癫痫小鼠模型中热诱导惊厥的行为学筛选

摘要

该方法的目的是在小鼠模型中筛查高热或热诱导的癫痫发作。本方案描述了使用定制构建的实验舱，并通过持续监测体温，以确定体温升高是否会导致癫痫发作。

摘要

转基因小鼠模型已被证明是研究人类神经系统疾病（包括癫痫）各个方面的有力工具。SCN1A 相关的遗传性癫痫包含一系列具有不完全外显率和临床异质性的癫痫发作性疾病。SCN1A 基因突变可导致多种癫痫表型，范围从简单的、自限性的发热相关热性惊厥（FS），到中等程度的伴热性惊厥附加症遗传性癫痫（GEFS+），再到更严重的德拉韦综合征（DS）。尽管热性惊厥（FS）常见于6-7岁以下且无遗传性癫痫的儿童，但在GEFS+患者中，热性惊厥可持续至成年期。传统上，实验性热性惊厥是通过将小鼠暴露于干燥气流或加热灯下诱导的，而体温变化速率往往难以精确控制。本文介绍一种定制的加热舱，其前端为有机玻璃材质，内置数字温度控制器和带加热功能的电风扇，可将加热后的强制气流以受控温度方式送入实验区域。将小鼠置于舱内，并通过直肠探针监测体温，通过调节舱内温度，可重复地将小鼠体温升高至40–42 °C。在加热过程中持续进行视觉观察，可发现携带热性惊厥突变的小鼠在该体温下出现热诱导性癫痫发作，而野生型同窝小鼠在相同体温下则不出现行为性癫痫发作。实验结束后可迅速将动物移出加热舱并置于冷却垫上，使体温快速恢复正常。该方法为癫痫小鼠模型中热诱导性癫痫发作的发生提供了一种简单、快速且可重复的筛选方案。

引言

癫痫，美国第四大常见的神经系统疾病家族¹，其特征是中枢神经系统中兴奋性与抑制性驱动失衡，从而导致反复发作的癫痫。热性惊厥（febrile seizures, FS）或与发热相关的惊厥可发生于普通人群，最常见于3个月至6至7岁的儿童。然而，在某些携带基因突变（最常见为钠离子通道基因突变）的个体中，热性惊厥可能持续超过7岁，甚至延续至成年期。这一病症被称为热性惊厥附加症（febrile seizures plus, FS+）。基因组测序技术的快速发展已鉴定出人类钠离子通道基因中超过1,300种突变 SCN1A，使其成为癫痫突变的热点区域SCN1A 突变已被证实与多种癫痫发作性疾病相关，包括热性惊厥（FS）、伴热性惊厥的遗传性癫痫（GEFS+）以及Dravet综合征（DS）^2,3,4,5,6约20%的SCN1A错义突变导致GEFS+^5,7,8儿童期复杂性或长时间热性惊厥史可能随后发展为更严重的癫痫类型，如颞叶癫痫（TLE）。^9,10,11Dravet综合征由SCN1A基因的截短突变或功能丧失性突变引起，是一种严重的难治性癫痫，通常在儿童期出现发热性惊厥，并进展为耐药性惊厥，常伴有认知、发育和运动功能障碍^2,5,12由于许多患有GEFS+和/或DS的个体会出现热性惊厥，因此开发新型疗法以更有效地应对这些癫痫疾病显得尤为迫切。

