需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

利用人源间质促进转移的卵巢癌小鼠原位模型

2.9K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/62382

⸱

2021年3月23日

 ,  ,  ,  , 
1Division of Hematology/Oncology, Department of Medicine, Hillman Cancer Center, University of Pittsburgh, 2Division of Gynecologic Oncology, Department of Obstetrics, Gynecology, and Reproductive Sciences, Magee-Womens’ Hospital, University of Pittsburgh Medical Center

本文内容

摘要

将卵巢癌细胞与人类间质细胞混合后进行原位移植，可建立一种表现出快速、弥漫性转移行为的小鼠模型，该特征与人类卵巢癌相似。该模型还可用于研究肿瘤细胞与间质细胞之间的相互作用，以及它们在肿瘤进展和转移中的作用。

摘要

卵巢癌的特点是早期即发生弥漫性转移，70%的女性在确诊时已存在转移性疾病。尽管已有精巧的卵巢癌转基因小鼠模型，但这些小鼠成本高昂且成瘤时间长。腹腔注射异种移植模型缺乏人类间质成分，无法准确模拟卵巢癌的转移过程。即使是患者来源的异种移植模型（PDX），也无法完全重现人类间质微环境，因为连续传代的PDX模型显示出显著的人源间质丢失。因此，能够在生理相关间质微环境中便捷地模拟人类卵巢癌，仍是尚未满足的需求。本方案介绍了一种正位卵巢癌小鼠模型，该模型联合使用人类卵巢癌细胞与患者来源的癌相关间充质干细胞（CA-MSCs）。CA-MSCs 是间质前体细胞，可驱动间质微环境的形成，并支持卵巢癌的生长与转移。 该模型可重现临床上的早期弥漫性转移特征。在此模型中，将表达荧光素酶的卵巢癌细胞与 CA-MSCs 按 1:1 比例混合后，注射至 NSG 小鼠的卵巢囊中。通过活体生物发光成像对肿瘤生长和转移进行连续动态监测。结果显示，肿瘤生长迅速，并在注射后第14天即形成腹腔转移灶。小鼠出现显著的体重下降，提示系统性疾病的进展及肿瘤负荷增加。至注射后第30天，所有小鼠均达到实验终点标准，即>10% 的体重减轻，且尸检证实100%的小鼠存在腹腔内转移，60%-80%的小鼠出现肺部和肝实质转移。综上所述，卵巢癌细胞与间质细胞的正位移植可生成高度模拟人类卵巢癌早期弥漫性转移行为的肿瘤模型。此外，该模型为研究卵巢癌细胞与间质细胞相互作用在转移进展中的作用提供了有力工具。

引言

卵巢癌是一种致命性疾病，其5年生存率较低th 女性所有癌症中最高的死亡率1大多数卵巢癌女性患者在确诊时已处于晚期，70%的患者在诊断时已出现转移性扩散。早期转移和诊断时的晚期阶段等因素导致了该疾病较高的死亡率。此外，这些独特的疾病特征为建立卵巢癌小鼠模型带来了挑战，包括难以重现疾病向腹腔的快速迁移。2,3,4.

卵巢癌的发病机制，包括腹膜播散，依赖于支持性肿瘤微环境（TME）的形成，该微环境由多种组分构成5。卵巢癌TME中的一个关键组分是癌相关间充质干细胞（CA-MSC）。CA-MSC是一类间质前体细胞，可促进卵巢癌的起始、生长、化疗耐药及转移6,7。CA-MSC还通过促进肿瘤相关纤维化、诱导血管生成以及改变免疫微环境，驱动卵巢癌TME的形成6,8,9。鉴于CA-MSC在卵巢癌TME中具有重要功能，在生理相关的间质微环境中建立人卵巢癌模型，对于研究卵巢癌的进展和转移至关重要。

