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在猪模型中测量心输出量

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DOI：

10.3791/62333

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2021年5月11日

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1R Adams Cowley Shock Trauma Center, University of Maryland Medical System, 2Uniformed Services University of the Health Sciences

本文内容

摘要

热稀释法、压力-容积环导管和对比心室造影是实验室条件下在猪体内测定每搏输出量和心输出量等心脏生理参数的可靠且准确的方法。

摘要

由于猪的心脏生理特征与人类相似，它们常被用于医学研究。在此类研究中，测量每搏输出量和心输出量等心脏参数至关重要。根据可用的资源和专业技术，可采用对比左心室造影、热稀释法和压力-容积环（PV-loop）导管技术来准确获取心脏功能数据。在本研究中，五只约克夏猪接受了麻醉和气管插管。通过中心静脉和动脉通路置入必要的测量器械。将一个温度探头置于主动脉根部，向右心房注入冷盐水团注，记录温度变化曲线。通过对曲线下面积进行积分，可计算当前的心输出量。经皮将猪尾导管置入左心室，并在2秒内以高压注射30 mL含碘造影剂。将数字减影血管造影图像上传至容积分析软件，用于计算每搏输出量和心输出量。将压力-容积环导管置入左心室（LV），连续获取左心室的压力和容积数据，从而计算每搏输出量和心输出量。这三种方法之间的结果均表现出良好的相关性。其中，压力-容积环导管与热稀释法的相关性最佳，误差为3%，Pearson相关系数为0.99，95%可信区间（CI）为0.97至1.1（p=0.002）。压力-容积环导管与心室造影法相比也显示出良好相关性，误差为6%，Pearson相关系数为0.95，95%可信区间为0.96至1.1（p=0.01）。最后，热稀释法与心室造影法比较，误差为2%，相关系数r=0.95，95%可信区间为0.93至1.11（p=0.01）。综上所述，我们认为压力-容积环导管、对比左心室造影和热稀释法各有优势，具体选择取决于研究人员的需求。这三种方法在测量猪的每搏输出量和心输出量等心脏参数时均具有良好的可靠性和准确性。

引言

由于猪的生理特征与人类相似，它们常被用于出血控制和复苏研究。复苏研究的关键环节是持续监测心输出量，以评估机体对干预措施的生理反应。目前存在多种临床监测系统，例如肺动脉（PA）导管和基于脉搏轮廓分析的系统1。此外，超声心动图（echo）、计算机断层扫描（CT）和磁共振成像（MRI）均可用于获取血流动力学数据。通过获取舒张末期和收缩期的图像，可计算出该心动周期中射出的血容量。尽管这些技术属于微创手段，但仅能提供成像时刻的数据，无法实现连续监测2。同时，这些方法要么在很大程度上依赖操作者技术水平（如超声心动图），要么需要昂贵且复杂的设备（如CT和MRI）。鉴于不同实验室的能力和资源各不相同，因此在具体实验中可采用多种替代方法，以最优化地测量心输出量。

热稀释法是一种在临床环境中使用Swan-Ganz导管测量心输出量的常用方法3。该方法可在猪的实验条件下重现，以直接测量心输出量。如果具备现成的透视设备，也可采用对比心室造影术4。最后，压力-容积环导管提供了一种逐搏测量心室压力和容积的方法，能够生成更为精细的数据5。该方法利用电顺应性和Wei方程来测量心腔容积。与早期的基于导纳的导管相比，顺应性导管消除了血液与心肌之间的并行导纳现象，从而在无需反复校准的情况下获得更准确的测量结果6。