SCN1A 相关癫痫的动物模型在表征不同类型的癫痫发作（热性发作与全面性发作）以及解析癫痫发作的神经元机制方面已被证明具有重要价值^{13,14,15,16,17,18}。尽管通过脑电图（EEG）/肌电图（EMG）记录啮齿类动物脑内自发性癫痫发作的研究已较为成熟，并且是一种非常有用的工具，但仅有少数研究尝试在小鼠模型中模拟热性癫痫发作^{14,16,19,20,21,22,23}。以往的研究曾采用加热的干热气流、配备温控系统的亚克力圆柱体，或在封闭测试区域中使用带温度控制器的加热灯^{9,16,21,22,23,24}，通过诱导高热来引发癫痫发作。为了在更可控的环境中升高体温，本文所述方案采用一种定制的温控加热舱，可实现小鼠体内体温升高速率的可重复性。该加热舱由木材制成（长 40 cm × 宽 34 cm × 高 31 cm），并配备带有 K 型热电偶的数字温度控制器。加热舱后板装有一个带加热器的小型轴流风扇，通过数字温度控制器调节，将热空气定向送入舱内。这种强制对流加热系统可控制舱内温度的上升速率。（图 1A、B）。位于木质加热舱内部的 K 型热电偶向数字温度控制器发送反馈信号，以在实验过程中维持舱内温度恒定。通过设定数字温度控制器的温度值，可使电风扇将加热后的强制气流经通风口送入舱内，从而实现舱体的均匀加热（图 1A）。加热舱前板为透明有机玻璃板，便于对实验过程进行视频记录。

选择成年（P30-P40）小鼠用于每次实验，这些小鼠携带导致GEFS+的SCN1A错义突变，为杂合子，同时选择同等数量的野生型同窝小鼠作为对照组。实验所用动物包括雄性和雌性，体重均不低于15 g，因为体重较轻的野生型小鼠相比同龄较重个体对热诱导癫痫发作更为敏感。在预实验中观察到，突变型和野生型小鼠均倾向于寻找并长时间停留在测试腔室后方较凉的角落。为避免这一行为干扰，通过在腔室右侧放置一块木块B（尺寸为20 cm × 8 cm × 7.2 cm），将热刺激腔室内有效活动区域缩小至长16.5 cm × 宽21.5 cm × 高27.5 cm（图1A）。热刺激腔室由厚度为1.9 cm的胶合板制成（长40 cm × 宽34 cm × 高31 cm），表面覆盖白色层压板，并配备带有K型热电偶的数字温度控制器。腔室壁的层压板表面不透水，可在每次实验间用70%乙醇擦拭轻松消毒。实验开始前，将热刺激腔室温度初始设定为50 °C，并预热至少1小时，以确保腔内温度均匀。每只小鼠均插入直肠温度计，以便在整个实验过程中持续监测其体温。每次仅将一只小鼠放入腔室，前1^st–10^th分钟维持温度在50 °C；随后在第11^th–20^th分钟升温至55 °C，最后在第21^st–30^th分钟进一步升温至60 °C。该程序可产生可重复的小鼠体温上升速率（图2A）。每次实验均进行录像，后续进行离线行为分析。

可通过调整加热程序来改变加热室的初始温度以及加热速率，从而改变实验过程中小鼠体温升高的速度。因此，与传统方法相比，该方法在建立热诱导癫痫发作相关的行为学筛选实验时具有更高的灵活性。热诱导癫痫发作方案还可用于筛选能够增强突变小鼠对热诱导癫痫发作抵抗力或提高癫痫发作观察阈值温度的抗癫痫药物。类似地，也可利用该方法比较正常饲料喂养与生酮饮食喂养的小鼠，以评估限制性饮食方案（如生酮饮食）对热诱导癫痫发作的有益影响。

图 1：定制小鼠加热舱的结构说明。（A）木制小鼠加热舱的前面板显示了侧面控制面板，其上设有电源开关（用于开启数字温度控制器）、K型热电偶、风扇加热器的开关以及加热指示灯。图中以厘米（cm）标示了箱体的外部尺寸和内部测试区域的尺寸。图中还显示了用于有效减小测试区域表面积的木块B。测试区域底部铺有玉米芯垫料，以防止小鼠直接接触加热的木质表面。（B）加热舱的后侧面板显示了安装在顶部通风口处的风扇以及为舱体供电的电源线。本图改编自 Das 等人，2021 年，eNeuro¹⁴ 中的图 3。请点击此处查看此图的放大版本。