近年来，转基因小鼠模型在研究自发性卵巢癌转移方面受到关注。然而，转基因小鼠成本较高，且转移性疾病的形成过程耗时较长。尽管其他可用的小鼠模型（如腹腔内注射模型和患者来源的异种移植模型（PDX））具有相对较短的转移时间间隔，但由于缺乏相关的间质微环境，无法完全模拟卵巢癌的转移过程10,11,12。为了克服这一挑战，本研究提出了一种使用人卵巢癌细胞联合患者来源的癌相关间充质干细胞（CA-MSCs）的原位卵巢癌小鼠模型。在此模型中，将CA-MSCs与卵巢癌细胞联合使用，可在注射后30天内使100%的小鼠出现腹腔内转移灶，形成早期且弥散性转移的肿瘤。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

患者样本的获取遵循匹兹堡大学机构审查委员会（IRB）批准的方案（编号：PRO17080326）。动物实验方法遵循匹兹堡大学机构动物护理和使用委员会批准的方案进行。

1. 患者来源的癌相关间充质干细胞（CA-MSCs）的分离与鉴定

注意：CA-MSCs 来源于手术切除的人卵巢癌组织（本研究使用高级别浆液性癌），包括输卵管、卵巢和/或大网膜转移灶。CA-MSC 培养基由乳腺上皮细胞基础培养基（MEBM）配制而成，添加 10% 热灭活胎牛血清（FBS）、1× B27、20 ng/mL 表皮生长因子（EGF）、1 ng/mL 氢化可的松、5 µg/mL 胰岛素、100 µM β-巯基乙醇、10 ng/mL 碱性成纤维细胞生长因子（β-FGF）、1% 青霉素/链霉素和 20 µg/mL 庆大霉素7,13。

  1. CA-MSC 的分离
    1. 使用无菌手术刀和镊子将组织样本切成约 1 mm3 大小的组织块。将三块组织放入 6 孔细胞培养板的每个孔中。
      注意：0.2 g 肿瘤组织可切割为 12 块，并分配至 6 孔细胞培养板的四个孔中。
    2. 每孔加入约 1 mL 的 CA-MSC 培养基，形成薄层。将细胞培养板置于 37 °C、5% CO2 的加湿培养箱中。
    3. 24 小时后，小心吸除培养基，避免扰动组织块。每孔加入约 1 mL 新鲜培养基。用移液器缓慢加样，避免扰动组织附着。将细胞培养板放回 37 °C、5% CO2 的加湿培养箱中。
      注意：每天使用倒置显微镜观察组织，一旦在培养基中观察到死亡细胞，即按步骤 1.1.3 所述更换培养基。
    4. 7 天后，用无菌镊子取出组织块，用 PBS（不含 Ca2+/Mg2+，每孔 1 mL）清洗贴壁细胞一次。然后每孔加入新鲜 CA-MSC 培养基（2 mL），并将细胞培养板放回 37 °C、5% CO2 的加湿培养箱中。
  2. CA-MSC 的扩增
    1. 当 CA-MSC 开始从 6 孔板中的组织块生长时，每隔一天使用倒置显微镜观察细胞，以确保细胞正常增殖。当细胞达到 90% 汇合度时，进行以下步骤。
    2. 吸除细胞培养板中的培养基，每孔用 1–2 mL PBS（不含 Ca2+/Mg2+）清洗细胞一次。
    3. 每孔加入 300 µL 0.05% 胰蛋白酶/0.02% EDTA 溶液（胰蛋白酶/EDTA）。轻轻旋转培养板，使胰蛋白酶/EDTA 覆盖细胞，然后将培养板放回培养箱中孵育 2–3 分钟，或直至细胞脱落。
    4. 加入新鲜 CA-MSC 培养基以灭活胰蛋白酶（每孔 1 mL），重悬细胞。在 300 x g 条件下离心 5 分钟。弃去上清液，用生长培养基重悬细胞。将重悬的细胞转移至 25 cm2 培养瓶中，总体积为 5 mL 培养基。
      注意：从 6 孔细胞培养板的三个孔中收集的细胞可转移至一个 25 cm2 培养瓶中。由于这些细胞来源于手术切除的人体组织，应检测支原体污染（采用已建立的支原体检测方法，如 PCR）14,15。
    5. 当细胞达到 70%–80% 汇合度时，按照前述步骤 1.2.2–1.2.4，将细胞从 25 cm2 培养瓶转移至 75 cm2 培养瓶。每 5–7 天扩增一次细胞，以获得用于 CA-MSC 鉴定及原位接种实验所需的细胞数量。
      注意：由于 CA-MSC 为患者来源细胞，不同细胞系的细胞倍增时间存在差异。大多数 CA-MSC 需要 3–4 天倍增一次，但部分 CA-MSC 需要 5–7 天。CA-MSC 可传代 8–10 次。传代超过 10 次后，CA-MSC 可能发生衰老或分化。
  3. CA-MSC 的鉴定
    1. CA-MSC 表面标志物表达的鉴定：取 0.5 x 106 个 CA-MSC（约 75 cm2 培养瓶中 70% 汇合度）进行流式细胞术分析，以确认 CA-MSC 表达国际细胞治疗学会（ISCT）指南所定义的适当表面标志物，即 CD73/CD90/CD105 阳性，CD45/CD34/CD14 或 CD11b/CD79a 或 CD19/HLA-DR 阴性7,16。胰酶消化后，使用血细胞计数板结合台盼蓝染色排除死细胞，确认细胞数量。
      注意：若流式细胞术分析显示细胞纯度<90%，则需对 CA-MSC 群体进行分选。
    2. CA-MSC 分化能力的鉴定：为验证谱系分化能力，将 CA-MSC 以 5 x 104 个细胞/孔的密度接种于 6 孔板的一个孔中，加入 2 mL MSC 培养基（每种分化条件使用一个孔）。24 小时后，更换为相应的诱导分化培养基，以诱导脂肪细胞、软骨细胞或成骨细胞分化，方法如前所述7,16。
      注意：根据 ISCT 指南，MSC 必须在体外表现出至少两种谱系的分化能力（脂肪细胞、软骨细胞或成骨细胞）。
  4. 在计划进行小鼠注射的当天，按照步骤 1.2.2 和 1.2.4 收集细胞。使用血细胞计数板结合台盼蓝染色评估细胞活力并计数，然后将细胞重悬于 CA-MSC 培养基中，调整细胞密度至 1 x 108 个细胞/mL（每次注射含 0.5 x 106 个 CA-MSC）。将细胞悬液置于冰上保存。
    注意：通常，一个肿瘤样本（0.2 g 组织）至少可获得 1 x 107 个 CA-MSC。这使得单个患者来源的 CA-MSC 细胞系可用于大多数小鼠实验。可合并不同患者的 CA-MSC，但我们建议应来自相同的卵巢癌组织学亚型。大多数 CA-MSC 细胞系需要约 2 个月或 6–7 次传代才能达到 1 x 107 个细胞。CA-MSC 可使用标准细胞冻存液冷冻，并长期保存于液氮中以备后续使用。