本研究旨在通过健康的猪模型，验证这三种方法在测量心脏每搏输出量和心输出量方面的相互准确性。最终，研究者可根据自身研究需求及可用资源，选择最适合其需要的方法。

方案

实验程序经马里兰大学巴尔的摩分校机构动物护理和使用委员会批准（批准号：0320017），并符合美国国立卫生研究院关于动物伦理研究的指南。研究纳入5只成年雄性约克夏猪，体重介于50至70 kg之间。本研究采用数字数据采集系统及配套软件，用于记录所有血流动力学和温度数据。在猪模型中测量心脏参数包括以下步骤：准备、热稀释法、心室造影、压力-容积环（PV-loop）导管插入，最后实施安乐死。所有5只动物均接受了三种心输出量测量方案。

1.  动物选择与饲养

  1. 使用体重为50-70 kg的雄性约克夏猪（Sus Scrofa）。
  2. 将动物饲养在面积至少为30平方英尺的笼具中，垫料使用高碳材料，如干草、稻草或松木屑。在手术前一晚单独饲养动物。
  3. 根据机构指南，为新到动物提供适应期。
    注意：大型哺乳动物的适应期通常为48-72小时7。
  4. 在实验前一晚之前，给予动物标准饮食，并自由饮水。
  5. 在手术前一晚禁食动物，以降低气管插管期间发生误吸的风险。
  6. 每周监测动物健康状况，检查皮肤是否有结痂、擦伤或 abrasions 等损伤迹象。确保呼吸功能正常（15-30次/分钟），行为正常且具有互动性。确保口腔黏膜呈粉红色、湿润且无分泌物。
    1. 定期称量动物体重，以确认其营养状况良好。如发现任何异常，应报告给兽医人员，并将该动物排除在实验方案之外。

2. 镇静与全身麻醉诱导

  1. 在动物饲养区域，通过耳后脂肪垫进行肌肉注射 Telazol（4-5 mg/kg）/ Xylazine（1.8-2.2 mg/kg）以使其镇静。
  2. 等待动物完全镇静，对刺激无反应或反应极微弱，以确保动物操作和转运过程的安全。
  3. 将动物从饲养区转运至操作室，并置于手术台上呈仰卧位。
  4. 将脉搏血氧仪探头置于动物耳部，并使用面罩连接机械呼吸机（100% 氧气）开始通气2确保口罩周围的橡胶垫圈与动物吻部之间密封良好。确认密封良好后，给予 3-4% 异氟烷，直至诱导全身麻醉且下颌松弛。
    注意：务必遵循机构关于吸入性挥发性麻醉剂使用的指导方针。通常情况下，操作室必须具备良好的通风条件，并应使用适当的废气清除/通风装置，以避免吸入暴露。
  5. 使用喉镜插入经口气管导管：关闭异氟烷挥发罐，取下鼻罩。由另一人协助打开动物口腔并固定下颌，操作者插入喉镜并将会厌前向推开，使其远离软腭。观察到声门后，将8-0气管导管经声门插入，深度至少5 cm。
  6. 用10 mL空气充胀气管插管的套囊，并使用脐带绳将气管插管固定在动物的吻部。通过观察胸部起伏和呼气末CO₂确认导管位置。2和/或胸部听诊。
  7. 将气管插管通过温湿交换器连接至麻醉机。
  8. 调整机械呼吸机参数，以提供设定的吸入氧浓度2 30% 的吸入氧浓度，潮气量为 7-10 mL/kg，呼吸频率为 10-16 次/分钟，以维持呼气末二氧化碳分压2 38-42 mmHg 的压力
  9. 使用1.5–3%异氟烷维持吸入麻醉。密切观察动物是否出现疼痛或不适表现，例如不自主运动或心动过速。根据情况调整异氟烷浓度，直至不自主运动消失或心动过速缓解。

