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使用24小时器官保存和连续遥测技术在猪模型中进行原位肾自体移植

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DOI：

10.3791/61591

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2020年8月21日

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1Department of Surgery and Transplantation, Faculty of Medicine, University Hospital RWTH Aachen, 2Institute for Laboratory Animal Science, Faculty of Medicine, University Hospital RWTH Aachen, 3Department of General-, Visceral-, and Transplantation Surgery, University Hospital Muenster, 4Department of Surgery, Maastricht University Medical Centre (MUMC), 5Institute of Pathology, Faculty of Medicine, University Hospital RWTH Aachen, 6Department of Surgery, Campus Charité Mitte | Campus Virchow-Klinikum, Charité-Universitätsmedizin

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

大型动物模型在临床前移植研究中发挥着至关重要的作用。由于该模型与临床实际情况具有高度相似性，本文所述的猪同种原位肾自体移植模型为器官保存技术和治疗干预措施的体内测试提供了理想的实验平台。

摘要

在当前器官移植面临严重器官短缺的时代，为扩大可供肾移植（KT）使用的同种异体移植物来源，已采用多种策略。尽管使用来自扩展标准供体（ECD）的移植物可在一定程度上缓解器官供体短缺的问题，但ECD器官可能带来较差的预后及术后并发症的较高风险。动态器官保存技术、缺血-再灌注与保存损伤的调控，以及同种异体移植物治疗，正成为科学研究关注的焦点，旨在提高KT中移植物的利用率和患者的预后效果。

临床前动物实验在转化研究中发挥着至关重要的作用，尤其是在医疗器械和药物开发领域。与离体实验或小型动物研究相比，猪原位自体移植模型的主要优势在于其手术解剖结构和生理特征与临床实际情况高度相似。这使得研究人员能够评估新的治疗方法和技术，并确保研究结果更顺利地向临床应用转化。本方案全面且以问题为导向地描述了猪原位肾脏自体移植模型的操作流程，采用24小时保存时间并结合遥测监测技术。通过将复杂的外科技术与高度标准化、先进的麻醉方法、动物饲养管理、围手术期随访及监测手段相结合，确保了该模型的可重复性和成功率。

引言

自1954年诺贝尔奖得主外科医生Joseph Murray所带领的先驱团队首次在同卵双胞胎之间成功实施人类肾移植以来1，肾移植（KT）已发展成为终末期肾病（ESRD）患者的主要治疗手段2。与透析相比，KT具有更优的长期临床效果和生活质量2。由于手术技术、器官保存、免疫抑制治疗和重症监护等方面的进步，KT术后短期和长期生存率持续提高，从而使KT在全球范围内得到广泛应用2,3,4。

由于器官严重短缺，移植器官的供需差距持续扩大3,5,6。2018年，德国约有12,031名患者等待肾移植（KT），但由于可供移植的器官极度匮乏，仅有不到20%的患者（2,291人）成功获得供体肾脏7。不幸的是，过去几十年中，不仅器官捐献者的绝对数量下降，可供移植的同种异体移植物的整体质量也有所降低8,9。被迫接受用于移植的已有损伤或"边缘性"肾移植物的数量呈现上升趋势10。尽管使用扩大标准供体（ECD）移植物可能缩短等待时间并降低等待名单上的发病率和死亡率，但其与较高的移植物相关并发症发生率相关，例如原发性移植物无功能（PNF）和/或延迟性移植物功能（DGF）8,9,10。进一步的研究对于优化同种异体移植物的利用、扩大供体池以及保护和修复边缘性移植物至关重要，这最终可能改善患者的预后3,6。

由于大型动物移植模型具有资源消耗大且操作复杂的特点，大量研究通常采用小型动物或离体环境进行11,12,13,14,15。尽管这些模型能够提供重要的科学数据，但其研究结果向临床应用的转化往往受限。猪原位肾自体移植模型是一种成熟且可重复的模型，可在具有临床相关性的活体环境中测试新的创新治疗方法，支持较长的随访时间，并具备多次重复采样的可能性16,17。除了体型相近这一优势（便于直接转化为临床应用，尤其在医疗器械开发和药物剂量确定方面）外，该模型在缺血-再灌注损伤（IRI）反应和肾脏损伤方面的手术解剖学及生理学相似性，也支持其在转化研究中的应用17,18,19。此外，该模型还为年轻移植外科医生提供了良好的培训机会，有助于其应对临床器官移植中的技术挑战20。

与人类情况相比，该模型还存在多种差异，文献中已报道了该模型的多种技术改进16,17,19,20,21。本文全面描述了建立猪同种原位肾自体移植模型所需的技术细节、潜在问题及操作建议。所介绍的遥测与视频监测方法，以及我们专门设计的饲养设施，可实现对动物的近距离严重程度评估和临床观察。经皮尿管导管的使用以及特制的猪用背心，使得在无需代谢笼的情况下也能对肾功能进行详细评估。这些技术改进被提出作为应对“3R原则”（替代、减少与优化）现代挑战的潜在解决方案，有助于提升基于大型动物模型的动物实验质量22。

方案

本研究根据 ARRIVE（动物研究：体内实验报告）指南的原则进行设计23实验操作严格遵循机构指南及德国关于动物保护的联邦法律。完整的伦理提案已获主管机构（政府动物护理与使用委员会，LANUV NRW）批准。 "北莱茵-威斯特法伦州自然、环境与消费者保护局"，德国雷克林豪森，方案编号：81-02.04.2018.A051）。本研究中所有动物均按照《实验动物护理和使用指南》原则接受人道护理。 "实验动物护理和使用的指南" （第8版，美国国立卫生研究院出版物，2011年，美国）以及欧盟关于用于科学目的动物保护的指令2010/63/EU（《欧洲联盟官方公报》，2010年）。雌性德国长白猪来自卫生条件优化的屏障繁殖设施（Heinrichs GbR，海因斯贝格，北莱茵-威斯特法伦州，中国台湾）。 图1 展示了所述实验方案的概要。

1. 动物与饲养

  1. 本实验方案使用雌性德国长白猪（或类似品种）。在首次手术（遥测仪植入）前14天将动物运送至研究机构进行适应性饲养，并将其安置于温湿度受控的屏障环境中，保持12小时光照与12小时黑暗的循环（图2）。
  2. 在房间天花板上安装两个遥测接收器，以便将记录的数据直接传输至观察室内的一台计算机。确保兽医人员和负责的动物饲养员定期（每8小时一次及按需）对动物进行目视观察。
    注意：此外，本实验还使用了连接至本地网络、集成热成像功能的实时摄像系统。本研究所用饲养设施的详细情况见图2。

