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方法文章

从发育中的大麦种子中分离高纯度组织

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DOI：

10.3791/61681

⸱

2020年10月26日

 ,  , 
1Czech Acad Sci, Centre of the Region Haná for Biotechnological and Agricultural Research, Institute of Experimental Botany, 2The Polish Academy of Sciences, The Franciszek Górski Institute of Plant Physiology

本文内容

摘要

本文介绍了一种在大麦种子整个发育过程中，对胚胎、胚乳及种子母体组织进行高纯度人工分离及质量控制的实验方案。

摘要

了解调控谷类种子发育机制对于植物育种和提高产量至关重要。然而，由于谷类种子体积微小、部分组织呈液态以及组织间连接紧密，其分析工作具有较大挑战性。本文展示了一种详细的实验方案，用于分离大麦种子在早期、中期和晚期发育阶段的胚、胚乳及种子母体组织。该方案基于使用尖细工具和双目显微镜进行人工组织解剖，并结合倍性分析进行纯度控制。种子母体组织和胚为二倍体，而胚乳为三倍体组织，因此可通过流式细胞术监测样品纯度。进一步检测表明，从这些样品中提取的RNA质量高，适用于高灵敏度分析。综上所述，本方案阐述了如何从栽培大麦发育籽粒中实际分离出高纯度组织，并可望适用于其他谷类作物。

引言

种子是由母体和子代来源的多种组织构成的复杂结构1。谷物籽粒是一种特殊类型的种子，其大部分由胚乳构成，胚乳是一种特化的三倍体组织，具有保护和滋养胚的作用。谷物提供了全球约60%的食物资源，是植物生产中最重要的产物2。由于谷物在经济上的重要性及其在植物繁殖中的核心作用，了解调控谷物种子发育的分子过程具有重要意义1,3。

栽培大麦（Hordeum vulgare subsp. vulgare；2n = 2x = 14；1C = 5.1 Gbp）是全球第四大重要的谷类作物。它被广泛用于动物饲料、食品以及生物技术4。此外，大麦也是一种日益重要的温带地区谷类作物经典模式物种5。大麦的基因组资源包括遗传图谱、栽培品种、地方品种和突变体的集合、高质量的基因组组装与注释，以及主要发育阶段的转录组数据5,6,7。此外，大麦基因也被用于其他谷类作物的遗传改良。其对非生物胁迫（如干旱和盐碱）、特定病原体的抗性，以及富含有益化合物（例如β-葡聚糖）的特性，使大麦成为小麦育种中重要的性状来源8。

种子发育始于授粉当天（DOP）的受精作用。DOP通过根据Waddington分级法（W10.0）评估柱头和花药的形态来确定9。未授粉的穗表现为紧密（无分枝）的柱头和绿色的花药，而授粉后的穗则具有伸长的小穗、伸长且广泛分枝的柱头、膨大的胚珠、张开的花药以及游离的花粉。DOP时期的花朵表现为中间表型，其花药呈黄色，易破裂并释放花粉；柱头则表现出广泛展开的柱头分支（图1C）。

大麦种子发育包括三个部分重叠的阶段1,10。阶段I（授粉后0–6天；DAP）由双受精启动，其特征是细胞增殖且无淀粉合成；阶段II（7–20 DAP）包括细胞分化和大量生物量积累，并伴随淀粉和贮藏蛋白的合成；阶段III（21 DAP之后）对应种子成熟期，表现为脱水导致的重量减少以及休眠的开始。此外，这些阶段也可分别称为早期、中期和晚期11。

大麦籽粒被颖壳包裹，颖壳由外稃、内稃和稃片组成12。在大多数大麦基因型中，颖壳紧密包裹着干燥的种子。种子本身由胚、胚乳和种子母体组织构成（图1A）。二倍体胚由卵细胞与一个精细胞核受精发育而来。在完全发育的种子中，胚包括胚轴，其结构包含包围胚根的胚根鞘、包裹茎尖分生组织和初生叶的胚芽鞘，以及盾片（子叶）1,10,13,14。三倍体胚乳由二倍体中央细胞与第二个精细胞核受精形成。胚乳的增殖始于合胞体（共质体）阶段，此时分裂的细胞核被中央液泡推向周边。在合胞体阶段末期，微管在细胞核周围形成辐射状网络，标志着垂周细胞壁的形成以及胚乳细胞化的起始。胚乳的分化与细胞化过程同时进行，最终形成五种主要组织：淀粉胚乳、转运细胞、糊粉层和亚糊粉层，以及包围胚的区域。种子母体组织是一种多层的二倍体结构，来源于母体，包含果皮和种皮10,12。种子母体组织还包括位于籽粒背部的珠心突起，具有运输相关功能，并在种子发育后期嵌入胚乳中15。