3. 手术部位的消毒与准备

  1. 使用电动剃毛器剪除覆盖于经皮穿刺部位（双侧腹侧颈部）的毛发。
  2. 用聚维酮碘和异丙醇对所有经皮穿刺部位进行准备和消毒，并使其完全干燥。
  3. 在手术区域周围放置无菌铺巾，以维持无菌手术区域并防止污染。使用钉合器将铺巾固定到位。
  4. 使用胶带或绳索将动物的前肢和后肢固定于手术台上，以固定动物体位。将加热垫置于动物身下，并设置温度为 37 °C。
  5. 在体温探针尖端涂抹水性润滑剂，将探针插入直肠，以持续监测体温数据。
  6. 将心电图粘附电极贴于右侧和左侧胸壁外侧。将心电图导联连接至粘附电极，并将导联线连接至数据采集装置。
  7. 小心地将动物翻转至腹卧位，转移过程中需控制好气道管路和心电图导联线。

4. 颈外静脉插管

注意：在进行热稀释操作期间，需通过颈静脉通路插入右心房静脉导管。

  1. 使用超声（US）引导定位位于颈部外侧区域颈沟内的颈外静脉。以18 G穿刺针与皮肤呈45°角穿刺皮肤，并在超声引导下将针尖推进至静脉腔内。
  2. 通过穿刺针将0.035" Seldinger导丝送入静脉腔内，随后撤出穿刺针，保留导丝于静脉腔内。
  3. 使用#11刀片在导丝旁做一5 mm皮肤切口，沿导丝将带有扩张器的15 cm、7 Fr鞘管送入静脉。随后撤出导丝和扩张器，确保鞘管保留在原位。使用3-0丝线将鞘管缝合固定于皮肤上。
  4. 重复步骤4.1至4.3，对侧颈外静脉进行插管。

5. 颈动脉插管

注意：颈动脉插管用于在热稀释法、对比左心室造影以及压力-容积环导管插入过程中通向左心室和主动脉根部。

  1. 定位颈动脉 使用超声探头探查气管外侧的动脉。如有条件，应使用彩色多普勒成像确认搏动性血流。
  2. 以18 G针头与皮肤呈45°角穿刺皮肤，在超声引导下将其推进至动脉管腔内。送入一根0.035英寸导丝" 通过穿刺针将Seldinger导丝送入动脉管腔。撤出穿刺针，同时保持导丝位于动脉管腔内原位。
  3. 使用#11刀片手术刀在导丝旁做一处5 mm的皮肤切口，沿导丝将一根带扩张器的20 cm长、7 Fr鞘管插入动脉。使鞘管外露皮肤外5–10 cm。撤出导丝和扩张器，并确保鞘管保持在原位。用3-0丝线将鞘管缝合固定于皮肤以固定其位置。8.

