高分辨率超声可帮助简化需要使用定时妊娠小鼠的实验，通过确定妊娠状态、妊娠周期以及妊娠丢失情况来提供支持。本文介绍了一种评估小鼠妊娠状况的实验方案，并阐述了可能模拟妊娠的潜在问题（图像伪影）。
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摘要
摘要
小鼠是研究多种人类疾病和生物学过程的首选哺乳动物模型。发育生物学研究通常需要获取处于不同时间点的阶段性妊娠小鼠，以确定动态变化的过程。此外，为了实现模型小鼠的最佳和高效繁殖，必须对定时妊娠进行评估。最常用的方法是将小鼠过夜合笼，然后通过检测阴道栓的存在来判断是否交配成功；然而，该方法的阳性预测值并不理想，且仍需等待才能确认小鼠是否真正怀孕。高分辨率超声生物显微镜是一种有效且高效的成像工具，可用于：1）判断小鼠是否怀孕；2）确定小鼠所处的妊娠阶段；以及3）检测是否存在宫内丢失。除了胚胎和胎儿之外，研究人员还必须能够识别腹腔内的常见伪影，以避免将其误判为妊娠子宫。本文提供了一套成像操作方案，并附有图示示例。
引言
小鼠是研究多种人类疾病和生物学过程的首选哺乳动物模型1,2,3,4。发育生物学的研究通常需要获取处于不同发育阶段的孕鼠，以确定特定时间点的发育进程5,6,7,8。此外，为了高效、优化地繁育模型小鼠，研究人员需要对配种后的怀孕情况进行评估，尤其是在研究基因突变对发育影响时尤为重要。通常，研究人员会将杂合子小鼠在夜间交配，次日清晨检查阴道栓，并期望成功受孕9。确定宫内丢失通常始于检测新生仔鼠基因型是否符合孟德尔遗传比例，然后通过在不同妊娠阶段处死孕鼠并回收胚胎进行逆向分析。研究人员可能将体重增加作为判断成功怀孕的指标之一10,11；然而，特别是在使用基因工程小鼠时，产仔数可能极少，且在发生宫内丢失后胚胎会被完全吸收，导致体重变化不明显（尤其是在妊娠早期，约E6.5–8.5）。例如，由于良性腹腔肿瘤的存在，小鼠可能出现假性妊娠的表现。本质上，研究人员是在“盲视”状态下开展工作。
高分辨率超声生物显微技术可直接可视化观察妊娠子宫及发育中的小鼠胚胎12,13,14,15,16。尽管我们最初开发该方法旨在评估小鼠胚胎心血管生理学16,17，但我们意识到该成像技术在优化小鼠繁育流程方面具有实用价值。具体而言，我们不再需要依赖明显的体重增加或产仔结果来判断小鼠是否妊娠；而是能够直接确认其妊娠状态，若未妊娠则可迅速重新配种。此外，宫内胚胎丢失情况也可通过成像轻松识别，并可在不处死小鼠的情况下确定胚胎丢失的时间进程（示意图见图1）。因此，可节省宝贵的时间、实验小鼠模型资源及研究经费。
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方案
本方案中的所有步骤均遵循美国国立卫生研究院（National Institutes of Health）发布的《实验动物护理与使用指南》，并已获得纽约大学格罗斯曼医学院机构动物护理与使用委员会的批准。
1. 为获得定时妊娠小鼠进行交配
- 将合适的雌性小鼠（通常为杂合子）与合适的雄性小鼠（通常为杂合子）配对，置于同一笼中过夜交配。
- 次日上午将小鼠分笼。或者，可让雌雄小鼠持续交配，以提高怀孕几率。
注意：然而，采用持续交配方式无法准确确定妊娠时间，且通过超声对小鼠胚胎进行分期也不够明确，尤其是在疾病过程导致宫内生长迟缓的情况下。如果携带基因变异的胚胎被认为体积较小，则可通过观察较大的野生型同窝仔鼠来判断妊娠周期。- 可选：检查阴道栓。若未发现阴道栓，说明雌性小鼠未成功交配；若存在阴道栓，雌性小鼠仍有可能未怀孕。