显示SMTs、EMB和END区域的小麦小穗发育示意图，包含矢状面和横截面。
图1：大麦种子的发育过程。（A）谷物籽粒在矢状面上的示意图，显示种子母体组织（SMTs，绿色）、胚乳（END，黄色）、胚（EMB，橙色）和颖壳（H，灰色）。（B）接近开花期的大麦穗形态。比例尺 = 1 cm。（C）授粉前、授粉中和授粉后阶段的柱头与雄蕊形态。插图显示带有花粉粒（箭头）的柱头细节。比例尺 = 5 mm，插图比例尺 = 200 µm。（D）授粉后4、8、16和24天（DAP）种子的矢状面和横截面。（NP，核层突起）比例尺 = 5 mm。请点击此处查看该图的放大版本。

高通量基因组学的最新进展为研究单个种子组织的发育提供了工具。然而，实现这一目标的主要障碍在于种子组织结构紧密且相互间紧密结合1。我们开发了一种从发育中的大麦种子中高纯度分离种子组织的实验方案，所得样品可进一步用于高灵敏度分析，如RNA测序。此外，本方案可轻松适用于其他谷类作物。

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方案

1. 植物培养

注意：考虑到单株大麦通常有5至6个分蘖，且每个穗仅应使用中间的5至6个小穗进行解剖，因此每株植物最多可获得72粒种子（二行型品种）或216粒种子（六行型品种）。

  1. 为了使大麦种子发芽，准备一个培养皿，底部铺有三层纤维素纸巾，并覆盖一层滤纸。用蒸馏水润湿，确保无多余水分，将种子放置于表面后盖上培养皿。滤纸可防止根系穿透纤维素纸巾。在25 °C黑暗条件下培养种子3天。
    注意：也可将种子直接播入湿润的土壤混合物中进行发芽（见步骤1.2）。
  2. 将已发芽、且胚根和芽长约5 cm的种子移栽至5 cm × 5 cm的泥炭盆中，盆内装有土壤与沙子的混合物（体积比3:1），定期浇水。10天后，将植株转移至12 cm × 12 cm的花盆中，花盆内填充相同的土壤混合物。
  3. 将植株置于气候培养箱中，在受控的长日照条件下生长（光照16小时，温度20 °C；黑暗8小时，温度16 °C；光照强度200 µmol m-2 s-1；相对湿度60%）。
    注意：春性大麦从播种到开花初期约需8–10周，无需春化处理。冬性大麦则需要7–8周的春化处理（短日照条件：光照8小时，温度4 °C；黑暗16小时，温度4 °C；光照强度200 µmol m-2 s-1；相对湿度85%），以诱导开花。

2. 授粉的确定

注意：准确确定授粉时间对于正确评估发育进程至关重要。大麦是一种自花授粉植物。为了确定授粉日（DOP），我们监测了自花授粉发生的日期。该性状因品种而异，但芒从叶鞘开始伸出的时间是授粉日临近的一个良好指标（图1B）。

  1. 打开包裹穗子的叶鞘。使用尖头镊子检查穗中部小穗内的花药和子房。具有黄色花药和“绒毛状”柱头的小穗将在数小时内进行授粉16，被视为开花当天（DOP）（图1B）。
  2. 在最末端小穗尖端附近剪去穗子，并去除旗叶及芒的上部。随后，剪去每个小穗外稃顶部的1/3部分。这有助于花药干燥，并促进其更同步地开裂并释放花粉。
  3. 用带有穗编号、植株编号和确定的DOP日期的半透明纸袋罩住穗子。此举还可防止异花授粉，避免影响特定实验结果。
  4. 将相关信息记录至表格编辑器中。使用以下公式计算组织分离应进行的授粉后天数（DAP）：
    xDAP = DOP + x
    x = 预期的DAP
    注意：数值应采用“数据”格式。
  5. 对于种子组织的解剖，应根据预先准备的表格日历，在相应的DAP天数采集穗子。