方案

所有动物实验均按照加州大学欧文分校机构动物护理和使用委员会（IACUC）的指南进行。

1. 热诱导惊厥实验的准备工作

1. 打开热室上的电源开启按钮，然后按下加热开启按钮。
2. 使用数字温度控制器上的键盘，将热室的温度设置为 50 °C。
3. 在将第一只小鼠放入热室前，至少等待 1 小时，使热室在 50 °C 下充分预热。预热可确保热室内温度均匀。
4. 用玉米芯垫料铺满小鼠热室的底部。
5. 在热室前方安装一台视频记录摄像机，用于记录每次热诱导癫痫发作实验的过程。
6. 用多层厚纸巾铺满一个直径为 140 mm 的培养皿，并将其置于冰上，作为冷却垫。
   ​注意：实验结束后，将单只小鼠转移至预先冷却的垫子上，以帮助降低其升高的体温。

2. 准备用于热诱导惊厥实验的小鼠

1. 选取10只成年小鼠（P30-P40），其中5只携带致癫痫突变，另外5只为同窝的野生型小鼠，用于热诱导癫痫发作筛查实验。
   注意：不携带任何致癫痫突变的野生型小鼠在低于44 °C的温度下不会出现热诱导癫痫发作，因此作为对照组。
2. 称量每只用于筛查实验的小鼠，并记录其体重。仅使用体重在15 g或以上的小鼠进行实验。
3. 每次仅将一只小鼠放入小鼠加热舱中进行筛查。
4. 使用钟形罩底部滴加的少量异氟烷对小鼠进行短暂麻醉，持续10–15秒。
5. 将小鼠从钟形罩中取出，并放置在一张纸巾上。
6. 通过施加有害性足趾夹捏，确认小鼠已完全麻醉且无反应。
7. 在直肠温度探针的金属尖端涂抹润滑剂（如凡士林），并轻柔地将其插入小鼠体内，深度不超过2 cm。
8. 用胶带将直肠探针固定在小鼠尾巴上，以防止实验过程中探针脱落。
   注意：也可将小鼠放入小鼠固定锥形管中，插入直肠温度探针，并用胶带将其固定在尾巴上。
9. 确保直肠探针已连接至可显示小鼠体内温度的多用表。
10. 将小鼠放入一个铺有玉米芯垫料的新笼子中，即恢复笼。
11. 启动计时器，等待5分钟。在此期间观察小鼠，直至其完全从麻醉中恢复，表现为活动正常并开始理毛行为。
    1. 同时，持续监测小鼠的核心体温，直至其稳定在35–36 °C。
12. 5分钟结束时，记录小鼠的体温。此温度即为实验开始时（“0”分钟）的初始体温。
    注意：若小鼠的核心体温低于35 °C，需额外等待一段时间，使其从麻醉引起的低体温状态中恢复。
13. 迅速将单个小鼠转移至预热的小鼠加热舱中。此操作标志实验试验的开始。每次仅对一只小鼠进行筛查。

