
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
- Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), e54436 (2016).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).
- Chakravarti, S., Basu, S.
- Mullin, L., et al. Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats. Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).
- Flores, J. E., et al. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192 (2008).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).
- Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).
- Wolforth, J., Dyson, M. C. Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas. Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).