6. 心输出量测量

注意：本研究中使用的5只动物均需依次进行以下所有操作。

  1. 热稀释法
    1. 通过颈动脉鞘插入T型热电偶探头，并在透视引导下将探头送入主动脉根部。
    2. 将探头连接至数据采集系统。采集数分钟数据以建立可靠的基线主动脉温度。当温度在2-3分钟的数据采集期间保持在中心值±1 °C范围内时，即可获得可靠的基线温度。
    3. 接下来，通过颈外静脉鞘插入一根5 Fr、110 cm的导管，并在透视引导下将导管送至右心房。
    4. 确认位置后，用力将20 mL、12 °C的生理盐水快速冲洗入导管中。
    5. 在数据采集软件上观察温度偏转曲线。选中该区域，并使用软件的心输出量功能计算心输出量（图1）。
    6. 根据需要重复此过程3-5次，以获得多次测量的平均值。
  2. 心室造影术
    1. 在便携式X线透视引导下，通过颈动脉鞘插入一根0.035"导丝并进入左心室。推进鞘管，使其尖端穿过主动脉瓣。取出0.035"导丝，再通过颈动脉鞘插入一根80 cm的标记猪尾导管，使猪尾端位于左心室心尖部。在保持猪尾导管位置不变的情况下，将鞘管回撤约5 cm，使鞘管不再位于左心室内。
      1. 确保室内所有人员均穿戴相当于0.5 mm铅当量的铅围裙。任何距离发射源1 m以内的人员均应佩戴铅眼镜。
      2. 尽量减少X线曝光时间，并确保发射源准直良好，以降低实验室人员的辐射暴露。
      3. 所有人员在能够完成操作的前提下，应尽可能远离发射源站立，以减少辐射暴露。
    2. 将导管连接至装有至少30 mL碘对比剂的高压注射器。记录动物当前的心率。
    3. 设置高压注射器以15 mL/s的速度注射对比剂，总量为30 mL，并启动设备待命。
    4. 将透视机设置为数字减影血管造影（DSA）模式，采集速度为30帧/秒，投照角度为30°左前斜位。
    5. 启动透视机的DSA功能，并等待图像完成减影。一旦减影图像出现，立即开始高压注射。具体操作为：当透视机完成图像中放射不透性物质的减影、仅显示左心室腔显影时，立即按下注射器按钮，以确保在整个图像序列中仅左心室腔显影（图2A）。
      注：若无法使用DSA，也可采用传统透视法进行心室造影。
    6. 将这些图像上传至图像存档与通信系统（PACS）。
    7. 将心室造影图像导入定量成像软件。
    8. 使用左心室分析功能，以猪尾导管上的1 cm标记作为参考，对软件进行图像校准。
    9. 点击舒张末期按钮，在DSA图像中查找显示左心室容积最大的帧，代表舒张末期。然后使用鼠标小幅度逐步描记左心室边界，以确保准确性。
    10. 接着点击收缩末期按钮，查找显示左心室容积最小的帧，代表收缩末期。同样以与前一步相同的方式描记左心室边界。
    11. 点击分析按钮。程序将采用Dodge-Sandler面积-长度法9进行定量容积分析，计算收缩末期容积、舒张末期容积以及每搏输出量。数据将输出至一份左心室分析报告中。
    12. 通过将测得的每搏输出量乘以先前记录的心率，计算心输出量。
  3. 压力-容积环导管
    1. 使用前将PV环导管预先浸泡于生理盐水中至少20分钟。将导管连接至数据采集系统。
    2. 将含有压力传感器的PV环导管尖端插入盛有生理盐水的注射器中，并将压力传感器保持在液面弯月面下方。使用导管模块上的粗调和微调按钮，调节输出压力信号，直至数据采集软件显示为0 mmHg。
    3. 根据制造商说明，校准PV环导管的血液电阻率和每搏输出量。
      注：制造商建议在大型动物模型中使用1.5 mΩ的血液电阻率和60 mL的每搏输出量。
    4. 与步骤6.2.1相同，通过颈动脉鞘插入一根0.035"导丝，并在透视引导下将其送入左心室。推进鞘管直至其穿过主动脉瓣。取出导丝，保留鞘管位置，然后在透视引导下通过颈动脉鞘插入PV环导管，直至猪尾部分位于左心室心尖部（图2B）。在保持猪尾导管位置不变的情况下，将鞘管回撤约5 cm，使其不再位于左心室内。
    5. 根据制造商说明，在开始数据采集前执行基线扫描：在数据采集界面中选择基线扫描选项，按下Enter键。系统将使用PV环导管进行基线扫描，以确认心率测量准确。再次按下Enter键，开始压力和容积数据采集。可通过滚动查看不同容积段，以获取最佳容积波形。
    6. 检查数据采集软件中输出的压力-容积曲线。确保PV环记录充分，其形态应为边缘光滑的矩形（图2C）。若不符合要求，可轻柔调整导管位置，通过旋转或前后移动导管，直至获得满意的环形曲线。通过将心率乘以舒张末期与收缩末期容积之差，计算每搏输出量和心输出量。
    7. 使用胶带或缝线将导管固定，以确保其在整个实验过程中保持适当位置。

7. 安乐死

  1. 使用安乐死方法处死动物 >经颈静脉鞘注射氯化钾 2 mEq/kg（50–70 mL，2 mEq/mL KCl）。
  2. 继续实施全身麻醉并进行心脏监测，直至心电图显示无心脏电活动且呼气末二氧化碳浓度降至零2 张力降至 0 mmHg。
    注意：实验全程保持血流动力学监测。