2. 卵巢癌细胞的制备

  1. 在含有10%胎牛血清（FBS）和青霉素/链霉素（青霉素：100单位/毫升，链霉素：0.1毫克/毫升）的DMEM培养基中培养OVCAR3-Luc细胞。将细胞置于37 °C、5% CO2的加湿培养箱中培养。
  2. 在注射当天，按以下步骤收集OVCAR3-Luc细胞。
    1. 首先，吸除细胞培养瓶中的培养基，并用5–7 mL磷酸盐缓冲液（PBS）洗涤细胞一次（每75 cm2培养瓶使用，PBS中不含Ca2+/Mg2+）。吸除PBS后，加入胰蛋白酶/EDTA溶液（每75 cm2培养瓶加2 mL）。然后将细胞培养瓶放回培养箱中孵育3–5分钟，或直至细胞完全脱落。
    2. 在显微镜下观察，确认细胞已完全消化（确保所有细胞均已从培养瓶表面脱落）。为终止消化反应，向培养瓶中加入含新鲜血清的DMEM培养基（每75 cm2培养瓶加2–3 mL），并重悬细胞。使用移液器将细胞转移至15 mL锥形管中。
    3. 以300 × g离心5分钟。弃去上清液，用生长培养基重悬细胞。随后计数细胞，并将细胞重悬于生长培养基中，调整浓度至1 × 108 个细胞/毫升（每次注射含0.5 × 106个OVCAR3-Luc细胞）。将细胞悬液置于冰上保存。

