用于生物组织刺激的电场与磁场装置

Juan José Saiz Culma; Juan Felipe Escobar Huertas; Diego Alexander Garzón-Alvarado; Juan Jairo Vaca-Gonzalez

doi:10.3791/62111

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方法文章

用于生物组织刺激的电场与磁场装置

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DOI：

10.3791/62111

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2021年5月15日

Juan José Saiz Culma¹^,² , Juan Felipe Escobar Huertas²^,³ , Diego Alexander Garzón-Alvarado¹^,² , Juan Jairo Vaca-Gonzalez¹^,⁴

¹Biomimetics Laboratory, Instituto de Biotecnología, Universidad Nacional de Colombia, ²Numerical Methods and Modeling Research Group (GNUM), Universidad Nacional de Colombia, ³Design, Analysis and Development of Engineering Systems Research group (GIDAD), Fundación Universitaria Los Libertadores, ⁴School of Health and Sports Sciences, Master Program in Epidemiology, Fundación Universitaria del Área Andina

本文内容

摘要

本方案详细描述了构建用于刺激生物组织的电刺激器和磁刺激器的逐步过程。该方案包括电场和磁场的计算机模拟指南以及刺激装置的制造方法。

摘要

电场（EFs）和磁场（MFs）在组织工程中被广泛用于改善细胞的动态行为，例如增殖、迁移、分化、形态以及分子合成。然而，在对细胞、组织或支架进行刺激时，需要考虑此类刺激的强度和刺激时间等变量。由于电场和磁场会因细胞反应的不同而变化，目前尚不明确如何构建能够产生适当生物物理刺激以作用于生物样本的装置。事实上，当施加生物物理刺激时，关于其计算方法和分布情况的证据仍然缺乏。本实验方案专注于设计和制造用于产生电场和磁场的装置，并建立一种计算方法，以预测生物样本内外部生物物理刺激的分布情况。电场装置由两个平行的不锈钢电极组成，分别位于生物培养物的顶部和底部。电极连接至一个振荡器，以在60 kHz频率下产生电压（50、100、150和200 Vp-p）。磁场装置由一个线圈构成，通过变压器供电，在60 Hz频率下产生电流（1 A）和电压（6 V）。使用聚甲基丙烯酸甲酯支架将生物培养物置于线圈中央。计算模拟结果揭示了电场和磁场在生物组织内部及外部的均匀分布特性。该计算模型是一种具有前景的工具，可通过调整电压、频率、组织形态、培养板类型、电极和线圈尺寸等参数，来估算实现特定细胞反应所需的电场和磁场条件。

引言

已证明电场（EFs）和磁场（MFs）能够改变细胞动态，促进细胞增殖，并增加与组织细胞外基质相关的主要分子的合成¹。这些生物物理刺激可通过特定设置和设备以不同方式施加。关于产生电场的设备，直接耦合刺激器使用与体外生物样本接触或直接植入动物及患者体内组织的电极²；然而，仍存在一些局限性和缺陷，包括电极接触导致的生物相容性不足、pH值以及分子氧水平的变化¹。相反，间接耦合设备在两个电极之间产生电场，电极平行放置于生物样本两侧³，从而提供一种非侵入性替代技术来刺激生物样本，避免组织与电极的直接接触。此类设备可推广至未来的临床应用，以实现对患者创伤最小化的操作。关于产生磁场的设备，感应耦合刺激器产生随时间变化的电流，该电流流经环绕细胞培养物的线圈⁴^,⁵。最后，还存在组合式设备，利用电场和静态磁场共同产生瞬态电磁场¹。鉴于存在多种刺激生物样本的配置方式，在施加生物物理刺激时必须考虑电压和频率等变量。电压是一个重要变量，因其影响生物组织的行为；例如，已有研究表明细胞迁移、定向和基因表达依赖于所施加电压的幅值³^,⁶^,⁷^,⁸^,⁹^,¹⁰ 。频率在生物物理刺激中也起着重要作用，已有证据表明这些频率在体内自然存在。研究表明，高频和低频均对细胞具有有益效应；特别是作用于细胞膜上的电压门控钙通道或内质网，可在细胞内水平触发不同的信号通路¹^,⁷^,¹¹。