结果

猪的体重范围为51.4 kg至61.5 kg，平均体重为56.6 ± 3.6 kg。在全部五名受试对象中，通过压力-容积环（PV-loop）导管、心室造影和热稀释法测得的平均每搏输出量分别为58.0 ± 12.0 mL、57.6 ± 8.5 mL和53.0 ± 9.8 mL。通过PV-loop导管、心室造影和热稀释法测得的平均心输出量分别为5.0 ± 1.1 L/min、5.3 ± 1.2 L/min和5.2 ± 1.0 L/min（表1）。图3展示了三种方法各自测得的心输出量与另外两种方法之间的散点图。一致性直线表示若各测试间完全一致时所有数据点应分布的位置。三种方法的一致性直线均位于95%置信区间范围内。在测量心输出量时，PV-loop导管与热稀释法相比显示出最佳相关性，Pearson相关系数为r=0.99（图3A）。回归直线斜率为1.03，提示存在3%的误差，95%置信区间为0.97至1.1，p=0.002。如图3B所示，PV-loop导管与心室造影相比也表现出良好的相关性，Pearson相关系数为r=0.95。回归直线斜率为1.06，提示存在6%的误差，95%置信区间为0.96至1.1，p=0.01。最后，心室造影与热稀释法相比也显示出一致性，Pearson相关系数为r=0.93（图3C）。回归直线斜率为1.02，提示存在2%的误差，95%置信区间为0.93至1.1，p=0.01。

温度变化与时间关系图；热量释放分析；热力学实验数据。
图1：热稀释曲线示例。 单个代表性动物中的热稀释曲线示例，显示当注入冷生理盐水团时温度曲线的偏转。曲线下的面积用于计算心输出量。请点击此处查看该图的放大版本。

心脏导管造影图像 A、B 及压力-容积环图 C；心脏功能分析。
图 2：心室造影图与压力-容积环（PV 环）。（A）左心室造影图。（B）压力-容积环导管成功置于左心室心尖部。（C）高质量压力-容积环的示例。请点击此处查看该图的放大版本。

热稀释法与压力-容积环及心室造影图结果对比；方程与数据分析示意图
图3：心输出量测量值的线性回归分析。在五只不同动物中进行的心输出量测量值的线性回归分析，分别采用（A）压力-容积环导管与热稀释法，（B）压力-容积环导管与心室造影法，以及（C）热稀释法与心室造影法进行比较。一致性直线（红色）位于所有三种方法最佳拟合直线（黑色）的95%置信区间（虚线）之内。请点击此处查看该图的放大版本。

方法每搏输出量 (mL)心输出量 (L/min)
PV-loop58.0 ± 12.05.0 ± 1.1
对比左心室造影57.6 ± 8.55.3 ± 1.2
热稀释法53.0 ± 9.85.2 ± 1.0

表1：使用压力-容积环、对比左心室造影和热稀释法测得的心脏参数平均结果。

讨论

本研究详细阐述了三种准确测量猪心脏输出量的标准化方法。猪的心血管解剖结构和生理特征与人类相似，常被用作人类心脏生理的研究模型，特别是在外科和介入治疗技术的临床前评估中10. 这使得猪成为心血管生理学、病理学以及新兴生物技术研究中的主要模型动物11。为了评估这些研究概念，血流动力学监测必须成为猪模型中可及且可靠的工具。