2. 基本技术与常见操作步骤

  1. 手术前夜禁食动物。
  2. 术前用药：先给予氟哌利多（4 mg/kg）和阿托品（0.1 mg/kg）肌内注射，10分钟后追加氯胺酮（15 mg/kg）注射。
  3. 完成术前用药后，称量动物体重，并直接从饲养区转移至中心手术室的麻醉准备间。
  4. 使用18 G外周静脉导管穿刺耳部大静脉。通过标准心电图（ECG）和脉搏血氧饱和度监测动物生命体征。
  5. 以丙泊酚（3 mg/kg）诱导麻醉。
  6. 使用喉镜暴露声门，插入7.5 mm气管导管。根据制造商建议，用空气充盈导管套囊进行封闭。
  7. 插入经口胃引流管，以清除胃内液体和气体。
  8. 经尿道插入导尿管。
  9. 随后，修剪手术切口区域的皮肤毛发。
  10. 涂抹眼膏，防止手术期间角膜干燥。
  11. 完成经口插管后，以异氟烷（终末呼气浓度1.45–2.0 Vol.%）和芬太尼（3–7.5 µg/kg/h）维持麻醉。
  12. 术中通过加热垫和温热空气确保动物体温的主动控制。插入直肠探头监测体温（目标体温36.5 °C–37.5 °C）。
  13. 通过耳静脉通路给予头孢呋辛（35 mg/kg，静脉注射）进行抗生素预防。以4 mL/kg/h速度输注林格氏液，皮肤切开后增至8 mL/kg/h。经耳静脉通路静脉注射泮托拉唑（40 mg）作为预防剂量。
  14. 所有手术操作均须在无菌条件下进行，遵循外科无菌与抗菌的一般原则。使用聚维酮碘溶液消毒手术区域，并覆盖无菌手术单。

3. 遥测仪植入

  1. 按照方案第2节所述步骤进行动物术前准备，并通过心率下降及动物无意识活动来确认麻醉效果良好。
  2. 采集血液和尿液样本，以测定个体基线实验室指标。
  3. 使用永久性标记笔标记切口位置。
  4. 为植入遥测发射器的动脉传感器，在腹股沟处做一3-4 cm的切口，暴露动脉并对其进行360˚分离。
  5. 使用Overholt钳在动脉下方穿过两根血管环，并用蚊式钳固定。
  6. 使用#11刀片手术刀做动脉切开后，插入动脉传感器。采用5-0聚丙烯缝线单结缝合法关闭动脉切口，并利用其中一条缝线固定动脉传感器。
  7. 在动物左侧 flank 区做一3-4 cm的切口，通过钝性分离创建皮下囊袋以容纳发射器。
  8. 将遥测发射器经皮下隧道引至 flank 区，并使用3-0聚丙烯单结缝线将其固定于肌筋膜上。将红色和白色的ECG电极分别经隧道引至胸廓右侧和左侧，做两个1 cm的小切口，将电极固定于肌肉组织中，以确保良好的ECG信号，固定缝线使用3-0聚乳酸羟基乙酸共聚物（polyglactin）单结缝线。
  9. 开始遥测数据记录，并检查各项信号（例如发射器本体记录的体温、动脉血压以及ECG信号）。
  10. 使用肌肉层和皮下缝合线（3-0 polyglactin）关闭腹股沟、左侧 flank 以及两处胸壁小切口，皮肤则使用不可吸收的单股缝线（如2-0 Prolene）缝合。
  11. 使用喷雾成膜敷料封闭切口部位。
  12. 此时准备让动物穿戴专用的猪用背心，该背心将在后续研究期间持续穿戴。每次手术干预后均应更换为清洁的背心。
    注意：为获得稳定的基线数据，应在索引手术（左肾切除术，详见 讨论 部分）前14天植入遥测发射器。

4. 肾切除术与肾脏移植物获取

  1. 按照第2节所述步骤准备动物以进行移植物获取手术。
  2. 麻醉诱导后，插管外颈静脉。对手术区域进行无菌消毒后，在右侧颈沟处做一条4 cm的切口。
  3. 分离皮下组织和肌肉，暴露外颈静脉。
  4. 以360˚方式暴露并游离该静脉。
  5. 使用Overholt钳在静脉下方穿过两个血管环，并用蚊式钳固定。
  6. 将颈静脉导管穿隧道至动物背部。操作时将猪置于左侧卧位，采用Seldinger法插入颈静脉导管。
  7. 关闭静脉切口，并使用5-0聚丙烯缝线固定导管。
  8. 分两层缝合切口（例如，肌肉层和皮下组织使用3-0聚乳酸羟基乙酸共聚物缝线，皮肤使用2-0聚丙烯缝线）。
  9. 使用多根缝线（2-0聚丙烯）将导管固定于皮肤上。
  10. 测试颈静脉导管是否可自由抽吸和注射。随后，将静脉通路从耳缘静脉导管切换至中心静脉通路。
  11. 完成手术区域的消毒和铺巾后，行正中腹切口开腹（25–30 cm）。使用标准腹腔牵开器暴露手术视野。
  12. 使用温热湿润的腹腔纱布覆盖结肠和小肠。请第二助手将肠管牵向右侧腹半部，以暴露肾脏及其血管结构。
  13. 切开腹膜层，使用单极电凝、双极止血钳和精细剪刀游离左肾及输尿管，去除所有粘连组织。
  14. 结扎并切断左输尿管（使用3-0聚乳酸羟基乙酸共聚物缝线），保留至少10至12 cm长的输尿管段。
  15. 继续游离左肾静脉和肾动脉，直至其分别起源于下腔静脉和腹主动脉处。
    注意：避免损伤并打开该解剖区域内的大淋巴管。同时注意可能存在的奇-腰静脉，在其汇入下腔静脉附近的肾静脉根部时易受损伤。
  16. 在两道结扎线之间游离并结扎奇-腰静脉（使用3-0聚乳酸羟基乙酸共聚物缝线）。
  17. 准备台面解剖工作，使用盛有冰块的容器并覆盖无菌敷料。
  18. 为获取移植肾，使用血管夹夹闭靠近腹主动脉和下腔静脉处的肾动脉和肾静脉。用剪刀在夹子附近剪断血管，取出肾脏移植物，并立即交予台面处理团队。
  19. 使用5-0聚丙烯缝线闭合肾动脉残端。使用5-0聚丙烯缝线行两层连续缝合关闭肾静脉残端。移除血管夹。
  20. 检查手术区域有无出血或淋巴漏后，分四层关闭腹腔。
    注意：腹膜层采用3-0聚乳酸羟基乙酸共聚物连续缝合；筋膜层采用0号聚乳酸羟基乙酸共聚物连续缝合；皮下层采用3-0聚乳酸羟基乙酸共聚物连续缝合；皮肤在肾移植获取术后使用皮肤缝合钉，以便次日再次开腹；而在移植手术完成后则使用2-0聚丙烯单结缝线进行最终闭合。
  21. 应用无菌伤口敷料后，将动物送回饲养设施，并在拔除气管插管后允许其恢复。术后镇痛使用布托啡诺（0.05 – 0.1 mg/kg），肌肉注射，每8小时一次，直至自体移植完成。