3. 种子组织的解剖

注意：以下步骤应使用体视显微镜进行操作。在解剖前，用镊子去除籽粒的外壳。注意，大约在授粉后16天（16 DAP）时，外壳会变得干燥且更难剥离。为保持生理条件并防止植物材料在解剖过程中干燥，可将样品置于一滴1×PBS缓冲液（137 mM NaCl，2.7 mM KCl，10 mM Na2HPO4，1.8 mM KH2PO4，pH = 7.4）中以保持湿润。每次解剖不同组织时均应使用新的种子，以避免因样品采集时间过长而导致DNA、RNA或蛋白质降解。若需从解剖组织中提取RNA，必须使用无RNase的耗材和试剂。为最大限度减少RNA降解，每个样品的总解剖时间不应超过15分钟，通常一个样品由5–10粒种子的组织组成。

  1. 在组织解剖前，使用尖头镊子去除其余的颖壳。用 1× PBS 湿润 1 分钟有助于清除小穗的干燥残留物。
  2. 将去壳的种子置于培养皿中，加入一滴 1× PBS，使用尖头镊子、细针和微毛细移液管解剖各个部分。不同组织的解剖采用略有差异的策略：种子母体组织（步骤 3.3）、胚（步骤 3.4）和胚乳（步骤 3.5）。
  3. 种子母体组织的解剖
    1. 8 DAP 之前的种子解剖
      1. 将种子背侧朝上放置，沿纵轴轻轻切开种子，然后用镊子从顶端到底部逐步剥离种子母体组织，仅保留紧邻胚乳的最内层组织。
      2. 将 5 至 10 粒种子的母体组织收集到含 50 µL 1× PBS 的 1.5 mL 离心管中，用移液器弃去缓冲液，用 100 µL PBS 洗涤组织两次，吸除多余缓冲液后盖紧管盖，液氮速冻或直接用于流式细胞术倍性分析。所获材料量通常足以满足一次下游实验（如 RNA 提取或流式细胞术倍性测定）。
    2. 8 DAP 之后的种子解剖
      1. 将种子背侧朝上放置，在种子母体组织腹面中部轻轻切开，逐步剥离包裹整个种子的组织，包括珠心突起。每项下游实验所需组织，均按步骤 3.3.1 所述方法收集并洗涤 5 至 10 粒种子的材料。
  4. 胚的解剖
    1. 8 DAP 及更早期种子的胚解剖
      1. 将种子背侧朝上放置，切下种子基部 1/3。小心将分离的部分纵向剖开，释放出胚。每项下游实验收集 10 至 20 粒种子的胚，并按步骤 3.3.1 所述方法进行收集和洗涤。
    2. 8 DAP 之后种子的胚解剖
      1. 将种子背侧朝上放置，从腹面基部去除种子母体组织。用细针或尖头镊子轻轻扰动胚周围的一层薄薄的胚乳组织，然后将胚剥离出来。每项下游实验收集最多 5 粒种子的胚，并按步骤 3.3.1 所述方法进行收集和洗涤。
  5. 胚乳的解剖
    1. 4 DAP 种子的合胞体胚乳解剖
      1. 将种子背侧朝上放置，去除除紧邻胚乳的最内层细胞以外的所有种子母体组织。用细针在腹面中部轻轻刺破该层，利用微毛细移液管通过毛细作用吸取合胞体胚乳。
      2. 每项下游实验将 10 至 15 粒种子的液态胚乳收集至新的 1.5 mL 离心管中，加入适合后续分析的缓冲液（如 1× PBS、RNA 提取缓冲液、流式细胞术缓冲液）。缓冲液体积应根据计划的下游实验方案确定。收集后立即液氮速冻。
    2. 5 至 8 DAP 种子的细胞化胚乳解剖
      1. 将种子背侧朝上放置，去除全部种子母体组织和胚。每项下游实验将 10 至 15 粒种子的胚乳收集至含 1× PBS 的新 1.5 mL 离心管中，洗涤后液氮速冻。
    3. 8 DAP 之后种子的完全细胞化胚乳解剖
      1. 将种子背侧朝上放置，去除全部种子母体组织和胚。每项下游实验按步骤 3.3.1 所述方法，将单粒种子的胚乳收集至一个离心管中，进行收集和洗涤。
  6. 将含有分离材料的离心管储存于 –80 °C，直至使用。
    注：本实验方案可在此处暂停。