由于长时间心室插管存在固有风险（如心律失常、血栓形成和心肌损伤），压力-容积环（PV-loop）导管在临床医学中并不常用。尽管如此，在心脏导管检查术中，此类导管仍偶尔被短期使用，以测量每搏输出量和每搏功。13然而，在健康的非终末期动物研究中，压力-容积环导管的优势和多功能性通常超过上述风险。其他临床工具包括肺动脉导管。然而，该技术假设右心输出量与左心输出量相等，并忽略了左右心室之间每搏输出量的逐搏差异。12本研究中描述的热稀释法通过同时测量心脏左右两个心室的热稀释，而非仅测量右心室，从而减轻了这些变异。14鉴于这些局限性，可采用对比脑室造影、压力-容积环导管或热稀释法在实验室内可靠地获取心脏功能数据。

在血管插管方面，本研究采用了塞丁格技术而非血管切开术。选择塞丁格技术的原因在于其能够以较低的技术要求快速建立血管通路，且并发症较少。相比之下，开放性血管解剖需要更高的操作技能，并具有更高的并发症风险，可能导致实验延迟甚至无法继续在动物身上进行15。此外，本研究采用颈动脉插管而非股动脉插管。这主要是因为颈动脉通路更易于接近心脏腔室，无需经过主动脉弓即可实现左心室（LV）插管。这些方案选择使得血管通路建立和血管内导管导航更加高效，从而在实验室的各种实验方案中展现出良好的通用性和操作便捷性。

本研究表明，在健康猪模型中，不同测量方法所获得的心脏参数之间具有良好的相关性，这些方法包括采用定量容积分析的对比左心室造影、热稀释法以及压力-容积环（PV-loop）导管法。当直接比较两种方法的测量数据时，同一性直线表示如果两种方法完全一致，所有测量值应落在该直线上16。PV-loop导管法、左心室造影法和热稀释法所得的测量结果均显示，同一性直线位于置信区间范围内，表明这三种方法相互比较时均具有准确的测量性能。

根据可用的资源和专业技术，可选择最佳方法。如果能够获得一系列测量探针和数据采集系统，可根据实验方案的需求选择使用压力-容积环（PV-loop）导管或热稀释法。PV-loop 导管可在整个实验过程中提供实时、连续的数据采集，并获得多种心脏参数，包括每搏输出量、射血分数、舒张末期容积、收缩末期容积以及每搏功。热稀释法可在需要时快速、简便地获取瞬时测量值，且无需进行心室插管。本研究中描述的方法还具有可测量心脏两个心室心输出量的优势。最后，若缺乏先进的测量工具，可采用对比心室造影结合容积分析软件的方法，该方法易于获取，且操作所需专业技术相对较少。

这些方法均存在若干局限性。首先，在获取测量数据时，每种方法都需要便捷可用的透视设备，以确认各种导管的位置。麻醉剂的选择也会影响心脏功能，但只要使用相同的麻醉剂，每种方法均可提供一致的测量结果。最后，本研究主要针对无心脏病理改变的健康动物。在不同慢性疾病状态下（如心力衰竭、瓣膜反流或心肌病），这些方法之间的一致性和准确性可能会出现差异。尽管如此，这三种方法为研究人员提供了灵活性，可根据特定实验选择最理想的方法，同时在健康猪标本的心脏功能测量中提供可靠且准确的结果。

披露

作者声明不存在利益冲突。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
0.9% 氯化钠注射液Hospira0409-4888-50
7 Fr 导引器套件TerumoRCFW-5.0-35
麻醉机DragerFabius Tiro
对比剂高压注射器GEHealthcareE8004N
X线透视机GEHealthcareOEC 9800
加热/冷却循环泵GaymarTp-700
异氟烷Baxter10019-360-40
Jackie 导管Terumo40-5023
欧乃派克（Omnipaque）GEHealthcare559289
PowerChartADinstrumentsML866/P软件
PowerLabADinstrumentsPL3516
PV环导管Transonic建议使用猪尾形头端，而非直头
PV环模块TransonicFFS-097-A004
外科缝合线，黑色编织丝线，3.0 规格Surgical Speciaties Corp.
热电偶探头ADinstrumentsMLT1401
超声探头PhilipsL12-4
不同规格的注射器
ViewPlusSanders Data Systems软件

参考文献

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