5. 离体灌注与器官保存

  1. 获取移植物后，立即使用标准的14 G（橙色）外周导管插管肾动脉，并用3-0聚乳酸羟基乙酸共聚物（polyglactin）制成的止血带固定。
  2. 用冷器官保存液冲洗肾脏。
  3. 用500 mL器官保存液灌注冲洗后，移除动脉插管，将肾脏移植物包裹在无菌器官袋中，并置于器官保存液中，于4 °C条件下通过计算机控制的冷却回路保存，目标冷缺血时间（CIT）为24小时。
    注意：建议在保存后使用500 mL、4 °C的生理盐水进行短暂的再次冲洗。

6. 对侧肾切除术及原位肾自体移植

  1. 受体手术期间，应根据肾代谢功能受限的情况调整术前用药和初始麻醉，避免使用氯胺酮。诱导麻醉采用丙泊酚（3-5 mg/kg，静脉注射）、咪达唑仑（0.25 mg/kg，静脉注射）和阿托品（0.1 mg/kg，肌内注射）。此后，术前准备与第2节所述操作程序相同。
  2. 使用异氟烷（终末呼气浓度1.45-2.0 Vol.%）、芬太尼（3 - 7.5 µg/kg/h）和丙泊酚（2 - 4 mg/kg/h）维持麻醉。
  3. 检查并持续监测心电图、脉搏血氧饱和度、直肠温度以及遥测发射器的功能。
    注意：在植入手术过程中，严格控制麻醉和血压至关重要。
  4. 在极少数情况下，由于动物处于仰卧位，经遥测发射器记录的动脉血压信号不理想时，可采用经皮穿刺和Seldinger技术将另一根动脉导管置入右股动脉。
  5. 无菌铺巾后，重新打开正中腹切口，并使用腹腔牵开器暴露手术区域。将结肠和小肠移至腹腔左侧，以暴露完整的右肾。
  6. 参照供体手术方法，从周围组织中游离对侧肾脏及其血管。沿肾门方向游离右肾静脉和肾动脉，以确保吻合所需的足够血管长度。
  7. 在血管阻断前5分钟，静脉注射肝素钠（100 I.U./kg）。
  8. 使用血管夹夹闭右肾动脉和右肾静脉，切除右肾。在开始吻合前，检查血管的完整性。
  9. 将保存的移植肾放入腹腔，开始进行静脉和动脉吻合。
  10. 自此以后，应维持平均动脉压在80-90 mm Hg以上，以确保再灌注后移植肾获得良好的早期灌注。可通过充分的容量管理和持续输注去甲肾上腺素（0.1 - 1.0 µg/kg/min）来实现，同时以平均动脉压和心率监测其效果。
  11. 进行肾静脉端-端吻合：
    1. 使用5-0聚丙烯缝线缝合两个角部缝线后，连续缝合后壁。
    2. 结扎头侧角部缝线，并与用于后壁缝合的缝线打结固定。
    3. 完成后壁缝合后，利用头侧角部缝线从头侧向尾侧方向缝合前壁。用含肝素的生理盐水（100 I.U./mL）冲洗静脉，结扎尾侧角部缝线。
      注意：若供体与受体侧存在尺寸不匹配，可使用轻微扩大的技术以确保吻合口足够宽大。猪肾静脉分支存在多种可能的解剖变异。在静脉解剖结构复杂的情况下，需采用改良的吻合方法（见图3）。
  12. 进行肾动脉端-端吻合：
    1. 使用6-0聚丙烯缝线缝合动脉头侧角部以进行动脉吻合。可选择性地加缝一条尾侧辅助角部缝线，之后将其拆除。
    2. 采用降落伞技术连续缝合后壁 。到达尾侧角部后，拆除第二条角部缝线（如已使用）。
    3. 使用双头6-0聚丙烯缝线的另一端连续缝合前壁。用含肝素的生理盐水（100 I.U./mL）冲洗动脉，并在尾侧角部将两根缝线打结固定。
  13. 记录完成两处吻合所需的时间 ，目标热缺血时间应<40分钟。
  14. 先松开静脉血管夹，随后松开动脉夹，恢复肾脏血流。检查是否有明显出血。
  15. 若吻合口无明显出血，解开移植肾包裹物，并在腹腔内倒入温生理盐水，覆盖再灌注后的移植肾。
  16. 必要时调整移植肾位置，以确保灌注均匀，避免淤血。
  17. 将罂粟碱（5 mL，未稀释）局部涂抹于肾动脉外壁及动脉吻合口处。
  18. 再灌注后，输注250 mL 20%葡萄糖溶液以诱导渗透性利尿，随后单次给予呋塞米80 mg。
    注意：此后可观察到初期尿液生成。
  19. 为确保尿液引流，将一根12 French的小儿尿管经动物右侧腹壁穿出，逆行至腹膜后。
  20. 使用结扎线（2-0聚乳酸羟基乙酸）将导管固定于输尿管内，并用2 mL生理盐水封堵导管。再用缝线（2-0聚丙烯）将输尿管适形固定于腹壁腹膜。导管亦需用至少两针单结缝线（2-0聚丙烯）固定于皮肤。
  21. 在移植肾上方缝合腹膜层，以防止移植肾移位及血管吻合口扭曲（使用3-0聚乳酸羟基乙酸缝线）。
  22. 腹腔关闭采用与先前移植物获取时相似的四层缝合法。
  23. 腹腔关闭后，在手术台上维持正常体温。
    注意：应维持平均动脉压在80 mm Hg以上，直至动物清醒并能自主采取俯卧位。
  24. 腹腔关闭后，使用彩色多普勒超声检查移植肾的动脉和静脉灌注是否充分（图4）。密切监测动物状态，直至其完全清醒并能自主行走和饮水。恢复期间给予动物1 L林格氏液。
  25. 随后将动物送回饲养设施中的笼内。