3. 热诱导癫痫发作检测

1. 将小鼠轻轻放置于预热的小鼠加热舱地板上后，关闭有机玻璃门，并启动摄像机以录制实验视频。
2. 启动秒表。在整个实验过程中，每隔1分钟记录一次直肠温度计测得的小鼠体温。
3. 按照固定时间间隔调节小鼠加热舱的温度，使小鼠体温以每分钟0.25–0.5 °C的速度上升。
   注意：体温快速升高可能导致热射病或死亡，应予以避免。
4. 按照本方案，每10分钟将小鼠加热舱的温度升高5 °C，如图2A所示。
5. 在第9.5分钟时，将加热舱温度设定为55 °C，以便在第10^分钟时使加热舱温度稳定在55 °C，如数字温度显示屏所示。
6. 同理，在第19.5分钟时将温度升至60 °C，以便在第20^分钟时使加热舱温度稳定在60 °C。每次惊厥筛查试验持续30分钟。
7. 若小鼠出现惊厥（发声、点头、前肢阵挛、后肢强直、侧倒或全身性强直-阵挛性惊厥），请记录以下信息：
   1. 使用直肠温度计记录小鼠惊厥期间的体温（惊厥阈值温度）。
   2. 记录小鼠表现出的惊厥行为特征，如点头、前肢阵挛、后肢伸展、侧倒和/或全身性强直-阵挛性惊厥（GTCS）。
8. 迅速但轻柔地将小鼠从加热舱中取出，并放置于步骤1.6中准备好的冷却垫上。
   注意：若小鼠出现Racine 5级惊厥并伴有不受控制的跳跃行为，可能难以将其从加热舱中取出并转移至外部冷却垫。然而，典型的热诱导惊厥持续时间为30至60秒。因此，应在热诱导惊厥发作开始后的60秒内将小鼠移出加热舱并置于冷却垫上。
9. 等待小鼠体温降至36–37 °C后，再将其转移至恢复笼中。每次仅将一只小鼠放入恢复笼。
   注意：切勿将尚未接受热诱导筛查的小鼠与已完成热诱导惊厥实验的小鼠混养。
10. 使用剪刀小心而轻柔地剪断小鼠尾部与直肠探针导线之间的胶带，以取下直肠探针。
11. 用70%酒精和柔软的擦拭纸清洁直肠探针的金属尖端，使其为下一次试验做好准备。
12. 将小鼠置于恢复笼中继续观察，直至其恢复正常的活动行为（如行走、理毛等），然后将其送回原饲养笼。至此，该小鼠的实验试验结束。
13. 记录实验后动物的状态：是否存活并从测试中恢复，或已死亡。高强度惊厥（如不受控制的跳跃和全身性强直-阵挛性惊厥）有时可能导致小鼠死亡。
14. 若小鼠在30分钟观察期内未出现热诱导惊厥，或其体温达到44 °C，则应立即将其从加热舱中移出，并置于冷却垫上，直至体温恢复至36–37 °C。
15. 将小鼠加热舱的温度重置为50 °C，并使其平衡，直至数字温控器显示温度稳定在50 °C。
16. 在每只小鼠实验结束后更换玉米芯垫料。
17. 按照第2节所述准备下一只小鼠进行筛查试验，并重复第3节中的步骤。

4. 处死动物

1. 尽管大多数动物在热诱导惊厥后能够恢复，但根据我们的经验，少数小鼠会在热诱导惊厥后的24–48小时内于饲养笼中发生癫痫猝死（Sudden Unexplained Death in EPilepsy, SUDEP）。在完成每只小鼠30分钟试验的热诱导惊厥筛查后，应依照机构IACUC指南对所有小鼠实施安乐死。

5. 分析热诱导癫痫发作数据

1. 完成对一组动物的筛查后，使用以下公式计算特定基因型小鼠中出现癫痫发作的百分比：
   
2. 通过计算特定基因型中所有出现热诱导癫痫发作的小鼠（在步骤3.7中记录）的癫痫发作阈值温度的平均值，估算该基因型小鼠的平均癫痫发作阈值温度。
3. 在对身份和基因型仍处于盲态的情况下，将每只小鼠在热诱导惊厥检测筛选期间的视频录像在计算机屏幕上回放，以评估惊厥发作的严重程度。
4. 使用改良Racine量表对表现出热诱导癫痫样行为的单个小鼠进行评分¹³ 如先前研究所述^13,14。参见 表1 详情请见。
5. 若小鼠在经历热诱导性癫痫发作时仅出现点头现象，则评分为2分。若小鼠的癫痫发作始于点头，同时还表现出前肢阵挛、倾倒和/或跳跃，则评分为5分。
6. 使用改良Racine评分标准记录每只小鼠的最高得分¹³ 如上所述。
7. 绘制给定基因型所有小鼠表现出的最大Racine评分的散点图。
8. 采用最大Racine评分在不同小鼠组间进行统计学比较，以评估行为性癫痫发作（如热诱导癫痫发作）的严重程度。
   注意：Racine评分有助于比较不同突变小鼠组或基因型之间的癫痫发作特征。预计野生型小鼠不会出现热诱导的癫痫发作，因此无需将其纳入Racine评分的比较分析。
9. 根据实验设计，进行适当的统计学分析，以确定野生型小鼠与突变型小鼠之间出现癫痫发作的小鼠百分比及其平均癫痫发作阈值温度的差异是否具有显著性。