3. 原位接种

  1. 细胞悬液的制备
    1. 将CA-MSCs与OVCAR-Luc细胞按1:1比例混合。
    2. 在冰浴中解冻冷冻的基底膜基质。然后，将步骤3.1.1中制备的细胞悬液以1:1的比例加入基底膜基质中（最终细胞浓度：每20 µL培养基-基底膜基质含1 × 106个细胞），并充分混匀。制备好的细胞悬液应置于冰浴中保存，直至使用。
      注：此处描述的CA-MSC与OVCAR-Luc细胞比例为1:1，该比例基于前述模型的既往经验。先前研究表明，当直接从患者组织中定量时，CA-MSCs与肿瘤细胞的比例通常为1:10。如下文所述，在本模型中，以1:1的CA-MSC与肿瘤细胞比例起始接种，在实验终点时，原发灶和转移灶处CA-MSC与肿瘤细胞的比例均接近1:10。
  2. 手术
    注：手术应在无菌条件下进行，并使用无菌外科器械。建议采用8周龄的雌性NSG小鼠建立该原位模型。
    1. 使用异氟烷（诱导浓度4%，维持浓度2%）和氧气（100%，流速0.5–1 L/min）通过吸入方式对小鼠进行麻醉。将小鼠置于术前鼻罩系统中。为在整个手术过程中持续给予麻醉（详见下文具体操作），将小鼠头部插入异氟烷挥发器鼻罩系统。
    2. 使用胰岛素注射器，皮下注射5 mg/kg的卡洛芬作为术前镇痛剂。
    3. 使用电动剪毛器，剃除小鼠左侧尾部肋缘至股骨之间的毛发区域。用聚维酮碘溶液和酒精棉片对该区域进行消毒。随后将小鼠转移至手术用鼻罩系统，并将异氟烷浓度调整为1.5%以维持麻醉状态。
    4. 在肋缘下方约2–3 cm处做一道1–2 cm长的横向皮肤切口。用镊子夹住壁层腹膜并提起（腹膜呈光泽状，可见脂肪组织沉积）。在壁层腹膜上做约1 cm切口，以打开腹腔。
    5. 进入腹膜腔后，观察围绕小鼠卵巢的脂肪组织团块（即卵巢囊）。使用弯头镊夹住并暴露卵巢囊。在牢固夹持卵巢的同时，将步骤3.1.2中制备的20 µL细胞悬液注射至囊内。
    6. 小心地将卵巢复位至腹腔内。使用带针的可吸收聚乙醇酸6-0缝线缝合壁层腹膜切口边缘。用伤口夹闭合皮肤切口。
    7. 将小鼠从鼻罩系统中取出，置于单独的清洁笼盒中，在保温灯下观察直至其恢复意识并能维持胸卧位，之后将其放回原笼盒。
    8. 术后每日观察小鼠3–7天。在小鼠笼盒中放置一杯卡洛芬凝胶以控制疼痛。术后7–10天拆除伤口夹。

4. 每周监测肿瘤生长和小鼠体重

  1. 活体成像系统（IVIS）：自原位接种后第一周开始，进行 体内 接下来的3至4周内每周进行成像。
    1. 将15 mg D-荧光素（萤火虫荧光素酶的底物）溶解于1 mL PBS中，通过0.22 µm滤膜过滤除菌，制备D-荧光素溶液。
    2. 按照制造商的说明操作 IVIS。点击 Living Image 软件 桌面图标。然后，在 IVIS 采集控制面板上选择 初始化此步骤可能需要10-15分钟。在此期间，准备小鼠以进行成像。
    3. 使用与IVIS连接的异氟烷麻醉舱对每只小鼠进行麻醉（2%–4%异氟烷，氧气流速为0.5–1 L/min）。使用胰岛素注射器通过腹腔注射D-荧光素（100 µL/10 g体重）。
    4. 将注射了荧光素酶底物的动物重新放回异氟烷麻醉室。
      注意：记录注射时间非常重要，以确保在整个研究过程中，荧光素注射与成像操作之间的时间保持一致。
    5. 将麻醉后的小鼠转移至成像室，并将成像系统调节至适当参数。随后在合适的时间采集图像。
    6. 保存图像后，将小鼠从成像室中取出，并放回各自的笼子中。
      ​注意：CA-MSCs 也可用荧光标记，以监测 CA-MSCs 与 OVCAR3-Luc 细胞的迁移/共转移情况 体内 使用IVIS上的荧光通道。