7. 随访、样本与数据采集

  1. 一旦动物能够自主饮水，即应自由供应饮水。术后第1天开始提供固体食物。
  2. 术后镇痛采用肌肉注射布托啡诺（0.05 - 0.1 mg/kg），每8小时一次，持续72小时；泮托唑（40 mg，静脉注射）每日一次，持续72小时。在整个观察期直至实验结束期间，给予抗生素治疗（头孢呋辛 35 mg/kg，静脉注射，每日两次）及血栓预防（术后第1天起每日服用乙酰水杨酸 500 mg）。
    注意：如出现出血并发症，应停用阿司匹林。
  3. 在整个观察期间持续记录遥测数据。确保由兽医官员和/或经验丰富的兽医技术人员至少每8小时巡查动物一次，并使用评分表评估其临床状况，必要时可根据动物的临床状况提前终止实验。
    注意：此类所谓的仁道终点标准此前已有描述24。
  4. 通过中心静脉导管和经皮尿管每日采集样本。每日两次更换尿袋（2,000 mL）。
  5. 每次采集样本或输注液体、药物后，均应使用肝素化生理盐水（100 I.U./mL）封闭中心静脉导管，防止堵塞，并更换为新的无菌帽覆盖。
  6. 在完成5至7天的相应观察期后，动物在深度麻醉下接受再次剖腹探查，采集样本并取出移植肾后实施安乐死。安乐死通过单次静脉注射戊巴比妥（50 - 60 mg/kg）完成。
    注意：根据3R原则，处死动物的剩余器官和组织可用于本单位机构内的多种离体研究和教学用途。

结果

本课题组在大小动物的实体器官移植模型方面已积累多年经验，并采用猪同种原位肾自体移植模型，在多种实验条件下获得了可重复的结果16,25,26,27。根据实验设计的不同，我们建议开展3至5例自体移植作为预实验，以确保整个实验团队获得充分的学习曲线。在本实验条件下，培训一名具有8年动物实验外科经验和5年临床移植外科经验的外科医生，需要完成5例移植手术。具体所需例数可能因外科医生既往对这些技术的熟悉程度而异。

在本方案的框架下，展示了5例猪同种原位肾自体移植实验的结果。每只动物的应答器植入均获得成功，在整个观察期间均获得充分的遥测信号（除1只动物出现部分应答器功能障碍外）。应答器植入手术的切皮至缝合时间为85分钟±5分钟（表1）。在移植物获取后，所有动物均在饲养设施中顺利恢复。获取手术的切皮至缝合时间为135分钟±32分钟（包括约30-45分钟用于颈静脉导管的插入、隧道建立及固定）。左侧肾脏被置于冷水中保存，目标冷缺血时间为24小时（24小时±30分钟）。次日，在麻醉诱导及再次剖腹手术后，切除对侧（右侧）肾脏，随后按照前述方法对冷藏保存的左侧肾脏移植物进行原位自体移植。自体移植手术的切皮至缝合时间为168分钟±27分钟（包括右侧肾脏的摘除）。热缺血时间为34分钟±7分钟。每次移植的肾脏在再灌注后均出现少量但直接的尿液生成。腹腔关闭后，彩色多普勒超声显示所有病例的肾脏动脉和静脉灌注均满意（图4）。所有动物均从麻醉中顺利苏醒，观察期间未出现显著并发症。每日采集血液和尿液样本。所有猪在随访期间均保持良好的临床状态，并于术后第5天被处死。血清肌酐和钾值在术后第3-4天达到峰值。血液pH值保持在正常范围内（图5）。术后前四天内，尿量恢复至正常水平。随访期末，白细胞计数略有升高（图5）。通过连续遥测监测获得的体温在术后期间显示轻微波动。

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图1：研究流程图与方案。 使用的缩写：POD—术后天数；ECG—心电图。 请点击此处查看该图的放大版本。

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图2：可对最多6只动物进行实时连续遥测监测的动物饲养设施。（A）适用于饲养并遥测监测最多6只动物的设施示意图。单个饲养箱的尺寸依据欧盟指令2010/63和ETS 123附录A的指南确定。图A-E展示了本设施布局的代表性图像。（B）用于饲养6只动物的动物房。（C）配备用于连续记录遥测数据的计算机的观察室。（D）动物的实时视频和热成像画面。（E）独立饲养单元，确保动物与其同伴之间保持听觉和嗅觉接触，以避免社会隔离。请点击此处查看此图的放大版本。

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图3：原位肾自体移植及血管解剖变异与重建方式。（A，B）在“标准”血管解剖情况下，原位肾自体移植模型的操作步骤。（C）变异1：供体肾带有一条较粗的静脉，而受体侧存在两条静脉。处理方式：结扎较细的静脉，并在肾静脉之间行端-端吻合。（D）变异2：供体肾带有一条较粗的静脉，但对侧无合适的受体血管（例如，管径不匹配）。处理方式：将肾静脉与下腔静脉行端-侧吻合。（E）变异3：双侧均有两条大小相近的静脉。处理方式：通过两条静脉吻合进行重建。（F）变异4：供体肾带有两条大小相近的静脉，但对侧无合适的受体血管。处理方式：当存在两条肾静脉时，将其共同通道与下腔静脉行端-侧吻合。（G）变异5：供体肾静脉存在早期分叉，而对侧仅有一条较大的静脉。处理方式：将供体肾静脉的短段共干与受体侧一条大静脉行端-端吻合。（H）变异6：供体肾为单条肾静脉但存在早期分叉，而对侧无合适的受体血管。处理方式：将供体肾静脉的短段共干与下腔静脉行端-侧吻合。本图仅展示了几种较常见的解剖变异，并未涵盖德国长白猪中所有可能的血管变异情况。所用缩写：KG-肾移植物；RK-右肾；IVC-下腔静脉；AO-主动脉 请点击此处查看该图的放大版本。

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图4：原位肾自体移植及腹腔关闭后即刻的代表性彩色多普勒超声图像。（A）在肾脏移植完成并关闭腹腔后立即进行彩色多普勒超声检查，以评估移植肾的动脉和静脉灌注情况，并筛查是否存在医源性血管扭曲。此外，根据动物的临床表现，每日及按需进行超声检查，以排查多种潜在问题。（B-E）肾脏移植术后移植肾的代表性超声图像。肾脏移植体的灰阶与彩色多普勒图像（B,C）显示良好的动脉血流（D）和静脉灌注（E）。本图展示了同一动物的代表性图像。请点击此处查看本图的高清版本。

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图5：原位移植模型的代表性实验室检测结果与遥测数据 24小时冷缺血时间的肾脏自体移植模型 (A血清钾值（B血清肌酐值（CpHD白细胞计数（WBC）E尿量 (F通过遥测监测在连续四次肾移植观察期间记录的平均体温（第5次未提供数据）th 动物因部分应答器功能障碍所致。 缩写说明：POD－术后第几天。 请点击此处以查看此图的放大版本。