拉辛评分	癫痫发作特征
0	无癫痫发作
1	口部和面部运动
2	点头动作
3	前肢阵挛，通常为单侧肢体
4	前肢阵挛伴直立
5	全身性强直-阵挛性发作，伴有直立、跳跃和跌倒

表1：Racine评分。

结果

携带热性惊厥突变的动物模型在体温升高时应出现热诱导惊厥，而野生型同窝小鼠在相同体温下则不会发生惊厥。SCN1A突变已被证实与热性惊厥相关，包括表现出热性和非热性全面性惊厥的K1270T GEFS+患者⁷。我们近期对一项研究中报道的CRISPR构建的SCN1A K1270T GEFS+突变小鼠¹⁴进行了热惊厥表型筛查，实验在两种遗传背景——抗惊厥的129X1/SvJ（129X1）和易感惊厥的C57BL/NJ（B6N）——下进行。年龄匹配的野生型同窝小鼠作为对照组，这些小鼠不携带任何GEFS+突变，因此预期不会出现热诱导惊厥。通过绘制实验过程中每分钟记录的小鼠平均体温，评估体温随时间的变化速率。在129X1和B6N两种遗传背景下，杂合突变小鼠与野生型同窝小鼠之间的体温变化速率无显著差异（图2B、C）。这表明K1270T GEFS+杂合突变小鼠的体温调节功能未发生改变。

来自129X1（n = 15）或B6N（n = 9）遗传背景的所有杂合突变小鼠均表现出热诱导性癫痫发作（图2D）。在129X1富集背景下的野生型小鼠（n = 13）中，均未观察到热诱导性癫痫发作（图2D）。相比之下，在癫痫易感的B6N背景中，被检测的小鼠中有三分之一（n = 3/9）表现出热诱导性癫痫发作。统计学比较显示，在129X1和B6N两种遗传背景下，表现出热诱导性癫痫发作的杂合突变小鼠比例均显著高于相应的野生型对照小鼠（图2D，Fisher精确检验，129X1 p < 0.0001；B6NJ p = 0.009）。129X1与B6N遗传背景下的杂合突变小鼠之间的平均癫痫发作阈值温度相似。129X1突变小鼠的平均癫痫发作阈值温度为42.6 ± 0.20 °C，与B6N小鼠的平均癫痫发作阈值温度42.7 ± 0.06 °C相比，差异无统计学意义（图2E；双尾非配对Student's t-检验，p = 0.782）。值得注意的是，3只发生热诱导性癫痫发作的B6N野生型小鼠的平均癫痫发作阈值温度为43.7 ± 0.08 °C，显著高于B6N杂合突变小鼠的平均癫痫发作阈值温度42.7 ± 0.06 °C（图2E，双尾非配对Student's t-检验，p < 0.0001）。

该装置的亚克力前壁可实现检测过程中持续的视频记录，之后可依据此前描述的改良Racine评分标准对每只小鼠的癫痫发作严重程度进行评分^14,20。在典型的检测过程中，杂合突变小鼠在体温达到约42 °C时，会表现出由热诱发的癫痫发作，伴随发声和/或点头（Racine评分2分），并迅速进展为前肢阵挛、侧倒、跳跃、后肢强直和/或全身性强直-阵挛性癫痫发作（Racine评分3–5分）。最高Racine评分代表突变小鼠中出现的最严重的热诱发癫痫行为。在129X1遗传背景富集的小鼠（n = 15）中，杂合突变小鼠的最高Racine评分与在B6N遗传背景中的杂合突变小鼠（n = 9）相比无显著差异（图2F；Mann-Whitney检验，p > 0.9999）。这表明K1270T GEFS+突变小鼠的热诱发癫痫行为特征不受品系背景影响。