根据上述内容，一种用于产生电场（EFs）的装置由连接至两个平行电容器的电压发生器组成¹²。Armstrong 等人采用该装置刺激软骨细胞的增殖速率和分子合成¹³。Brighton 等人对该装置进行了改进，通过在细胞培养板的顶盖和底盖上钻孔进行改造，并用盖玻片填充孔洞，其中底部玻璃用于培养生物组织。在每片盖玻片上放置电极以产生电场¹⁴。该装置被用于电刺激软骨细胞、成骨细胞和软骨组织外植体，结果显示细胞增殖¹⁴^,¹⁵^,¹⁶以及分子合成³^,¹⁷均有所增加。Hartig 等人设计的装置包含一个波形发生器和一个电压放大器，二者连接至平行电容器，电极由高质量不锈钢制成，并置于绝缘外壳中。该装置用于刺激成骨细胞，结果显示其增殖和蛋白质分泌显著增加¹⁸。Kim 等人所使用的装置包含一个双相电流刺激芯片，该芯片采用高压金属氧化物互补半导体制造工艺制备。同时设计了一种细胞培养板，可在导电表面进行细胞培养并施加电刺激，电极以金镀层覆盖于硅片之上¹⁹。该装置用于刺激成骨细胞时，显示出增殖能力增强以及血管内皮生长因子的合成增加¹⁹，同时促进碱性磷酸酶活性、钙沉积和骨形态发生蛋白的产生²⁰。类似地，该装置也被用于刺激人骨髓间充质干细胞的增殖速率及其血管内皮生长因子的表达²¹。Nakasuji 等人设计的装置由连接至铂片的电压发生器组成，电极可测量24个不同位置的电势。该装置用于刺激软骨细胞，结果表明电场未改变细胞形态，但可提高细胞增殖和分子合成水平²²。Au 等人使用的装置由一个玻璃腔室构成，内含两根碳棒，并通过铂丝连接至心脏刺激器。该刺激器用于刺激心肌细胞和成纤维细胞，可改善细胞伸长及成纤维细胞的排列²³。

已基于亥姆霍兹线圈制造出多种用于刺激不同类型生物样本的磁场（MF）装置。例如，亥姆霍兹线圈已被用于促进软骨细胞的增殖和分子合成²⁴^,²⁵，增强关节软骨组织外植体的蛋白聚糖合成²⁶，改善成骨样细胞中与骨形成相关的基因上调²⁷，以及提高内皮细胞的增殖和分子表达²⁸。亥姆霍兹线圈通过两个前后相对的线圈产生磁场。为确保磁场均匀，线圈之间的距离必须等于线圈半径。使用亥姆霍兹线圈的缺点在于其尺寸，因为线圈必须足够大才能产生所需的磁场强度。此外，线圈之间的距离必须适当，以确保生物组织周围磁场的均匀分布。为避免亥姆霍兹线圈带来的问题，已有不同研究专注于螺线管线圈的制造。螺线管线圈基于一个缠绕铜线的管状结构以产生磁场。铜线的输入端可直接连接至电源插座或电源装置，以激励线圈并在螺线管中心产生磁场。线圈匝数越多，产生的磁场越强。磁场强度还取决于施加于线圈的电压和电流²⁹。螺线管线圈已被用于磁刺激多种不同类型的细胞，如HeLa、HEK293和MCF7³⁰，或间充质干细胞³¹。

不同作者所使用的装置均未考虑电极的适当尺寸或线圈的正确长度，因而无法在生物样本上均匀分布电场和磁场。此外，现有装置仅能产生固定的电压和频率，限制了其在特定生物组织刺激中的应用。因此，本方案中采用计算模拟方法，对电容系统和线圈进行仿真，以确保电场和磁场在生物样本上的均匀分布，避免边缘效应。同时，本文还展示了电子电路的设计可在线圈与电极之间产生可调的电压和频率，从而生成能够克服细胞培养板及空气阻抗所带来限制的电场和磁场。这些改进将有助于开发出可适用于任意生物组织刺激的非侵入性且具有适应性的生物反应器。