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图6：围手术期可能发生的并发症及注意事项示例。（A-C）原位肾自体移植术后第3天（POD3）移植肾移植物出现术后充血。(D) 充血原因为皮肤缝合过紧导致导管扭曲；调整缝合后，24小时内充血几乎完全消退。（E）此图显示另一例原位肾自体移植术后第2天（POD2）的肾移植物。星号（*）标示移植物下极周围存在液体积聚（血性积液 vs. 淋巴囊肿）。由于本研究采用的技术为将腹膜覆盖于肾脏上方，局部压迫的有利作用通常可使此类积液自行吸收。应密切监测动物局部体征以及出血或感染迹象。（F）在饲养设施内每日（及按需）进行的专业彩色多普勒超声检查，除具有学术用途（如记录、动脉阻力指数登记）外，在早期亚临床阶段识别潜在并发症方面亦具有关键的诊断价值。请点击此处查看该图的放大版本。

实验任务/步骤天数时间（分钟）外科医生兽医官员兽医技术人员实验室技术人员博士研究生总计 
人数
术前护理D-29 至 D-15n.a.1113
遥测仪植入手术D-1585±5111115
遥测仪植入术后护理D-15 至 D-1n.a.1113
移植物获取手术D-1135±32121228
肾脏自体移植手术D 0168 ±27121228
肾脏自体移植术后护理D 0 至 D5n.a.2125
安乐死D 5n.a.2114

表1. 猪肾自体移植模型中各项实验步骤所需的人力资源及时间安排说明。

讨论

在具有临床相关性的大型动物环境中，猪的KT模型可用于研究新的治疗方法和医疗器械15,17,21。猪与人类在解剖学、病理生理学以及外科技术方面的相似性，有助于对数据进行临床解读，并将研究结果和技术快速转化为临床试验15,16,17,18,19,21。

原位肾自体移植模型不仅符合3R原则，通过减少所需实验动物数量（例如无需单独的供体动物）来实现动物福利优化，而且为研究缺血-再灌注损伤（IRI）和保存损伤提供了独特的机会，同时避免了免疫反应及免疫抑制药物带来的混杂影响17,21。

对方案进行轻微修改可模拟多种临床情况。为了模拟使用心脏死亡捐献（DCD）供体肾脏进行肾移植（KT），可在原位夹闭血管结构30至60分钟后再获取肾脏；而通过延长冷缺血时间（24小时或更长）则可模拟严重的保存性损伤16,17,28,29。

尽管猪肾移植模型在手术难度上低于小型动物（如大鼠和小鼠）的实体器官移植模型26，但仍需注意多种技术要点和潜在陷阱，以提高手术成功率并避免特定并发症17。

在移植物获取或植入过程中，由于技术失误或解剖变异而未能避开下腔静脉和主动脉周围较大的淋巴管，可能导致高流量淋巴瘘以及术后腹腔积液、感染，甚至技术失败。手术中应完全避免损伤淋巴管，或使用5-0或6-0聚丙烯缝线将其彻底结扎。若发生淋巴漏，应避免使用双极电凝或其他任何凝固设备，因其通常会使情况恶化。对于低流量淋巴漏，我团队在使用纤维蛋白-胶原贴片（例如Tachosil）方面具有良好的经验30，但其高昂的成本限制了在此类情况下的广泛应用。

在本方案中，我们演示了一种经腹膜途径进行肾脏摘取及自体移植的方法。这与临床情况存在显著的技术差异，因为在临床实践中，肾移植物通常采用腹膜外途径植入髂窝。尽管多数研究团队在猪模型中采用经腹膜和原位移植的方法，但在猪体内也将移植物异位植入髂窝也是可行的31。然而，由于30–40 kg猪的髂外动脉直径相对较小，且易于发生血管痉挛，因此有时难以完成肾动脉与髂外动脉之间的端-侧吻合31。鉴于我们通过经腹膜途径获取左肾以进行后续的自体移植，重新打开同一手术切口并采用直接的原位移植方法进行植入更为可行；特别是根据实验方案要求，还需切除动物原有的右肾，以确保动物仅依靠一个预先造成损伤的肾脏恢复功能。本方案不涵盖该模型所有可能技术变体的详尽描述，相关综述文章已有全面总结31。

移植肾移位及由此导致的血管吻合口扭曲是猪肾移植模型中发生实验失败的主要原因之一，此类手术并发症可迅速引起血管闭塞，导致实验完全失败。为避免此问题，在自体移植后，我们使用3-0聚乳酸羟基乙酸共聚物缝线连续缝合腹膜层，覆盖于移植肾表面。此外，在肾脏植入并关闭腹腔后，立即进行彩色多普勒超声检查，以确认移植肾具有良好的动脉及静脉灌注。术后每日及根据动物临床表现按需进行超声检查，用于监测肾脏灌注情况、肾后性问题（如尿管阻塞或扭曲）、以及因淋巴瘘、出血或感染所致的液体积聚图4 和 图6).

由于24小时的冷缺血常导致功能受损和移植肾功能延迟恢复，动物可能需要按需接受医疗干预，具体由兽医官根据情况判断是否必要。干预措施可能包括通过中心静脉导管输注5%葡萄糖和/或林格氏液进行输液治疗、呋塞米推注（根据临床状况和实验室结果，在少尿/无尿情况下给予60-80 mg推注，每日最高剂量可达200 mg），以及在严重高钾血症时口服聚苯乙烯磺酸钠（Resonium A）32。为避免实验偏倚，负责动物移植后兽医护理的兽医官必须对所施用的治疗方案及分组情况保持盲态。

尽管德国长白猪的肾动脉解剖结构相对简单，通常只需重建一条动脉，但肾静脉分支存在广泛的解剖学变异，在静脉重建过程中需要一定的外科应变能力。通常情况下，两条（或更多）肾静脉分支在肾门与下腔静脉之间的不同水平汇合。最常观察到的变异类型及可能的重建方案17如图3所示。

在首次手术干预后（第 -15 天，植入遥测设备），所有动物均穿戴猪皮保护夹克，并在整个实验期间持续使用。该夹克可有效防止意外损伤和植入导管的移位，同时为尿液收集袋的存放提供空间。根据“3R 原则”中的优化方法，使用此类夹克还可有效避免使用代谢笼来评估肌酐清除率，是一种可行的替代方案。