综上所述，实验数据表明，所有突变小鼠均表现出热诱导性癫痫发作，其发作频率、惊厥阈值温度及行为学惊厥严重程度相似，且不受品系影响。大多数野生型同窝小鼠在44 °C及以下温度均未出现此类惊厥。然而，在癫痫易感的B6N遗传背景下，约三分之一的野生型对照小鼠确实出现了热诱导性惊厥（可能与遗传背景效应有关），但其惊厥阈值温度显著高于相同背景下的突变小鼠。这些结果提示，携带SCN1A GEFS+突变的B6N遗传背景突变小鼠因该突变的存在，对热诱导性惊厥更为敏感，其发作的温度阈值更低。因此，利用本实验方案，可对癫痫突变小鼠的热诱导性惊厥进行评估，并将其与野生型同窝小鼠区分开来——后者或完全不发生热诱导性惊厥，或仅在显著更高的温度下出现热性惊厥。

图 2：突变小鼠表现出热诱导癫痫发作。（A）小鼠热诱导癫痫发作行为筛查的加热方案。（B-C）在两种遗传背景129X1和B6N中，野生型（Scn1a^+/+ —黑色三角形）和杂合突变型（Scn1a^KT/+ —橙色圆形）小鼠随时间变化的平均体温。（D）在两种遗传背景下出现热诱导癫痫发作的小鼠百分比。野生型（Scn1a^+/+）和杂合型（Scn1a^KT/+）小鼠分别以黑色柱和橙色柱表示。129X1和B6N遗传背景下的杂合突变体分别以实心橙色柱和带黑色条纹的橙色柱表示。（E）两种品系中野生型（Scn1a^+/+）和杂合突变型（Scn1a^KT/+）小鼠发生热诱导癫痫发作的体温阈值。（F）两种遗传背景下杂合型（Scn1a^KT/+）小鼠热诱导癫痫发作的最大Racine评分的散点分布图。每个点代表单只小鼠的最大Racine评分。每种基因型的动物数量在括号内标出。B-F图中数据表示为均值 ± 标准误（S.E.M.）。本图改编自Das等，2021年，eNeuro¹⁴中的图 3。请点击此处查看该图的放大版本。

讨论

我们描述了一种简单且有效的方案，用于检测小鼠在高温诱导下是否发生惊厥，该行为表型相当于人类患者中的热性惊厥。该检测评估多个参数—— 包括出现惊厥的小鼠百分比、惊厥阈值以及在Racine量表上的惊厥严重程度，以比较对照组和实验组小鼠对体温升高的敏感性差异。

该方案中的一个关键步骤是在持续监测小鼠体温的同时，逐步升高实验舱内的温度。必须确保小鼠在检测过程中所达到的最高体温不超过44 °C，因为野生型动物在体温>44 °C时可能发生热诱导性癫痫发作。预先使用全身麻醉剂或镇痛药可能会降低动物的核心体温或干扰体温调节功能，从而影响癫痫发作阈值温度数据的准确性。因此，在此筛选方案中，小鼠在30分钟的试验窗口期内不得接受这些药物处理。所有操作必须 经由机构动物护理与使用委员会（IACUC）批准。为确保在检测过程中持续监测小鼠的核心体温，应将直肠温度探头牢固地用胶带固定在小鼠尾部。如果在检测过程中发现，即使已升高小鼠实验舱的温度，小鼠体温仍长时间保持不变，需确认直肠温度探头是否已脱出或在尾部固定不牢。