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方案

1. 电场和磁场的模拟

注意：电场和磁场的模拟在 COMSOL Multiphysics 中进行。

选择轴对称的二维构型来表示电场和磁场两个领域。
在物理场设置中，选择电流接口以计算平行电极间的电场，或选择磁场接口以计算线圈周围的磁场。
在研究设置中，选择频域以计算一个或多个频率下受简谐激励的线性或线性化模型的响应。
进入接口开始构建模型后，请根据所关注的模型类型执行以下步骤。
1. 构建电场模型
  1. 创建几何结构。在模型构建器中选择几何。然后，找到单位部分并选择mm。在几何工具栏中选择矩形，并在矩形窗口设置中的尺寸和形状框内输入各组件的尺寸。该几何结构由空气、两个平行电极、培养板、培养基以及生物样本组成，其中生物样本在此以透明质酸-明胶水凝胶支架表示（各元件尺寸见表1）。所有几何结构创建完成后，点击构建所有对象。
  2. 创建选择集。在定义工具栏中点击显式以创建金属域的选择集。选中代表电极的几何体。之后，右键点击显式 1进行重命名，在新标签文本框中输入金属。
    1. 另一方面，在定义工具栏中点击补集。在补集设置窗口中找到输入实体部分。然后，在待反转的选择下点击添加，并在添加对话框的选择列表中选中金属。随后，右键点击补集 1进行重命名，在新标签文本框中输入模型域。
  3. 创建边界。在定义工具栏中点击显式。接着，在设置窗口的显式部分找到输入实体，在几何实体层级列表中选择“边界”。在此选中代表底电极的所有边界。右键点击显式 2进行重命名，在新标签文本框中输入接地边界。重复此步骤，但选择代表上电极的所有边界。然后右键点击显式 3进行重命名，在新标签文本框中输入端口边界。
  4. 添加电流物理场。在模型构建器窗口中，展开组件 1后点击电流 (ec)。然后，在电流设置窗口中找到域选择部分，从选择列表中选择模型域。在物理场工具栏中点击边界并选择接地。接着，在接地设置窗口中找到边界选择部分，从选择列表中选择接地边界。
    1. 随后，在物理场工具栏中点击边界并选择端口。最后，在端口设置窗口中找到边界选择部分，从选择列表中选择端口边界；在此处找到端口部分，从端口列表中选择电压，并输入100 V。
  5. 添加材料。在主页工具栏中点击添加材料以打开添加材料窗口。搜索空气和不锈钢，并将其添加到模型构建器窗口中。然后，在主页工具栏中点击空白材料，为培养基、支架（水凝胶）和聚苯乙烯（培养板）添加三种新的空白材料。
  6. 选择一个空白材料以赋予其介电属性。在材料设置窗口的材料属性列表中，从基本属性选项列表中选择相对介电常数和电导率。培养基、水凝胶和培养板的介电属性见表2。对所有空白材料重复此操作。
  7. 将每种材料分配给先前构建的几何体。从模型构建器窗口中选择空气材料，然后在图形窗口中选择对应空气的域。对所有已创建的材料重复此步骤。确保每个域对应正确的材料。为确认所有材料均已正确分配，可依次点击模型构建器窗口中的每种材料，并观察图形窗口中对应域是否被高亮为蓝色。
  8. 构建网格。在模型构建器窗口中右键点击网格 1，选择自由三角形。再次右键选择尺寸。在网格设置窗口中，从序列类型列表中选择由用户控制的网格。然后，在模型构建器窗口中展开网格选项并点击尺寸。
  9. 在尺寸设置窗口中找到单元尺寸参数，输入最大单元尺寸为1 mm，最小单元尺寸为0.002 mm，最大单元增长率为1.1，曲率因子为0.2，窄区分辨率为1。然后，在模型构建器窗口中展开网格选项并点击自由三角形 1。在此选中所有需要划分网格的域。最后，在网格设置窗口中点击构建全部。
  10. 创建研究。在模型构建器窗口中点击研究 1。然后，在研究设置窗口中找到研究设置部分，取消勾选生成默认绘图复选框。在模型构建器窗口中展开研究 1节点，点击步骤 1：频域。最后，在频域设置窗口的研究设置部分，于频率文本框中输入60 kHz。