4. 使用流式细胞术控制组织纯度

注意：在进行 RNA 提取之前，可使用流式细胞术检测样品纯度。正确的仪器校准对于生物样品分析至关重要。应使用校准微球（经荧光染色的聚苯乙烯微球，其大小和荧光强度高度均一）调节流式细胞仪/倍性分析仪的光学系统，直至获得最尖锐的峰值，通常使变异系数（CV）< 2%。谷类种子组织主要包含 G1、G2 和内复制核的群体，因此建议使用对数刻度。起始样品应选择主要含有 G1 核的叶片组织，作为基础倍性对照。

  1. 使用新鲜制备并置于冰上保存的样品（见步骤 3.3.1）或冷冻组织，方法如文献17所述。
    注意：由于整个< 8 DAP 样品均用于流式细胞术，因此这仅代表一种间接对照。我们建议研究人员在对>90% 纯度的样品进行多次分离和检测后，再对< 8 DAP 样品进行 RNA 提取。
  2. 将 4 和 8 DAP 胚胎样品（其他样品见步骤 4.4）放入含有 300 µL Otto I 缓冲液（0.1 M 柠檬酸一水合物，0.5% (v/v) Tween 20，经 0.22 µm 滤膜过滤）的 1.5 mL 离心管中，用塑料研杵研磨 5 至 10 次，以释放细胞核18。
  3. 将粗提液通过 50 µm 尼龙滤网过滤至流式细胞分析管中，并加入 600 µL 含有 2 µg mL-1 DAPI（4´,6-二脒基-2-苯基吲哚）的 Otto II 缓冲液（0.4 M Na2HPO4·12H2O）进行 DNA 染色18。
  4. 将所有其他组织（包括 16 DAP 或更晚期的胚胎）置于含有 500 µL Otto I 缓冲液的培养皿中，用剃须刀片切碎以实现均质化。按步骤 4.3 的方法过滤悬浮液，并用含有 DAPI 的 1 mL Otto II 缓冲液进行染色。
    注意：使用锋利的双刃剃须刀片操作时需格外小心。为降低受伤风险，可选用单刃剃须刀片或专用刀片 holder。
  5. 使用流式细胞仪测定样品的核 DNA 含量。每份样品至少需要分析 2000 个颗粒，以评估样品纯度。

5. RNA 提取与质量检测

  1. 使用冷冻组织以防止内源性核糖核酸酶降解RNA。从种子母体组织和胚胎样品中，使用市售试剂盒或TRIzol试剂19提取RNA。由于胚乳组织中淀粉含量较高，建议使用适用于难处理组织的商业化柱上RNA提取方案（例如Spectrum Plant Total RNA Kit），并结合柱上DNase I处理20，从所有样品中提取总RNA。
  2. 采用专用于RNA凝胶电泳的方案或Agilent 2100 Bioanalyzer检测RNA浓度和完整性。
    注意：完整的总RNA应显示出清晰的18S和25S rRNA条带/峰，大小分别约为1.9 kb和3.7 kb。25S rRNA条带的强度应约为18S rRNA条带的两倍。

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结果

为了对大麦种子发育进行组织特异性的转录组分析，我们建立了一种高纯度组织分离方案。该方案基于对去壳（人工去除颖壳后）籽粒中的胚、胚乳及种子母体组织进行手工解剖（图1A）。该方案已成功用于分离多个二棱和六棱春大麦品种的材料，穗在特定天数（DAP）收获后，直接用于提取，无需固定处理（图1D）。

在解剖前，发育时间点（DOP）的确定是一个需要估算的关键参数。大麦穗的成熟过程从中间向边缘进行，因此使用中间的小花进行DOP评估。最多取穗中间的六粒种子用于组织解剖。自花授粉的成功率接近100%；相比之下，人工授粉的成功率要低得多。

在选定的发育时间窗（4至24 DAP）内，组织解剖的难度总体随时间推移而降低。但需要注意的是，由于组织间黏连，在种子脱水期间及之后（> 24 DAP），组织分离再次变得更为困难。在解剖4 DAP种子的组织时，关键是要避免压塌柔软的合胞体胚乳（图2A

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讨论

本文介绍了一种可实现大麦种子组织高纯度分离的实验方案。尽管该方案是为大麦开发并验证的，但也可轻松应用于小麦、燕麦、黑麦或多倍体小麦等禾本科Triticeae族的其他物种27。该方案的初始部分聚焦于种子组织的解剖，无需任何非标准或昂贵的设备，因此大多数科研人员均可开展。然而，全面的质量控制分析需要使用流式细胞仪等高度专业化的仪器。不过，许多植物研究机构均配备有由经过培训的研究人员操作的流式细胞仪或倍性分析仪。