- 将过夜交配后的第二天记为 E0.5。
- 在 E6.5–E8.5 时期进行成像检查以确认是否怀孕；若小鼠未怀孕，则重新进行交配（参见步骤 1.1）。
注意：在此阶段，雌鼠外观上尚无明显怀孕迹象；因此，超声成像可实现早期判断并及时重新交配。
2. 小鼠的麻醉与准备
- 将怀孕的小鼠放入麻醉诱导室中。
- 将异氟烷与室内空气或医用氧气混合，以1 L/min的流速输送浓度为2%–3%的异氟烷，以诱导小鼠在诱导室中进入镇静状态。
注意：镇静通常在1–2分钟内发生。小鼠将静止不动，呼吸变慢。 - 迅速将小鼠转移至成像平台。成像平台通常也带有加热元件，有助于维持小鼠体温。
- 将小鼠的鼻部放入麻醉鼻罩中。
- 迅速将异氟烷/氧气混合气体切换至成像平台的鼻罩。维持异氟烷浓度为2%–3%，流速为1 L/min。
- 通过足垫夹捏、角膜反射、呼吸水平及任何运动情况判断镇静程度。
注意：可在麻醉前先向眼睛涂抹保湿眼膏以防止角膜干燥（小鼠麻醉时无法闭合眼睑），同时借此初步判断角膜反射是否存在。 - 使小鼠仰卧（背部朝下），用胶带将其四肢固定在成像平台的心电图（EKG）电极垫上。
注意：但此类成像无需进行心电图监测。 - 按以下步骤去除孕鼠腹部的毛发：
- 用70%乙醇充分润湿腹部毛发，直至侧缘区域，注意不要过量导致液体流到平台上。
注意：与水相比，乙醇作为剃毛润滑剂效果更佳。 - 使用剃刀小心剃除腹部毛发。注意避免割伤乳头。
- 用纱布或擦拭巾擦去腹部残留的毛发。
- 或者，在使用毛发剪初步去除大部分毛发后，可改用脱毛膏。
- 用70%乙醇充分润湿腹部毛发，直至侧缘区域，注意不要过量导致液体流到平台上。
3. 假定妊娠小鼠的经腹成像
- 腹部剃毛后，将异氟烷浓度降低至1%–1.5%，仍保持1 L/min的气流速度。通过呼吸频率、有无肢体活动以及足垫夹捏和/或角膜反射来监测镇静程度。
注意：麻醉小鼠的心率通常为400–500次/分钟，具体取决于核心（直肠）温度。为快速进行妊娠检查，无需将小鼠加热至生理核心温度；此时心率通常接近400–450次/分钟，但如果小鼠在长时间成像过程中变冷，心率可能进一步下降并出现心律不齐。- 重要的是，确保呼吸深度适中且节律规律，不应出现不规则或濒死样呼吸（如喘息：深大、缓慢、不规则，并伴有明显的肋间和肋下凹陷）。
注意：未进行机械通气的麻醉小鼠，其呼吸频率通常为60–100次/分钟。详见 https://ahcs.ninds.nih.gov/ACUC_pages/pg_003_anesth_animals.html 和 https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-mice。
- 重要的是，确保呼吸深度适中且节律规律，不应出现不规则或濒死样呼吸（如喘息：深大、缓慢、不规则，并伴有明显的肋间和肋下凹陷）。
- 在腹部充分涂抹超声耦合剂。
- 将成像探头置于腹部，使其处于水平面：调整探头方向，使成像系统显示左右方位；成像探头侧面标示的“点”或凸起应朝向右侧。
注意：将成像探头向小鼠右侧滑动时，超声系统上的对应图像也应向小鼠右侧移动（想象从小鼠尾部向上看，小鼠的右侧在显示器上位于左侧）。- 通常使用成像系统的探头支架和导轨操纵系统。此处采用的是“手持”成像方式，即用手持握探头（双手操作比单手更稳定），可更快速地在腹部移动。这些移动（如下所述）包括旋转和平移运动。但该方法需要更多练习。