5. 评估 CA-MSC：肿瘤细胞转移灶

  1. 达到预设终点（体重增加）时 >20% 出现腹水，体重减轻 <10%，肿瘤溃疡，体能状态评分2分或以下17按照机构的动物福利标准对小鼠实施安乐死。
  2. 对每只小鼠单独进行解剖。使用18 G无菌针头经腹腔穿刺抽取腹水。随后暴露胸腔和腹腔。通过肉眼观察小鼠各器官的肿瘤累及情况，评估大体转移性病变程度18.
  3. 使用无菌手术刀切除肿瘤组织，并根据后续实验需求选择以下处理方式之一：i）用多聚甲醛固定，用于后续石蜡包埋；ii）速冻后包埋于OCT冷冻包埋介质中；iii）速冻保存，用于下游的DNA、RNA或蛋白质分析；iv）消化为单细胞悬液，用于流式细胞术或FACS分选。
    注意：在此模型中，CA-MSC 仍保持活性，可重新分离并用于后续实验。根据研究目的，可通过免疫组织化学方法、流式细胞术方法或对重新分离的细胞进行培养来研究 CA-MSC 与肿瘤细胞之间的相互作用。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

该方法通过将患者来源的间充质干细胞（CA-MSCs）与卵巢癌细胞共同注射到卵巢囊中，高度模拟了卵巢癌（特别是高级别浆液性癌）的支持性微环境。首先，CA-MSCs 从手术切除的、累及大网膜的人类高级别浆液性卵巢癌原发组织中分离获得（本实验中使用的所有 CA-MSCs 均来自同一位患者）。组织样本贴壁培养两周后，对 CA-MSCs 进行检测，确认其符合国际细胞治疗学会（ISCT）定义的间充质干细胞/多能间充质基质细胞标准。由于 CA-MSCs 为患者来源的原代细胞，不同细胞系之间在形态上可能存在轻微差异（图 1）。

在将OVCAR3-Luc肿瘤细胞与CA-MSCs以1:1比例混合后原位移植至NSG小鼠卵巢囊膜内，肿瘤形成率达100%。移植后第7天，通过活体生物发光成像系统（IVIS）确认肿瘤成功植入。此后每周进行IVIS成像，以记录肿瘤生长及转移情况。生物发光成像显示，随着时间推移，肿瘤持续进展性生长图 2A）。连续成像还显示，注射后第14天出现腹腔内转移灶，且随着实...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

尽管在临床和研究方面付出了巨大努力，但在卵巢癌的治疗和预防方面取得的进展仍然有限1。虽然已有多种小鼠模型被用于研究卵巢癌的发展和转移过程，但这些模型存在显著的局限性。特别是，以往的小鼠模型无法完全重现卵巢癌进展的自然病程，包括早期广泛性腹腔内转移这一标志性特征11,12。最近的研究表明，卵巢癌的间质微环境在疾病进展和转移中起着关键作用6，因此，构建一个能够在生理相关间质微环境中模拟卵巢癌的小鼠模型，将是一个极具优势的特性。

本研究建立了一种包含卵巢间质微环境的原位卵巢癌小鼠模型，该模型通过使用癌相关间充质干细胞（CA-MSCs）实现。实验结果表明，当将患者来源的CA-MSCs与卵巢癌细胞共同注射后，所形成肿瘤表现出侵袭性表型，表现为注射后14天内所有小鼠均出现早期且弥漫性的腹腔内转移。此外，在实验过程中，小鼠群体出现显著的总体重下降，至注射后第30天时体重减轻超过10%。...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明无竞争利益。