在植物授粉过程中，我们利用大麦能够自花授粉的特性，并依赖一组简单的形态学参数来确定自然授粉的确切日期。因此，该实验方案避免了对许多植物物种常用的去雄和人工授粉操作。我们最初尝试了这两种方法，结果发现人工授粉的成功种子发育率明显较低（< 40%）。尽管对自然授粉过程的监测需要具备评估柱头和花药成熟度的经验，但该方法可靠性高，操作时间更短，且能够产生更多用于解剖实验所需的种子。

组织解剖的难度随着种子发育时间而变化。最具挑战性的是从最年轻的种子（0至8 ...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

感谢 Jan Vrána 博士和 Mahmoud Said 博士对流式细胞仪的维护，Eva Jahnová 对缓冲液的配制，Marie Seifertová 对材料清单的整理，以及 Zdenka Bursová 对植物的养护。本工作主要由捷克科学基金会资助项目 18-12197S 支持。A.P. 还获得了捷克科学院 J. E. Purkyně 青年研究员奖学金以及欧洲区域发展基金项目"植物作为可持续全球发展的工具"（编号 CZ.02.1.01/0.0/0.0/16_019/0000827）的支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
0.22 µm 滤膜MerckSLGSV255F
1.5 ml 离心管Sarstedt72.690.001
4',6-二脒基-2-苯基吲哚InvitrogenD21490
50 µm 尼龙筛网Silk a Progrersuhelon 120 T
Agilent 2100 生物分析仪AgilentG2939BA
吸头组件Drummond Scientific Company1-000-9000
校准微珠InvitrogenA16502
纤维素纸巾
一水柠檬酸Penta13830-31000
气候室Weiss Gallenkamp
DNase ISigma AldrichDNASE70
滤纸Fagron
尖头镊子Fine Science Tools11254-20
流式细胞仪Sysmex-Partec
流式细胞术管Sarstedt55.484
冷冻柜
玻璃纸袋
KClLachner30076-AP0
KH₂PO₄Litolab100109
液氮Linde
微毛细移液管Fivephoton BiochemicalsMGM 1C-20-30
微型图钉Fine Science Tools26002-20
Na₂HPO₄Lachema
Na₂HPO₄·12H₂OLachner30061-AP0
NaClLachner30093-AP0
泥炭盆Jiffy5x5 cm
培养皿
图钉夹持器Fine Science Tools26016-12
塑料研钵棒p-LabA199001
花盆12x12 cm
剃须刀片Gillette
RNA酶清除剂InvitrogenAM9780
沙子
剪刀Fine Science Tools14060-11
土壤
Spectrum 植物总RNA提取试剂盒Sigma AldrichSTRN50
体视显微镜Olympus
Tween 20Sigma AldrichP2287
TRIzol 试剂Invitrogen15596026
RNA 6000 Pico 试剂盒Agilent5067-1513