  11. 计算研究。在研究工具栏中点击显示默认求解器。然后，在模型构建器窗口中展开研究 1 求解器配置节点。在模型构建器窗口中展开解 1 (sol1)节点；接着，在稳态求解器设置窗口中点击稳态求解器 1，找到通用部分，在相对容差文本框中输入1e-6。最后，在研究工具栏中点击计算。
  12. 绘制结果。在主页工具栏中选择结果部分，添加2D 绘图组。然后，在模型构建器窗口中右键点击2D 绘图组 1，选择表面图。接着，在表面图设置窗口中找到数据部分，选择前驱体。之后，在表面图设置窗口中找到表达式部分；在此点击加号（+）以打开新窗口，并从选择列表中按以下路径查找（模型 - 组件 1 - 电流 - 电）。在此选择ec.normE - 电场范数。最后，点击表面图设置窗口中的图形以绘制结果。
2. 构建磁场模型
  1. 创建几何结构。在模型构建器中选择几何；然后，找到单位部分并选择mm。在几何工具栏中选择矩形，并在矩形窗口设置中的“尺寸和形状”框内输入各组件的尺寸。该几何结构由空气和铜组成（各元件尺寸见表1）。所有几何结构创建完成后，点击构建所有对象。
  2. 添加材料。在主页工具栏中点击添加材料以打开添加材料窗口。搜索空气和铜，并将其添加到模型构建器窗口中。铜的介电属性见表2。
  3. 创建边界。在模型构建器窗口中点击磁场。在此处，于磁场设置窗口中找到方程列表，从方程形式列表中选择频域方程。在频率列表中选择来自求解器。然后，在模型构建器窗口的磁场列表中找到安培定律。在输入模型列表中，于温度输入293.15[K]，于绝对压力输入1[atm]。接着，在安培定律设置窗口的材料类型列表中选择固体。确保电导率、相对介电常数和相对磁导率在列表中均设置为“来自材料”。
  4. 在模型构建器窗口的磁场列表中找到轴对称性。确保轴对称线在边界选择列表和图形窗口中均被高亮显示。然后，在模型构建器窗口的磁场列表中找到磁隔离。确保几何体的边界在边界选择列表和图形窗口中均被高亮显示。
  5. 在模型构建器窗口的磁场列表中找到初始值。选择先前构建的几何体，并将其包含在初始值设置窗口的域选择中。
  6. 引入线圈特征。在模型构建器窗口的磁场列表中找到多匝线圈。在此选择代表线圈的几何体，并将其包含在多匝线圈设置窗口的域选择中。
  7. 在多匝线圈设置窗口的多匝线圈列表中，找到线圈激励列表并选择电流；随后，在线圈电流列表中输入1[A]，匝数输入450，线圈电导率输入6e7[S/m]。
  8. 找到线圈导线横截面积，从列表中选择北美电缆直径（Brown & Sharpe），并在AWG选项中输入18。确保相对介电常数和相对磁导率在列表中均设置为“来自材料”。
  9. 构建网格。在网格设置窗口中，从序列类型列表中选择由物理场控制的网格。然后，在网格设置窗口中找到单元尺寸参数，选择“极细”。最后，选中所有需要划分网格的域，并在网格设置窗口中点击构建全部。
  10. 创建研究。在模型构建器窗口中点击研究 1。然后，在研究设置窗口中找到研究设置部分，取消勾选生成默认绘图复选框。在模型构建器窗口中展开研究 1节点，点击步骤 2：频域。最后，在频域设置窗口的研究设置部分，于频率文本框中输入60 Hz。
  11. 计算研究。在研究工具栏中点击显示默认求解器。然后，在模型构建器窗口中展开研究 1 求解器配置节点。在模型构建器窗口中展开解 1 (sol1)节点；接着，在稳态求解器设置窗口中点击稳态求解器 1，找到通用部分，在相对容差文本框中输入1e-6。最后，在研究工具栏中点击计算。
  12. 绘制结果。在主页工具栏中选择结果部分，添加2D 绘图组。然后，在模型构建器窗口中右键点击2D 绘图组 1，选择表面图。接着，在表面图设置窗口中找到数据部分，选择前驱体。
  13. 在表面图设置窗口中找到表达式部分。在此点击加号（+）以打开新窗口，并从选择列表中按以下路径查找（模型 - 组件 1 - 磁场 - 磁）。在此选择mf.normB - 磁通密度范数。最后，点击表面图设置窗口中的图形以绘制结果。