致谢

我们感谢妇科肿瘤生物样本计划-Promark在组织采集方面提供的帮助。LGC获得了Tina's Wish新星奖和玛丽凯基金会的资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
0.05% 胰蛋白酶/0.02% EDTASigmaSLCD2568
抗人CD105抗体BD Pharmingen560847
抗人CD73抗体BD Pharmingen555596
抗人CD90抗体BD Pharmingen561443
B27Gibco17504-044
β-FGFGibcoPHG0261
β-巯基乙醇MP Biomedicals194834
卡洛芬Henry Schein11695-6934-1
D-荧光素PerkinElmer122799
DMEMGibco11995-065
EGFGibcoPHG0311
庆大霉素Gibco15710072
热灭活胎牛血清Gibco16000069
胰岛素Gibco12585014
胰岛素注射器BD Pharmingen324704
活体成像系统 IVISPerkinElmerIVIS Lumina X5
MatrigelCorning354230
MEBM（乳腺上皮细胞基础培养基）ATCCPCS-600-030
支原体检测试剂盒ABmG238
NSG 小鼠The Jackson Laboratory5557
OVCAR3ATCCHTB-161
青霉素/链霉素Gibco15070063
聚乙醇酸缝合线ACE003-2480

参考文献

  1. American Cancer Society. K. S. f. O. C. American Cancer Society. , (2020).
  2. Konecny, G. E., et al. Prognostic and therapeutic relevance of molecular subtypes in high-grade serous ovarian cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (10), (2014).
  3. Verhaak, R. G., et al. Prognostically relevant gene signatures of high-grade serous ovarian carcinoma. The Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 517-525 (2013).
  4. Tothill, R. W., et al. Novel molecular subtypes of serous and endometrioid ovarian cancer linked to clinical outcome. Clinical Cancer Research: An Official Journal of the American Association for Cancer Research. 14 (16), 5198-5208 (2008).
  5. Ghoneum, A., Afify, H., Salih, Z., Kelly, M., Said, N. Role of tumor microenvironment in ovarian cancer pathobiology. Oncotarget. 9 (32), 22832-22849 (2018).
  6. Coffman, L. G., et al. Human carcinoma-associated mesenchymal stem cells promote ovarian cancer chemotherapy resistance via a BMP4/HH signaling loop. Oncotarget. 7 (6), 6916-6932 (2016).
  7. Coffman, L. G., et al. Ovarian carcinoma-associated mesenchymal stem cells arise from tissue-specific normal stroma. Stem Cells. 37 (2), 257-269 (2019).
  8. Spaeth, E. L., et al. Mesenchymal stem cell transition to tumor-associated fibroblasts contributes to fibrovascular network expansion and tumor progression. PLoS One. 4 (4), 4992(2009).
  9. Atiya, H., Frisbie, L., Pressimone, C., Coffman, L. Mesenchymal stem cells in the tumor microenvironment. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1234, 31-42 (2020).
  10. Magnotti, E., Marasco, W. A. The latest animal models of ovarian cancer for novel drug discovery. Expert Opinion on Drug Discovery. 13 (3), 249-257 (2018).
  11. Connolly, D. C., Hensley, H. H. Xenograft and transgenic mouse models of epithelial ovarian cancer and non-invasive imaging modalities to monitor ovarian tumor growth in situ: applications in evaluating novel therapeutic agents. Current Protocols in Pharmacology. 45 (1), 1-26 (2009).
  12. Sherman-Baust, C. A., et al. A genetically engineered ovarian cancer mouse model based on fallopian tube transformation mimics human high-grade serous carcinoma development. The Journal of Pathology. 233 (3), 228-237 (2014).
  13. McLean, K., et al. Human ovarian carcinoma-associated mesenchymal stem cells regulate cancer stem cells and tumorigenesis via altered BMP production. The Journal of Clinical Investigation. 121 (8), 3206-3219 (2011).
  14. Uphoff, C. C., Drexler, H. G. Comparative PCR analysis for detection of mycoplasma infections in continuous cell lines. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Animal. 38 (2), 79-85 (2002).
  15. Nikfarjam, L., Farzaneh, P. Prevention and detection of Mycoplasma contamination in cell culture. Cell Journal. 13 (4), 203-212 (2012).
  16. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  17. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: a rapid and accurate method for assessing health status in mice. Laboratory Animal Science. 49 (3), 319-323 (1999).
  18. Fan, H., et al. Epigenomic reprogramming toward mesenchymal-epithelial transition in ovarian-cancer-associated mesenchymal stem cells drives metastasis. Cell Reports. 33 (10), 108473(2020).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

NSG

本文已发表

视频即将推出

联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。