我们的饲养设施整合了遥测技术和基于视频的围手术期监测。尽管这些方法不能取代兽医和实验技术人员的常规巡查，但它们有助于快速干预，并改善对实验动物痛苦程度的评估，从而为进一步优化未来的实验条件提供支持。在大型动物模型中，植入式遥测设备具有广泛的应用指征33。虽然在人类临床环境中，重大手术后对心电图、血压和体温等临床参数进行密切监测，在外科重症监护室和中级监护病房中被视为标准操作，但在实验外科中，动物从麻醉中苏醒后，监测通常即告终止33,34,35。因此，遥测技术为这些动物的持续监测提供了一种可行的手段。我们认为，所有这些数据有助于准确且及时地早期发现可能的术后并发症（例如，通过体温升高、低血压和心动过速来识别出血性休克或败血症）。这可能促进及时干预（例如，启动治疗性抗生素治疗、液体补充、停用抗凝药物，或为避免动物痛苦而实施安乐死）。除了上述"实时"监测功能外，我们课题组目前还致力于动物实验的痛苦程度评估及实验方法的优化36,37,38。对这些实验中收集的大量遥测数据进行回顾性分析，可能使我们能够更精确地分层评估此类外科干预的严重程度，并优化实验动物的围手术期护理（例如镇痛）。

关于植入式遥测技术，建议在测量系统植入后至少经过12天的恢复期，以确保获得稳定且最佳的测量数据（根据个人交流信息）。在与多家为大型动物提供遥测解决方案的厂商以及其他在不同实验条件下使用此类系统的科研团队讨论该问题后，我们决定在遥测装置植入与肾移植之间设置14天的间隔期。在术后早期，由于动物活动可能导致信号波动，且瘢痕形成和愈合过程尚未完全完成，测量数据仍可能出现偏差。

尽管该模型具有优势，但也存在某些局限性。其中最主要的局限性在于其复杂性以及所需的资源和基础设施。耗时的实验方案、复杂的技术操作以及密集的围手术期随访，要求具备充足的动物饲养空间和手术室容量，并需要一个更大团队的参与，包括博士后研究人员、外科医生、兽医人员和技术人员（表1）。因此，根据我们的经验观察，通常每天进行超过两台手术是不可行的。与小型动物模型相比，猪模型的另一个缺点是机制性和分子生物学研究的可能性有限。本方案中仅报告了5天的随访期。这一时间足以展示该模型最重要的实验特征，但相对较短的随访期可能不足以回答某些特定的研究问题（例如，功能的长期恢复与急性损伤的比较）。因此，可能需要根据研究项目的需求延长随访时间。本文描述了我们在猪同种原位肾自体移植实验设置中的当前"最佳实践"。虽然某些步骤对于成功建立该模型是必需的，但一些次要方面（例如，术中使用膀胱导管、股动脉或颈动脉置入动脉导管）则是可选的，可根据研究者的判断予以省略或调整。对每一项方法学细节进行描述和论证将超出本方案的范围，相关内容已在其他文献中讨论过31。最后，在猪模型中也难以完全复制扩展标准供体肾移植（ECD KT）的临床实际情况，因为在临床实践中，老年供体、伴有急性肾损伤的移植物以及合并多种共病和慢性疾病（如高血压、糖尿病或动脉粥样硬化）的供体构成了边缘供体群体的主要部分8,9。

尽管存在上述局限性以及技术和后勤方面的挑战，这一成熟且可重复的大型动物KT模型仍为探索改善器官保存和临床预后的新型疗法与技术提供了独特的机会，同时也为年轻外科医生在大型动物模型中掌握器官移植技术提供了一个极佳的平台。

披露

作者声明无利益冲突。

致谢

作者谨向 Pascal Paschenda、Mareike Schulz、Britta Bungardt、Anna Kümmecke 致以诚挚谢意，感谢他们提供的娴熟技术协助。