2. 电刺激与磁刺激装置的设计与制造

电刺激器设备
注意：该装置由基于文氏桥振荡器的电路和两个并联的不锈钢电极组成。该电路是一种相移型RC振荡器，采用正反馈和负反馈机制。文氏桥振荡器包含一个超前-滞后网络，通过桥臂的两个部分组合分压输入电压：一个电阻 R₅ 使用电容器 C₂ 串联，以及一个电阻器 R₆ 带有电容器 C₃ 并行地图1A）。这些组件可调节振荡器的频率。构建电刺激装置的步骤如下：
1. 使用共振频率公式（1）计算频率。
  
  何处 R = R₅ = R₆是电阻器和 C = C₂ = C₃ 是电容器。两者 R 和 C 被放置在电桥的两个臂中（图1A）。使用 R₅ = R₆ = 2.6 kΩ 和 C₂ = C₃ = 1 nF，以获得60 kHz的频率。若需要其他频率，可重新计算电阻和电容的数值。
2. 以一种使放大器的电压增益能够自动补偿输出信号幅度变化的方式设计电路。在 图1A 可以观察到电路的示意图，同时在 材料表 本节列出了用于构建电路的电子元件。
3. 计算电阻组合以生成四个输出电压。如图所示 图1A，使用组合电阻器 R₁₁, R₁₂, R₁₃ 和 R₁₄ （等效电阻为154 Ω）以产生50 Vp-p的电压；电阻器 R₁₇, R₁₈ 和 R₁₉ 串联（等效电阻为47.3 Ω）以获得100 Vp-p的电压；电阻器 R₉ 和 R₁₀ 串联（等效电阻为25.3 Ω）以产生150 Vp-p的电压；以及一组电阻组合 R₁₅ 和 R₁₆ （等效电阻为16.8 Ω）以获得200 Vp-p的电压。
4. 使用晶体管（TIP 31C）和铁氧体磁芯变压器实现信号放大级。采用环形铁氧体磁芯绕制AWG 24铜线，完成1:200的匝数比。使用两个电容器（C₄ 和 C₅) 在变压器前并联一个100 nF的电容以整流信号（图1A).
5. 使用第三方PCB制造服务制备印刷电路板。电路的原理图如下所示：图1使用防静电镊子将所有元件放置在PCB上。使用锡焊料和电烙铁焊接所有元件。
6. 制造一个带输入连接器的塑料外壳以保护电路。设置三个输入连接器为电路供电（12 V、-12 V 和接地）。使用两个输入连接器连接电极。内置三个开关，以切换电阻组合，从而获得四种输出电压。将电子电路组装入塑料外壳中图1B).
7. 制造两个平行的不锈钢电极（200 × 400 × 2 mm），并在每个电极的边缘焊接输入连接器。将电极置于聚四氟乙烯或丙烯酸支架上，以避免与培养箱的金属表面接触。图1C).
8. 使用高压灭菌器在394.15 K（121 °C）下灭菌30分钟以对电极进行灭菌，并使用紫外线照射过夜以对与培养箱接触的导线进行灭菌。
9. 测试电刺激装置。将电源串联调节，使地线与正负极之间输出电压分别为+12 V和-12 V。使用万用表验证电源的输出电压。将电源的各输出端正确连接至电刺激器的对应输入端（+12 V、-12 V和地线）。将每个电极正确连接至电刺激器的输入接口。由于使用交流电流，电极极性无需区分。将培养板置于两个电极之间，并用示波器检测输出信号。调节电刺激器的开关，以产生四种不同的输出电压（50、100、150和200 Vp-p）。
10. 安全建议。在将电极移入或移出培养箱时，为避免发生问题，应确保电缆无缠绕。在将电极从培养箱中取出之前，务必先将电缆与振荡器断开。切勿在没有丙烯酸或聚四氟乙烯支架的情况下放置电极。
磁刺激器设备
1. 使用公式（2）估算线圈内磁场均一性所需的匝数，该公式描述了螺线管线圈内部的磁场（MF）。
  $Magnetic field equation $B_{int}=\frac{\mu_o NI}{h}$, formula for electromagnetism studies.$
  其中 μ₀ 是真空的磁导率（4π×10^-7），N 为铜线的匝数，I 为电流，h 为螺线管线圈的长度，且应大于其直径。
2. 通过选择长度（h）为 250 mm、电流为 1 A 来确定匝数 B_int = 2 mT.
3. 制造线圈。使用一根长度为250 mm、直径为84 mm的聚氯乙烯（PVC）管，缠绕AWG 18铜线，共绕450匝。图2A尺寸的选择基于培养箱内的可用空间。
4. 制造细胞培养板支撑架。使用聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）制作支撑架，以确保直径为35 mm的培养板始终位于线圈中心位置，即磁场（MFs）均匀的区域。图 2A).
5. 制造一个变压器以增加电路的电流。构建一个输出为1 A - 6 V交流电的变压器，以达到最大2 mT的磁通密度（MF）。该变压器的输入电压为110 V交流电，频率60 Hz。这些参数对应于南美洲电源插座的输出电压和频率。
6. 连接电路。将变压器直接连接到电源插座。使用可变电阻器（变阻器）调节电流，以产生1至2 mT的磁场。连接保险丝以保护电路（图2B).
7. 使用紫外线照射过夜，对与培养箱接触的导线进行灭菌。用透明保鲜膜包裹线圈，并用乙醇对线圈进行消毒。
8. 测试磁力装置。使用特斯拉计测量线圈内部的磁场强度。将特斯拉计的探头置于线圈中心，以便同时测量磁场和电流。
9. 改变磁场强度。使用变阻器调节电路的电阻（图2B). 采用 0.7 Ω 的电阻值以产生 1 mT 的磁场强度。
10. 安全建议。在将螺线管移入或移出培养箱时，为避免发生问题，需确保电缆无缠绕。在将螺线管从培养箱中取出前，务必先将电缆与变压器断开。切勿在无聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）支撑的情况下放置螺线管。在移入或移出培养箱时，应牢固握住PMMA支撑底座及螺线管本体。

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结果

计算模拟
电场（EFs）和磁场（MFs）的分布如图3所示。一方面，可以观察到电容系统中电场的均匀分布（图3A）。通过绘制电场分布图，可详细观察生物样本内部电场的强度（图3B）。该模拟有助于参数化电极尺寸并指导其制造，以避免边缘效应。另一方面，可以观察到由螺线管线圈产生的磁场的均匀分布（图3C）。通过绘制磁场分布图，可详细观察线圈内部磁场的强度（图3D）。该模拟对于测量磁场保持一致的距离并设计聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）支撑结构至关重要。该支撑结构不仅确保线圈中心处磁场的均匀分布，也确保待刺激生物样本中的磁场均匀性。

电刺激器和磁刺激器产生的信号
电刺激器产生的输出信号如

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讨论

用于治疗影响人体组织不同病理状况的方法包括药物疗法³²或外科手术干预³³，旨在局部缓解疼痛或通过移植体或移植物替代受损组织。近年来，自体细胞治疗被提出作为一种治疗损伤组织的替代疗法，该方法从患者体内分离细胞，并通过体外技术进行扩增，随后将其植入损伤部位³⁴。鉴于自体细胞治疗已被证明对组织修复具有直接促进作用，研究人员已开发出多种策略以提高该技术的有效性。例如，生物物理刺激已被用作一种非侵入性替代疗法，用于刺激多种生物样本，通过促进细胞增殖和分子合成来调节细胞功能³⁵^,³⁶。在常用的生物物理刺激中，电刺激和磁疗已被广泛应用于刺激细胞、组织移植体及支架材料。已有证据表明，电刺激可减轻疼痛并加速多种组织的愈合过程³⁷。关于磁疗，已有研究报道该刺激可改善植入物与宿主组织的整合、加快愈合过程、局部缓解疼痛并增强瘢痕强度