- 在屏幕上识别膀胱（视频1）。
- 从膀胱开始向尾侧扫描，识别阴道；然后缓慢平稳地向头侧扫描，识别阴道分叉为左侧和右侧子宫角（图2；视频1）。
- 开始对子宫（左侧和右侧子宫角）进行系统性扫描13（图3；视频2）。
注意：在妊娠中期之前（E10.5或E11.5），小鼠胚胎沿左右两侧分布。随着胚胎生长，子宫远端部分及其对应的胚胎会向外侧和后方旋转。当胚胎进一步发育（E15.5及以后），小鼠胎儿的位置趋于随机，方向各异，此时难以从近端到远端“追踪”整个子宫。- 快速扫描以初步判断小鼠是否妊娠。这种快速方法仅需识别出充盈的子宫和小鼠胚胎即可。
- 或者，额外花费时间逐个计数每个子宫角内的胚胎（活胎、死胎、吸收中的胚胎）。
注意：一般而言，活体胚胎可清晰辨认出心脏、四肢、带有脑室的头部及眼睛等器官结构。死亡不久的胚胎外观尚清晰，但随后逐渐呈现均质、“糊状”外观。已吸收的胚胎在看似充盈的子宫中央表现为一个针尖大小的强回声点（图4、图5、图6、图7、图8）。 - 为判断胚胎是否真正存活，应观察其心跳和/或血流情况。
注意：彩色多普勒血流成像有助于检测胚胎本身及脐带中的血流信号。通常适用于E8.5以后的胚胎。 - 识别可能被误认为妊娠子宫的伪影（图9、图10）。此外，由于肠道气体及其他超声“阴影”伪影可能遮蔽部分子宫角，应从多个角度进行成像，以确保子宫得到充分可视化。
- 完成扫描后，用纱布或擦拭巾将腹部的耦合剂擦净。应尽量彻底清除，因为残留的凝胶容易导致小鼠体温下降。
- 解开固定四肢的胶带，并将小鼠从麻醉面罩中取出。
- 轻柔地将小鼠放回笼中。它应在约一分钟内苏醒并开始活动。
注意：基因修饰小鼠从麻醉中恢复的时间可能稍长，需更密切观察。
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结果
本方案可使研究人员可靠地确定小鼠是否怀孕，包括在早期阶段，并可在不牺牲怀孕母鼠的情况下判断是否存在明显的产前胚胎或胎儿丢失。当繁育基因工程小鼠时，本方案尤为有用；通常，杂合子与杂合子交配以获得纯合子后代时，会导致正常发育失败，从而引起产前致死。图1展示了一个代表性情况，即胚胎在妊娠中期前逐步死亡并被吸收。图2展示了如何沿阴道向上追踪至其分叉处，以找到左侧和右侧子宫角。图3、图4、图5、图6、图7、图8以及视频3展示了处于不同发育阶段的小鼠胚胎。早期胚胎、死亡胚胎或已被吸收的胚胎可能与腹腔内的其他器官或肠道中的粪便相似；反之，肠袢也可...
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讨论
成像过程中最重要的第一步是识别阴道，然后确定子宫角向左和向右的分叉。通过追踪每侧子宫角的走行，操作者可降低将肠袢误认为子宫的可能性。此外，了解肠管外观的变异情况（含或不含粪便物质）对于将其与子宫相区分至关重要；有时，肠袢内的粪“球”可能类似妊娠子宫。尽管其他研究者已描述过妊娠诊断及小鼠胚胎发育分期17,18,19，包括吸收胚胎的检测20，但本研究首次系统阐述了对妊娠小鼠子宫进行成像的操作步骤及潜在的误区。
成像人员必须能够识别可能模拟早期妊娠或妊娠子宫的伪影，或可能干扰子宫及胚胎成像的伪影。沿子宫角向外侧追踪有助于降低将腹腔内其他器官或伪影误认为子宫（及微小胚胎）的可能性。可能被误认为子宫、胚胎和/或阻碍性物体的伪影包括肠道及肠道气体、粪便、脾脏、肝脏和胃。
该方法需要全身麻醉，我们谨慎地限制：...