参考文献

  1. Sreenivasulu, N., et al. Barley grain development: Toward an integrative view. International Review of Cell and Molecular Biology. 281, 49-89 (2010).
  2. FAO. Cereal supply and demand brief. Food and Agriculture Organization of the United Nations. , Available from: http://www.fao.org (2019).
  3. Baik, B. K., Ullrich, S. E. Barley for food: Characteristics, improvement, and renewed interest. Journal of Cereal Science. 48 (2), 233-242 (2008).
  4. Langridge, P. Economic and Academic Importance of Barley. The Barley Genome. Stein, N., Muehlbauer, G. J. , Springer. Cham. Switzerland, AG. 1-10 (2018).
  5. Mascher, M., et al. A chromosome conformation capture ordered sequence of the barley genome. Nature. 544 (7651), 427-433 (2017).
  6. Mascher, M. Pseudomolecules and annotation of the second version of the reference genome sequence assembly of barley cv. Morex V2. Morex. , Available from: https://edal.ipk-gatersleben.de (2019).
  7. Rapazote-Flores, P., et al. BaRTv1.0: An improved barley reference transcript dataset to determine accurate changes in the barley transcriptome using RNA-seq. BMC Genomics. 20 (1), 968(2019).
  8. Molnár-Láng, M., Linc, G., Szakács, É Wheat-barley hybridization: The last 40 years. Euphytica. 195 (3), 315-329 (2014).
  9. Waddington, S. R., Cartwright, P. M., Wall, P. C. A quantitative scale of spike initial and pistil development in barley and wheat. Annals of Botany. 51 (1), 119-130 (1983).
  10. Sabelli, P. A., Larkins, B. A. The development of endosperm in grasses. Plant Physiology. 149 (1), 14-26 (2009).
  11. Dante, R. A., Larkins, B. A., Sabelli, P. A. Cell cycle control and seed development. Frontiers in Plant Science. 5, 1-14 (2014).
  12. Rodríguez, M. V., Barrero, J. M., Corbineau, F., Gubler, F., Benech-Arnold, R. L. Dormancy in cereals (not too much, not so little): About the mechanisms behind this trait. Seed Science Research. 25 (2), 99-119 (2015).
  13. Sreenivasulu, N., et al. Gene expression patterns reveal tissue-specific signaling networks controlling programmed cell death and ABA-regulated maturation in developing barley seeds. Plant Journal. 47 (2), 310-327 (2006).
  14. Olsen, O. A. Nuclear endosperm development in cereals and Arabidopsis thaliana. Plant Cell. 16, suppl_1 214-227 (2004).
  15. Thiel, J., et al. Different hormonal regulation of cellular differentiation and function in nucellar projection and endosperm transfer cells: A microdissection-based transcriptome study of young barley grains. Plant Physiology. 148 (3), 1436-1452 (2008).
  16. Weschke, W., et al. Sucrose transport into barley seeds: Molecular characterization of two transporters and implications for seed development and starch accumulation. Plant Journal. 21 (5), 455-467 (2000).
  17. Staszak, A. M., Rewers, M., Sliwinska, E., Klupczyńska, E. A., Pawłowski, T. A. DNA synthesis pattern, proteome, and ABA and GA signalling in developing seeds of Norway maple (Acer platanoides). Functional Plant Biology. 46 (2), 152-164 (2019).
  18. Otto, F. Chapter 11 DAPI staining of fixed cells for high-resolution flow cytometry of nuclear DNA. Methods in Cell Biology. 33, 105-110 (1990).
  19. Fisher Scientific. Procedural guidelines. , (2020).
  20. Spectrum TM. Plant Total RNA Kit. , (2020).
  21. Nowicka, A., et al. Dynamics of endoreduplication in developing barley seeds. Journal of Experimental Botany. , eraa453(2020).
  22. Chen, J., et al. Dynamic transcriptome landscape of maize embryo and endosperm development. Plant Physiology. 166 (1), 252-264 (2014).
  23. Zhang, S., Laurie, A. E., Ae, W., Meng, L., Lemaux, P. G. Similarity of expression patterns of knotted1 and ZmLEC1 during somatic and zygotic embryogenesis in maize (Zea mays L.). Springer. 215 (2), 191-194 (2002).
  24. Doll, N. M., et al. Transcriptomics at maize embryo/endosperm interfaces identifies a transcriptionally distinct endosperm subdomain adjacent to the embryo scutellum. Planta. 32 (4), 833-852 (2020).
  25. Yi, F., et al. High temporal-resolution transcriptome landscape of early maize seed development. Plant Cell. 31 (5), 974-992 (2019).
  26. Gómez, E., et al. The maize transcription factor myb-related protein-1 is a key regulator of the differentiation of transfer cells. Plant Cell. 21 (7), 2022-2035 (2009).
  27. Bewley, J. D., Black, M., Halmer, P. The encyclopaedia of seeds: Science, technology and uses. CABI. , Wallingford, UK. (2006).
  28. Liew, L. C., et al. Temporal tissue-specific regulation of transcriptomes during barley (Hordeum vulgare) seed germination. Plant Journal. 101 (3), 700-715 (2020).
  29. Pirrello, J., et al. Transcriptome profiling of sorted endoreduplicated nuclei from tomato fruits: how the global shift in expression ascribed to DNA ploidy influences RNA-Seq data normalization and interpretation. Plant Journal. 93 (2), 387-398 (2018).
  30. Sreenivasulu, N., et al. Transcript profiles and deduced changes of metabolic pathways in maternal and filial tissues of developing barley grains. Plant Journal. 37 (4), 539-553 (2004).
  31. Bian, J., et al. Transcriptional dynamics of grain development in barley (Hordeum vulgare L). International Journal of Molecular Sciences. 20 (4), 962(2019).

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