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披露

作者声明不存在利益冲突。

致谢

作者感谢"Fondo Nacional de Financiamiento para la Ciencia, la Tecnología, y la Innovación -Fondo Francisco José de Caldas- Minciencias"以及哥伦比亚国立大学通过项目编号80740-290-2020提供的资金支持，同时感谢Valteam Tech - Research and Innovation 在视频编辑过程中提供的设备和技术支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名	公司	目录编号	评论
电刺激器
运算放大器	Motorola	LF-353N	---- 数量：1
电阻器	----	----	22 kΩ 数量：1
电阻器	----	----	10 kΩ 数量：3
电阻器	----	----	2.6 kΩ 数量：2
电阻器	----	----	2.2 kΩ 数量：1
电阻器	----	----	1 kΩ 数量：1
电阻器	----	----	220 Ω 数量：2
电阻器	----	----	22 Ω 数量：5
电阻器	----	----	10 Ω 数量：1
电阻器	----	----	6.8 Ω 数量：1
电阻器	----	----	3.3 Ω 数量：2
聚酯电容器	----	----	1 nF 数量：2
聚酯电容器	----	----	100 nF 数量：1
甚高频波段放大器场效应晶体管（JFET）	Toshiba	2SK161	---- 数量：1
功率双极结型晶体管（BJT）NPN	Mospec	TIP 31C	---- 数量：1
齐纳二极管	Microsemi	1N4148	---- 数量：1
开关	Toogle Switch	SPDT - T13	---- 数量：3
环形铁氧体磁芯	Caracol	----	T2214*8 数量：1
铜线	Greenshine	----	AWG – 24 数量：1
带母端外壳的Relimate接头	ADAFRUIT	----	8针连接器数量：1
带母端外壳的Relimate接头	ADAFRUIT	----	2针连接器数量：1
母插式端子连接器	JIALUN	----	4 mm灯笼插头（插头+插座）15 A 数量：1
铝制散热片	AWIND	----	适用于TIP 31C晶体管数量：1
发光二极管（LED）	CHANZON	----	5 mm红色数量：1
集成电路插座连接器	Te Electronics Co., Ltd.	----	双排8针DIP 数量：1
3针连接器套装	STAR	----	JST PH 2.0 数量：3
2针螺钉连接器	STAR	----	用于PCB 数量：1
3针螺钉连接器	STAR	----	用于PCB 数量：1
香蕉插孔测试导线	JIALUN	----	P1041 - 4 mm - 15 A 数量：7
子弹式连接器转香蕉插头充电导线	JIALUN	----	4 mm公对公/母对母适配器 - 15 A 数量：1
外壳	----	----	ABS 数量：1
电极	----	----	不锈钢–钢数量：2
电极支架	----	----	聚四氟乙烯（Teflon）数量：2
印刷电路板			数量：1
磁刺激器
铜线	Greenshine	----	AWG – 18 数量：1
交流电源插头	----	----	120 V AC – 60 Hz 数量：1
香蕉母插孔测试导线	JIALUN	----	1套双注塑 - 4 mm – 15 A 数量：2
香蕉公插孔测试导线	JIALUN	----	1套双注塑 - 4 mm 15 A 数量：1
细胞培养板支架	----	----	聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）数量：1
保险丝	Bussmann	2A	---- 数量：1
变压器	----	----	1A – 6 V AC 数量：1
管子	----	----	聚氯乙烯（PVC）数量：1
可变变阻器	MCP	BXS150	10 Ω 数量：1
通用设备
数字双电源	PeakTech	DG 1022Z	2 x 0 - 30 V / 0 - 5 A 恒流 / 5 V / 3 A 固定数量：1
数字示波器	Rigol	DS1104Z Plus	100 MHz带宽，4通道数量：1
数字万用表	Fluke	F179	直流/交流电压（1000 V），直流/交流电流（10 A），频率100 kHz– CA 10 A. 频率 100 kHz– CA 10 A. 频率 100 kHz 数量：1