小鼠模型的遗传背景可影响其对 SCN1A 突变及药物诱导癫痫发作的敏感性^18,25,26,27如上文结果所述，小鼠的遗传背景可能影响其对热诱导惊厥的易感性。 Scn1a K1270T GEFS+ 突变小鼠在两种遗传背景下进行了测试——129X1 和 B6NJ，发现在对癫痫敏感的 B6NJ 背景中，一小部分野生型小鼠（33%）也出现热诱导癫痫发作。然而，与杂合突变体相比 Scn1a^KT/+ 小鼠中，B6NJ野生型小鼠出现热诱导性惊厥的温度阈值显著更高。这证实了该基因突变（Scn1a 通过CRISPR基因敲入引入的K1270T突变使突变小鼠对高热诱导的癫痫发作更加易感。

采用本实验方案具有多项优势，总结如下。首先，与使用干燥气流或加热灯的方法不同，在密闭空间内采用温度可控的强制气流系统，可使实验人员更精确地控制测试环境的升温速率。本加热方案中的各步骤可灵活调整，例如升高或降低起始温度、改变每一步的持续时间等，从而适用于对年龄较大、体重较重的小鼠，或大鼠等体型更大的啮齿类动物进行筛选。其次，通过连接直肠探头对小鼠体温进行持续监测，可在整个实验过程中获取每只小鼠体温变化速率的宝贵数据。这使得实验人员能够密切观察小鼠体温变化速率是否超过0.25–0.5 °C/min（该速率可能对动物造成应激），从而在将本方案应用于其他测试环境时进行优化。重要的是，不同小鼠组别在不同时间点的体温变化速率可反映其体温调节能力，有助于判断引起热性惊厥的基因突变是否同时影响小鼠的体温调节功能。第三，持续的体温监测确保了本方案所测得的惊厥阈值温度具有高度准确性，因为该温度值是在小鼠首次出现惊厥时同步记录的。若未对动物体温进行持续监测，或在将动物移出测试环境后再测量惊厥阈值温度，则由于惊厥后操作小鼠所需的时间，可能导致惊厥阈值数据出现波动。最后，本方法避免了通过注射病原体等侵入性手段在小鼠体内诱导发热，从而模拟人类患者热性惊厥的需要。

该方案的一个局限性在于，难以对幼年小鼠（年龄小于P30）进行热诱导癫痫发作的筛选。本方案的建立旨在检测成年小鼠（P30-P40及以上）对热或高热诱导癫痫发作的敏感性。根据我们的经验，年轻的野生型小鼠，尤其是体重低于15 g者，更易发生热诱导癫痫发作，这可能与体温调节机制尚未发育完全、生理性的热应激或两者共同作用有关。因此，使用本方案对幼年小鼠进行热诱导癫痫发作筛选并不理想。

未来的研究可通过在小鼠经历热诱导癫痫发作的同时进行脑电图（EEG）监测，揭示热诱导癫痫发作的EEG癫痫模式，类似于之前的一项研究¹⁹。在获取脑组织后，结合光遗传学方法和基于免疫组织化学的研究，可追踪小鼠大脑特定区域的神经元活动。此外，可通过让生酮饮食喂养的小鼠与普通饲料喂养的小鼠接受热诱导癫痫发作实验方案，评估限制性饮食（如生酮饮食）在减少热性惊厥方面的效果。类似地，可建立癫痫药物筛选范式，通过比较药物喂养或药物处理小鼠与对照溶剂喂养或对照小鼠在热诱导癫痫发作中的表现，测试并鉴定能够改善或抑制此类癫痫发作的候选抗癫痫药物。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
轴流风扇	Farnam	AF20-200-120-xx10-3.1	Farnam 定制产品 - 带风扇的轴流风扇加热器
数字温度控制器	Inkbird	ITC-100RH	配备 K 型热电偶的 Inkbird 数字 PID 温度控制器 ITC-100RH
小鼠直肠温度探头	ThermoWorks, Braintree Scientific, Inc	RET-3	带温度计的小鼠直肠温度探头