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披露
作者无任何利益冲突需要披露。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 脱毛膏 | |||
| 70% 乙醇 | |||
| 毛发剪 | |||
| 纱布或KimWipes纸巾 | |||
| 异氟烷 | |||
| 医用氧气（可选） | |||
| 医用胶带 | |||
| 小鼠成像系统（包括麻醉装置和成像平台） | Fujifilm Visual Sonics | 多种 | 任何配备中心频率为40 MHz超声换能器探头的系统 |
| 刀片（非安全剃须刀） | |||
| 天平（用于称量小鼠体重） | |||
| 超声耦合剂 |
参考文献
- Bogue, M. A., et al. Mouse Phenome Database: an integrative database and analysis suite for curated empirical phenotype data from laboratory mice. Nucleic Acids Research. 46, 843-850 (2018).
- Ito, R., Takahashi, T., Ito, M. Humanized mouse models: Application to human diseases. Journal of Cellular Physiology. 233 (5), 3723-3728 (2018).
- Law, M., Shaw, D. R. Mouse Genome Informatics (MGI) is the international resource for information on the laboratory mouse. Methods in Molecular Biology. 1757, 141-161 (2018).
- Rydell-Törmänen, K., Johnson, J. R. The applicability of mouse models to the study of human disease. Methods in Molecular Biology. 1940, 3-22 (2019).
- Hinton, R. B., Yutzey, K. E. Heart valve structure and function in development and disease. Annual Reviews of Physiology. 73, 29-46 (2011).
- Dickinson, M. E., et al. High-throughput discovery of novel developmental phenotypes. Nature. 537 (7621), 508-514 (2016).
- Tam, P. P. L., et al. Formation of the embryonic head in the mouse: attributes of a gene regulatory network. Current Topics in Developmental Biology. 117, 497-521 (2016).
- Palis, J. Hematopoietic stem cell-independent hematopoiesis: emergence of erythroid, megakaryocyte, and myeloid potential in the mammalian embryo. FEBS Letters. 590 (22), 3965-3974 (2016).
- Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harbor Protocols. 2016 (8), (2016).
- Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (4), 368-371 (2015).
- Finlay, J. B., Liu, X., Ermel, R. W., Adamson, T. W. Maternal weight gain as a predictor of litter size in Swiss Webster, C57BL/6J, and BALB/cJ mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 694-699 (2015).
- Zhou, Y. Q., et al. Applications for multifrequency ultrasound biomicroscopy in mice from implantation to adulthood. Physiological Genomics. 10 (2), 113-126 (2002).
- Ji, R. P., Phoon, C. K. L. Noninvasive localization of nuclear factor of activated T cells c1-/- mouse embryos by ultrasound biomicroscopy-Doppler allows genotype-phenotype correlation. Journal of the American Society of Echocardiography. 18 (12), 1415-1421 (2005).
- Kulandavelu, S., et al. Embryonic and neonatal phenotyping of genetically engineered mice. ILAR Journal. 47 (2), 103-117 (2006).
- Mu, J., Slevin, J. C., Qu, D., McCormick, S., Adamson, S. L. In vivo quantification of embryonic and placental growth during gestation in mice using micro-ultrasound. Reproductive Biology and Endocrinology. 6, 34(2008).
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H. Cardiovascular imaging in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 6 (1), 15-38 (2016).
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H. Ultrasound biomicroscopy-Doppler in mouse cardiovascular development. Physiological Genomics. 14 (1), 3-15 (2003).
- Peavey, M. C., et al. A novel use of three-dimensional high-frequency ultrasonography for early pregnancy characterization in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (128), e56207(2017).
- Greco, A., et al. High frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), 77205(2013).
- Flores, L. E., Hildebrandt, T. B., Kühl, A. A., Drews, B. Early detection and staging of spontaneous embryo resorption by ultrasound biomicroscopy in murine pregnancy. Reproductive Biology and Endocrinology. 12, 38(2014).
- Norton, W. B., et al. Refinements for embryo implantation surgery in the mouse: comparison of injectable and inhalant anesthesias - tribromoethanol, ketamine and isoflurane - on pregnancy and pup survival. Laboratory Animal. 50 (5), 335-343 (2016).
- Thaete, L. G., Levin, S. I., Dudley, A. T. Impact of anaesthetics and analgesics on fetal growth in the mouse. Laboratory Animal. 47 (3), 175-183 (2013).
- Phoon, C. K. L., et al. Tafazzin knockdown in mice leads to a developmental cardiomyopathy with early diastolic dysfunction preceding myocardial noncompaction. Journal of the American Heart Association. 1 (2), (2012).
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