参考文献

Balint, R., Cassidy, N. J., Cartmell, S. H. Electrical Stimulation: A Novel Tool for Tissue Engineering. Tissue Engineering Part B: Reviews. 19 (1), 48-57 (2013).
Ercan, B., Webster, T. J. The effect of biphasic electrical stimulation on osteoblast function at anodized nanotubular titanium surfaces. Biomaterials. 31 (13), 3684-3693 (2010).
Brighton, C., Wang, W., Clark, C. The effect of electrical fields on gene and protein expression in human osteoarthritic cartilage explants. The Journal of Bone and Joint Surgery-American. 90 (4), 833-848 (2008).
Baerov, R. M., Morega, A. M., Morega, M. Analysis of magnetotherapy effects for post-traumatic recovery of limb fractures. Revue Roumaine des Sciences Techniques- Série électrotechnique et énergétique. 65 (1-2), 145-150 (2020).
Escobar, J. F., et al. In Vitro Evaluation of the Effect of Stimulation with Magnetic Fields on Chondrocytes. Bioelectromagnetics. 41 (1), 41-51 (2019).
Brighton, C., Wang, W., Clark, C. Up-regulation of matrix in bovine articular cartilage explants by electric fields. Biochemical and Biophysical Research Communications. 342 (2), 556-561 (2006).
Xu, J., Wang, W., Clark, C., Brighton, C. Signal transduction in electrically stimulated articular chondrocytes involves translocation of extracellular calcium through voltage-gated channels. Osteoarthritis and Cartilage. 17 (3), 397-405 (2009).
Xia, Y., et al. Magnetic field and nano-scaffolds with stem cells to enhance bone regeneration. Biomaterials. 183, 151-170 (2018).
Richter, A., Bartoš, M., Ferková, Ž Physical Analysis of Pulse Low-Dynamic Magnetic Field Applied in Physiotherapy BT. World Congress on Medical Physics and Biomedical Engineering 2018. , 239-245 (2019).
Miyakoshi, J. Effects of static magnetic fields at the cellular level. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 87, 213-223 (2005).
Zhang, K., Guo, J., Ge, Z., Zhang, J. Nanosecond Pulsed Electric Fields (nsPEFs) Regulate Phenotypes of Chondrocytes through Wnt/β-catenin Signaling Pathway. Scientific Reports. 4 (5836), 1-8 (2014).
Brighton, C. T., Unger, A. S., Stambough, J. L. In vitro growth of bovine articular cartilage chondrocytes in various capacitively coupled electrical fields. Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 15-22 (1984).
Armstrong, P. F., Brighton, C., Star, A. M. Capacitively coupled electrical stimulation of bovine growth plate chondrocytes grown in pellet form. Journal of Orthopaedic Research. 6 (2), 265-271 (1988).
Brighton, C., Townsend, P. Increased cAMP production after short-term capacitively coupled stimulation in bovine growth plate chondrocytes. Journal of Orthopaedic Research. 6 (4), 552-558 (1988).
Brighton, C. T., Jensen, L., Pollack, S. R., Tolin, B. S., Clark, C. Proliferative and synthetic response of bovine growth plate chondrocytes to various capacitively coupled electrical fields. Journal of Orthopaedic Research. 7 (5), 759-765 (1989).
Brighton, C. T., Okereke, E., Pollack, S. R., Clark, C. In vitro bone-cell response to a capacitively coupled electrical field. The role of field strength, pulse pattern, and duty cycle. Clinical Orthopaedics and Related Research. 285, 255-262 (1992).
Wang, W., Wang, Z., Zhang, G., Clark, C., Brighton, C. T. Up-regulation of chondrocyte matrix genes and products by electric fields. Clinical Orthopaedics and Related Research. 427, 163-173 (2004).
Hartig, M., Joos, U., Wiesmann, H. P. Capacitively coupled electric fields accelerate proliferation of osteoblast-like primary cells and increase bone extracellular matrix formation in vitro. European Biophysics Journal. 29 (7), 499-506 (2000).
Kim, I. S., et al. Biphasic electric current stimulates proliferation and induces VEGF production in osteoblasts. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Cell Research. 1763 (9), 907-916 (2006).
Kim, I., et al. Novel Effect of Biphasic Electric Current on In Vitro Osteogenesis and Cytokine Production in Human Mesenchymal Stromal Cells. Tissue Engineering Part A. 15, 2411-2422 (2009).
Kim, I., et al. Novel action of biphasic electric current in vitro osteogenesis of human bone marrow mesenchymal stromal cells coupled with VEGF production. Bone. 43, 43-44 (2008).
Nakasuji, S., Morita, Y., Tanaka, K., Tanaka, T., Nakamachi, E. Effect of pulse electric field stimulation on chondrocytes. Asian Pacific Conference for Materials and Mechanics. 1, Yokohama, Japan. 13-16 (2009).
Au, H. T. H., Cheng, I., Chowdhury, M. F., Radisic, M. Interactive effects of surface topography and pulsatile electrical field stimulation on orientation and elongation of fibroblasts and cardiomyocytes. Biomaterials. 28 (29), 4277-4293 (2007).
Vanessa, N., et al. In vitro exposure of human chondrocytes to pulsed electromagnetic fields. European Journal of Histochemistry. 51 (3), 203-211 (2007).