作者声明部分资金来自亚琛工业大学医学院的START项目（#23/19，授予Z.C.）、德国美尔松根B.Braun基金会（BBST-S-17-00240，授予Z.C.）、德国研究基金会（Deutsche Forschungsgemeinschaft - DFG；FOR-2591，TO 542/5-1，TO 542/6-1，2016年授予R.T.，以及SFB/TRR57、SFB/TRR219、BO3755/3-1、BO3755/6-1，授予P.B.）和德国联邦教育与研究部（BMBF：STOP-FSGS-01GM1901A，授予P.B.），但资助方未参与研究设计、数据收集、数据分析、手稿撰写或发表决定。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
麻醉材料、药物与药品
注射用阿司匹林 500mg i.v.，注射用溶液粉剂 Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany4324188抗血小板药物
注射用硫酸阿托品溶液，100mgDr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany 1821288抗胆碱药，术前用药
Bepanthen 眼鼻软膏Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany1578675眼用软膏
BD Discardit II 注射器，2ml、5ml、10ml、20mlBecton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany300928, 309050,309110, 300296 注射器
BD Micolance 3 (20G 黄色) 导管Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany305888静脉导管
BD Venflon Pro Safety (20G 粉色)Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany4491101静脉导管
布托啡诺 (Buprenovet)Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany794-996镇痛
头孢呋辛 750mg，注射用溶液配制用粉剂 FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, GermanyJ01DC02抗生素
Covidien Hi-Contour 气管插管 7.5 带套囊 Murphy 孔Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, GermanyCOV-107-75E气管插管
芬太尼 0.5 mg Rotexmedica 注射用溶液 Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany4993593阿片类镇痛药
呋塞米-ratiopharm 250 mg/25 ml 注射用溶液Ratiopharm GmbH, Ulm, Germany1479542袢利尿剂
葡萄糖 5% 注射液（500ml, 250ml）B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany 3705273,03705422输注液体
葡萄糖 20% 注射液B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany 4164483渗透性利尿
肝素钠 5000 I.E./mlB. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany 15782698抗凝剂
异氟烷-Piramal (Isoflurane)Piramal Critical Care Deutschland GmbH, Hallbergmoos, Germany9714675挥发性麻醉剂
氯胺酮 (Ketamine hydrochloride) 10%Medistar Arzneimittelvertrieb GmbH, Ascheberg, Germany0004230全身麻醉剂
咪达唑仑 15mg/3mlRotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany828093催眠药，镇静剂
氯化钠 0.9% 注射液 (500ml,1000ml)B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany 864671.8779输注液体
去甲肾上腺素 (Arterenol)Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, Frankfurt, Germany16180升高血压 
器官保存液（例如 HTK）Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany 应根据偏好和实验设计决定器官保存
泮托拉唑 40mg/注射用溶液Laboratorios Normon,Madrid, Spain11068质子泵抑制剂
罂粟碱 N 25mg/ml 注射用溶液 (盐酸罂粟碱)LINDEN Arzneimittel-Vertrieb-GmbH, Heuchelheim, Germany2748990解痉剂，用于血管扩张
戊巴比妥 (Narcoren)Boehringer Ingelheim vetmedica GmbH, Ingelheim, Germany1,204,924,565用于安乐死
丙泊酚 1% (10mg/ml) MCT FreseniusFRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany654210全身麻醉剂
林格氏液B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany 1471411输注液体
Sterofundin ISO 注射用溶液 (1000ml)B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany 1078961输注液体
Stresnil (阿扎哌隆) 40mg/mlElanco797-548镇静剂
尿管带褶皱 12CH Wirutec Rüsch
Medical Vertriebs GmbH, Sulzbach, Germany		RÜSCH-180605-12经尿道导尿管
手术材料
Appose ULC 皮肤缝合器Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany8886803712皮肤缝合器
Cavafix Certo 375 B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany 4153758中心静脉导管
EMKA Easytel +L-EPTA 转换器emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,FranceL-EEEETA 100遥测转换器
EMKA 接收器与数据分析系统emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,FranceReviever 遥测接收器
Feather 一次性手术刀 (11)(21)Feather, Japan8902305.395手术刀
Prolene 2-0，蓝色单丝 VISI-BLACK，FS 针Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, GermanyEH7038H皮肤
Prolene 3-0，蓝色单丝，FS1 针Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, GermanyEH7694H皮肤
Prolene 5-0（简单弯角，C1 针）蓝色单丝 VISI-BLACKJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, GermanyEH7227H血管
Prolene 5-0（双头，C1 针）60cmJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, GermanyKBB5661H血管
Prolene 6-0（双头，C1 针）60cmJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, GermanyEH7228H血管
Sempermed derma PF 外科手套 7、7.5、8 号 Semperit investment Asia Pte Ltd, Singapore4200782,4200871,4200894外科手套
Sentinex® PRO 外科手术服 Spunlace XL 150cmLohmann & Rauscher GmbH & Co. KG, Neuwied, Germany19302外科手术服
TachosilTakeda Pharma Vertrieb GmbH & Co. KG, Berlin, GermanyMAXI 9.5 x 4.8 cm止血
Telasorp 腹部擦拭巾（绿色 45x45cm）PAUL HARTMANN AG,Heidenheim, Germany4542437腹部毛巾
小儿导尿管Uromed Kurt Drews KG, Oststeinbeck, GermanyPZN 03280856用于输尿管-皮肤造口
VICRYL- 0 MH PlusJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, GermanyV324筋膜闭合
VICRYL - 3-0，SH1 Plus 针，75cmJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, GermanyW9114皮下缝合，腹膜缝合 
VICRYL - 3-0，SH1 Plus 针，4*45cmJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, GermanyV780皮下缝合，腹膜缝合 
VICRYL - 缝扎线 Sutupak 紫色编织线，3-0Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, GermanyV1215E结扎用缝线
3M™ 标准外科口罩 1810F3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany3M-ID 7000039767外科口罩
手术器械
标准解剖镊ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany PZ0260解剖镊
无创镊 钢制，De Bakey 尖端 1.5mm 8"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany GF0840解剖无创镊
双极电凝镊 16 cm 直型，支脚 0.30 mm 尖头，通用接口Bühler Instrumente Medizintechnik GmbH,Tuttlingen, Germany08/0016-A双极电凝镊
无创动脉夹，弯型，De Bakey 78 mm，3"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany GF0900动脉夹
DE BAKEY-SATINSKY 血管夹 215mmASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany GF1661血管夹
梅奥组织剪 250 mm，10"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany SC2232  解剖剪
Metzenbaum-Fino 组织剪 260 mm，101/4"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany SC2290解剖剪
Dräger CATO 麻醉机配 PM8050 监护仪Dräger, Drägerwerk AG & Co. KGaA, Lübeck, Germany 106782通气系统
 精细镊 ADSON 180 mmASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany ADSONPZ0571精细镊
Gosset 腹壁牵开器CHIRU-INSTRUMENTE, Kaierstuhl,Germany09-621512腹部拉钩
HALSTEAD 蚊式钳，弯型，手术用 125mmASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany KL2291蚊式钳
高频手术设备 ICC 300，电灼Erbe Elektromedizin Gmbh; Tübingen, Germany20132-043电灼，双极
MICRO HALSTED-MOSQUITO 100mm，弯型ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany KL2187蚊式钳
微型钢制持针器 直型 0.5mm，带弹簧锁ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany MN1324D显微外科持针器
显微外科/注水镊 LINZ 150mm 6" Ergo 圆柄ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany MN0087精细显微外科镊
持针器 Mayo-hegar，190 mm，71/2"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany NH1255持针器
Overhold Slimline Fig. 0 8 1/2"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany KL4400固定钳
无菌纱布 10X10Paul HaRTMANN AG,Heidenheim, Germany401725无菌纱布
吸头 OP-Flex 手柄 YankauerPfm Medical AG, Köln, Germany33032182吸引
标准手术镊 5 3/4" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany PZ1260手术镊
标准尖端-钝头手术剪（线/布剪）175 mm，7"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany SC1522手术剪
钛合金血管剪 POTTS-SMITH，185 mm，71/4"60°ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany SC8562Pott 剪
隧道器械Marina Medical Instruments Inc,Davies,USMM-TUN06025皮下隧道建立
血管环Medline International Germany GmbH,Kleve, GermanyVLMINB用于固定和调整血管
伤口牵开器 Weitlander, Stump,110 mm, 41/4"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany WH5210伤口护理
其他材料
加热垫Eickemeyer - Medizintechnik für Tierärzte KG, Tuttlingen, Germany 
648050 MHP-E1220		维持术中体温
喉镜，定制Wittex GmbH, Simbach, Germany333222230 暴露声带
直肠温度探头Asmuth Medizintechnik, Minden, GermanyASD-RA4测量体温
喷雾伤口膜Mepro-Dr. Jaeger und Bergmann GmbH, Vechta, Germany2830 保持无菌状态
无菌器官袋Raguse Gesellschaft für medizinische Produkte, Ascheberg, Germany800059器官保存
小型猪背心，成年长白猪 30-50kg，专为 Emka 遥测和导尿定制 Lomir Biomedical Inc., United KingdomSS J1LAPMP用于保护植入导管并储存尿袋
 超声设备，Sonosite Edge-IIFUJIFILM SonoSite GmbH, Frankfurt, GermanyV21822超声与彩色多普勒
尿袋 2000ml 容量ASID BONZ GmbH, Herrenberg, Germany 2062578一次性尿袋，连接至输尿管-皮肤瘘导管