Pezzetti, F., et al. Effects of pulsed electromagnetic fields on human chondrocytes: An in vitro study. Calcified Tissue International. 65 (5), 396-401 (1999).
De Mattei, M., et al. Effects of electromagnetic fields on proteoglycan metabolism of bovine articular cartilage explants. Connective Tissue Research. 44 (3-4), 154-159 (2003).
Sollazzo, V., Massari, L., Caruso, A., Mattei, M., Pezzetti, F. Effects of Low-Frequency Pulsed Electromagnetic Fields on Human Osteoblast-Like Cells In Wtro. Electromagnetobiology. 15, 75-83 (2009).
Martino, C. F., Perea, H., Hopfner, U., Ferguson, V. L., Wintermantel, E. Effects of weak static magnetic fields on endothelial cells. Bioelectromagnetics. 31 (4), 296-301 (2010).
Wada, K., et al. Design and implementation of multi-frequency magnetic field generator producing sinusoidal current waveform for biological researches. 2016 18th European Conference on Power Electronics and Applications (EPE'16 ECCE Europe). 2016, 1-8 (2016).
Cho, H., Kim, S., Kim, K. K., Kim, K., Kim, K. Pulsed Electromagnetic Fields Stimulate Cellular Proliferation in Different Types of Cells. IEEE Transactions on Magnetics. 52 (7), 1-4 (2016).
Yan, J., Dong, L., Zhang, B., Qi, N. Effects of extremely low-frequency magnetic field on growth and differentiation of human mesenchymal stem cells. Electromagnetic Biology and Medicine. 29 (4), 165-176 (2010).
Enoch, S., Grey, J. E., Harding, K. G. ABC of wound healing. Non-surgical and drug treatments. BMJ. 332 (7546), 900-903 (2006).
Bhosale, A. M., Richardson, J. B. Articular cartilage: Structure, injuries and review of management. British Medical Bulletin. 87 (1), 77-95 (2008).
Al Hamed, R., Bazarbachi, A. H., Malard, F., Harousseau, J. -L., Mohty, M. Current status of autologous stem cell transplantation for multiple myeloma. Blood Cancer Journal. 9 (4), 44(2019).
Massari, L., et al. Biophysical stimulation of bone and cartilage: state of the art and future perspectives. International Orthopaedics. 43 (3), 539-551 (2019).
Naskar, S., Kumaran, V., Basu, B. Reprogramming the Stem Cell Behavior by Shear Stress and Electric Field Stimulation: Lab-on-a-Chip Based Biomicrofluidics in Regenerative Medicine. Regenerative Engineering and Translational Medicine. 5 (2), 99-127 (2019).
Hunckler, J., de Mel, A. A current affair: electrotherapy in wound healing. Journal of Multidisciplinary Healthcare. 10, 179-194 (2017).
Henry, S. L., Concannon, M. J., Yee, G. J. The effect of magnetic fields on wound healing: experimental study and review of the literature. Eplasty. 8, 393-399 (2008).
Hiemer, B., et al. Effect of electric stimulation on human chondrocytes and mesenchymal stem cells under normoxia and hypoxia. Molecular Medicine Reports. 18 (2), 2133-2141 (2018).
Chao, P. H., et al. Chondrocyte translocation response to direct current electric fields. Journal of Biomechanical Engineering. 122 (3), 261-267 (2000).
Zhao, M., Bai, H., Wang, E., Forrester, J., McCaig, C. Electrical stimulation directly induces pre-angiogenic responses in vascular endothelial cells by signaling through VEGF receptors. Journal of Cell Science. 117 (3), 397-405 (2004).
Li, X., Kolega, J. Effects of direct current electric fields on cell migration and actin filament distribution in bovine vascular endothelial cells. Journal of Vascular Research. 39 (5), 391-404 (2002).
Singh, B., Dixit, A. Multistage amplifier and tuned amplifier. Analog Electronics. , Laxmi publications (P) LTD. Boston, MA. 87-131 (2007).
Esfandiari, E., et al. The effect of high frequency electric field on enhancement of chondrogenesis in human adipose-derived stem cells. Iranian Journal Basic Medical Sciences. 4 (3), 571-576 (2014).
Mardani, M., et al. Induction of chondrogenic differentiation of human adipose-derived stem cells by low frequency electric field. Advanced Biomedical Research. 5 (97), 1-7 (2016).
Karaman, O., Gümüşay, M., Demirci, E. A., Kaya, A. Comparative assessment of pulsed electromagnetic fields (PEMF) and pulsed radio frequency energy (PRFE) on an in vitro wound healing model. International Journal of Applied Electromagnetics and Mechanics. 57, 427-437 (2018).
Glinka, M., et al. Test chambers for cell culture in static magnetic field. Journal of Magnetism and Magnetic Materials. 331, 208-215 (2013).
Vacek, T. P., et al. Electrical stimulation of cardiomyocytes activates mitochondrial matrix metalloproteinase causing electrical remodeling. Biochemical and Biophysical Research Communications. 404 (3), 762-766 (2011).
Okutsu, S., et al. Electric Pulse Stimulation Induces NMDA Glutamate Receptor mRNA in NIH3T3 Mouse Fibroblasts. The Tohoku Journal of Experimental Medicine. 215 (2), 181-187 (2008).

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用于生物组织刺激的电场与磁场装置

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