参考文献

  1. Watts, G. Joseph Murray: innovative surgeon and pioneer of transplantation. Lancet. 377 (9770), 987(2011).
  2. Merion, R. M., et al. Deceased-donor characteristics and the survival benefit of kidney transplantation. Journal of the American Medical Association. 294 (21), 2726-2733 (2005).
  3. Jochmans, I., O'Callaghan, J. M., Pirenne, J., Ploeg, R. J. Hypothermic machine perfusion of kidneys retrieved from standard and high-risk donors. Transplant International. 28 (6), 665-676 (2015).
  4. Czigany, Z., et al. Machine perfusion for liver transplantation in the era of marginal organs-New kids on the block. Liver International. 39 (2), 228-249 (2018).
  5. Fabrizii, V., et al. Patient and graft survival in older kidney transplant recipients: does age matter. Journal of the American Soceity of Nephrology. 15 (4), 1052-1060 (2004).
  6. Jochmans, I., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Kidney perfusion: some like it hot others prefer to keep it cool. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (3), 260-266 (2017).
  7. DSO. DSO Jahresbericht. , Available from: https://www.dso.de/SiteCollectionDocuments/DSO_Jahresbericht_2018.pdf (2018).
  8. Meister, F. A., et al. Hypothermic Oxygenated Machine Perfusion of Extended Criteria Kidney Allografts from Brain Dead Donors: Protocol for a Prospective Pilot Study. JMIR Research Protocols. 8 (10), 14622(2019).
  9. Meister, F. A., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion-Preliminary experience with end-ischemic reconditioning of marginal kidney allografts. Clinical Transplantation. 33 (10), 13673(2019).
  10. Siedlecki, A., Irish, W., Brennan, D. C. Delayed graft function in the kidney transplant. American Journal of Transplantation. 11 (11), 2279-2296 (2011).
  11. Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. Murine Kidney Transplant Technique. Journal of Visualized Experiments. (105), e52848(2015).
  12. Fabry, G., et al. Cold Preflush of Porcine Kidney Grafts Prior to Normothermic Machine Perfusion Aggravates Ischemia Reperfusion Injury. Scientific Reports. 9 (1), 13897(2019).
  13. Kalenski, J., et al. Improved preservation of warm ischemia-damaged porcine kidneys after cold storage in Ecosol, a novel preservation solution. Annals of Transplantation. 20, 233-242 (2015).
  14. Kalenski, J., et al. Comparison of Aerobic Preservation by Venous Systemic Oxygen Persufflation or Oxygenated Machine Perfusion of Warm-Ischemia-Damaged Porcine Kidneys. European Surgical Research. 57 (1-2), 10-21 (2016).
  15. Kaths, J. M., et al. Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation. Journal of Visualized Experiments. (101), e52909(2015).
  16. Schreinemachers, M. C., et al. Improved preservation and microcirculation with POLYSOL after transplantation in a porcine kidney autotransplantation model. Nephrology Dialysis Transplantation. 24 (3), 816-824 (2009).
  17. Kaths, J. M., et al. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. Journal of Visualized Experiments. (108), e53765(2016).
  18. De Deken, J., et al. Postconditioning effects of argon or xenon on early graft function in a porcine model of kidney autotransplantation. British Journal of Surgery. 105 (8), 1051-1060 (2018).
  19. Faure, A., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplantation Proceedings. 45 (2), 672-676 (2013).
  20. Golriz, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clinical Transplantation. 27, Suppl 25 6-15 (2013).
  21. Gallinat, A., et al. Transplantation of Cold Stored Porcine Kidneys After Controlled Oxygenated Rewarming. Artificial Organs. 42 (6), 647-654 (2018).
  22. Russell, W. M. S., Burch, R. L. The Principles of Humane Experimental Technique. , Methuen. (1959).
  23. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), 1000412(2010).
  24. Hagemeister, K., et al. Severity assessment in pigs after partial liver resection: evaluation of a score sheet. Laboratory Animals. 54 (3), (2019).
  25. Doorschodt, B. M., et al. Hypothermic machine perfusion of kidney grafts: which pressure is preferred. Annals of Biomedical Engineering. 39 (3), 1051-1059 (2011).
  26. Czigany, Z., et al. Improving Research Practice in Rat Orthotopic and Partial Orthotopic Liver Transplantation: A Review, Recommendation, and Publication Guide. European Surgical Research. 55 (1-2), 119-138 (2015).
  27. Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (73), e4376(2013).
  28. Doorschodt, B. M., et al. Evaluation of a novel system for hypothermic oxygenated pulsatile perfusion preservation. The Internation Journal of Artificial Organs. 32 (10), 728-738 (2009).
  29. Kaths, J. M., et al. Continuous Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion Is Superior to Brief Normothermic Perfusion Following Static Cold Storage in Donation After Circulatory Death Pig Kidney Transplantation. American Journal of Transplantation. 17 (4), 957-969 (2017).
  30. Tammaro, V., et al. Prevention of fluid effusion in kidney transplantation with the use of hemostatic biomaterials. Transplantation Proceedings. 46 (7), 2203-2206 (2014).
  31. Golriz, M., et al. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. European Surgical Research. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  32. Higgins, R., et al. Hyponatraemia and hyperkalaemia are more frequent in renal transplant recipients treated with tacrolimus than with cyclosporin. Further evidence for differences between cyclosporin and tacrolimus nephrotoxicities. Nephrology Dialysis and Transplantation. 19 (2), 444-450 (2004).
  33. Markert, M., et al. A new telemetry-based system for assessing cardiovascular function in group-housed large animals. Taking the 3Rs to a new level with the evaluation of remote measurement via cloud data transmission. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 93, 90-97 (2018).
  34. Längin, M., et al. Perioperative Telemetric Monitoring in Pig-to-Baboon Heterotopic Thoracic Cardiac Xenotransplantation. Annals of Transplantation. 23, 491-499 (2018).
  35. Willens, S., Cox, D. M., Braue, E. H., Myers, T. M., Wegner, M. D. Novel technique for retroperitoneal implantation of telemetry transmitters for physiologic monitoring in Göttingen minipigs (Sus scrofa domesticus). Comparative Medicine. 64 (6), 464-470 (2014).
  36. van Dijk, R. M., et al. Design of composite measure schemes for comparative severity assessment in animal-based neuroscience research: A case study focussed on rat epilepsy models. PLoS One. 15 (5), 0230141(2020).
  37. Zieglowski, L., et al. Severity assessment using three common behavioral or locomotor tests after laparotomy in rats: a pilot study. Laboratory Animals. , (2020).
  38. Bleich, A., Bankstahl, M., Jirkof, P., Prins, J. B., Tolba, R. H. Severity Assessment in animal based research. Laboratory Animals. 54 (1), 16(2020).

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原位肾移植猪自体移植模型24小时器官保存连续遥测监测血管吻合技术器官保存液彩色多普勒超声肝素化生理盐水溶液股动脉插管颈静脉导管置入
使用24小时器官保存和连续遥测技术在猪模型中进行原位肾自体移植
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