一种改良的简易小鼠心肌梗死诱导方法

摘要

在充分麻醉的条件下，通过肋间切口将小鼠心脏外置，并使用大多数实验室 readily available 的材料结扎左前降支动脉（LAD），成功诱导心肌梗死。

摘要

心肌梗死（MI）是导致死亡的主要原因之一。MI 模型被广泛用于研究 MI 后心室重构的病理机制以及评估新型治疗方法。已有多种方法（如异丙肾上腺素处理、冷冻损伤、冠状动脉结扎等）用于诱导 MI。与异丙肾上腺素处理和冷冻损伤相比，冠状动脉结扎可能更真实地反映 MI 后的缺血反应及慢性重构过程。然而，传统的小鼠冠状动脉结扎方法在技术上具有较高难度。本研究介绍了一种使用常规易得材料即可实现的小鼠 MI 诱导的简便高效方法。在稳定麻醉下切开小鼠胸部皮肤，钝性分离胸大肌和胸小肌后，经肋间迅速将心脏暴露。在左前降支（LAD）起始部远端 3 mm 处，使用 6-0 缝线进行结扎。LAD 结扎后，通过 2,3,5-三苯基氯化四氮唑（TTC）染色显示 MI 成功诱导，并可观察到 MI 后瘢痕大小的时间依赖性变化。同时，生存分析结果显示 MI 后 7 天内出现明显死亡率，主要原因为心脏破裂。此外，MI 后超声心动图评估证实了收缩功能障碍和心室重构的成功建立。一旦掌握该技术，可在 2–3 分钟内使用常规材料完成小鼠 MI 模型的建立。

引言

心肌梗死（MI）是全球范围内导致死亡和残疾的主要原因之一^1,2,3,4,5。尽管已及时进行再灌注治疗，目前仍缺乏有效疗法来干预MI后的心脏重构。因此，研究人员在心肌梗死的机制探索和治疗策略开发方面做出了大量努力^6,7,8。值得注意的是，建立心肌梗死模型是实现这些目标的前提条件。

已提出多种方法（如异丙肾上腺素处理、冷冻损伤、冠状动脉结扎等）用于在小型动物中建立心肌梗死（MI）模型。异丙肾上腺素处理是一种诱导心肌梗死的简单方法，但无法特异性诱导目标区域的梗死。⁹. 冷冻损伤导致心肌坏死 通过 冰晶的形成及细胞膜的破坏，而非直接缺血¹⁰相比之下，冠状动脉结扎能够精确控制阻塞部位和梗死范围，并能真实再现梗死后的心肌重构反应^11,12冠状动脉结扎通常在气管插管、机械通气和开胸术后进行，技术上具有挑战性^13,14已有数种改良的冠状动脉结扎方案（例如无需通气的方案）被报道并增强了心肌梗死的诱导效果，但缺乏详细的可视化演示^15,16,17这些问题为希望开展基于心肌梗死（MI）模型研究的科研团队带来了重大的经济和技术障碍。本报告介绍了一种在小鼠中诱导心肌梗死的方法。该方法操作简便、节省时间，且仅需使用大多数实验室中常见的手术工具和设备。

方案

涉及动物实验的研究均获得上海交通大学医学院仁济医院实验动物福利伦理委员会（R52021-0506）的全部必要批准。实验中使用了8至10周龄的雌性和雄性C57BL/6J小鼠。

1. 简化麻醉设备的准备（可选）

注意：此为可选的术前准备步骤，可用第2节中提到的可滴定麻醉替代。在动物实验中采用此方案前，应咨询机构动物伦理委员会及兽医。

1. 取一个15 mL离心管，在距管口约3 cm处沿垂直于管长轴的方向进行切割。
   注意：切口长度应大于管腔圆周的一半，以确保阀门能够顺利插入。
2. 在离心管管壁上、切口与管口之间的区域钻孔（直径为2 mm）。
3. 从塑料片上裁剪出适当尺寸的阀门，并将其插入管壁的切口中。
   注意：通过调节阀门插入的深度，可控制异氟烷的释放速率。
4. 在通风橱内，将管子底部剪开，并连接至氧气供应装置。在管子底端附近放置一小团棉球，将0.5 mL异氟烷（按原样使用，参见材料表）滴加到棉球上，然后关闭阀门。
5. 使用上述方法制备的管子对小鼠进行麻醉，测试麻醉效果。通过脚趾夹捏反应监测呼吸频率和麻醉深度。
   ​注意：若呼吸频率低于每10秒10次，提示麻醉过深，应调整阀门插入深度。 所有涉及麻醉的操作均必须使用装有活性炭片的气体过滤器（图1A-i），且手术应在通风橱内进行。

2. 手术准备与麻醉

1. 手术当天准备并灭菌所有所需器械，包括一对镊子、微型蚊式止血钳、一把手术剪、两把持针器、4-0 丝线手术缝合线、6-0 丝线手术缝合线、气体滤器和光源（见材料表）（图1A）。
2. 佩戴外科口罩和无菌手套。
3. 将脱毛膏涂抹于小鼠胸部，静置1分钟。用湿纱布轻轻擦去脱毛膏及毛发。
4. 脱毛后用惯用手固定小鼠。 通过吸入异氟烷蒸气（4%）并供氧（1 L/min）进行麻醉诱导，并以2–3%异氟烷维持麻醉。
5. 通过夹捏足趾无反应确认麻醉深度充分。
6. 在双眼涂抹无菌眼膏，防止角膜干燥。
7. 将小鼠仰卧位固定于手术平台。用聚维酮碘棉签（见材料表）对胸部消毒三次，并用无菌洞巾覆盖已消毒区域。

3. 心肌梗死的诱导

1. 更换受污染的手套以确保无菌。
2. 在使用利多卡因进行局部阻滞后，沿剑突与腋窝连线做0.5 cm的皮肤切口。
3. 使用镊子和微型蚊式止血钳钝性分离胸大肌与胸小肌，暴露第四肋间间隙。
4. 使用微型蚊式止血钳打开第四肋间间隙。
5. 用左手食指将心脏推向第四肋间间隙，使心脏外置。
6. 用左手固定心脏，并在距左前降支起始处3 mm处用6-0缝线结扎该分支。
7. 迅速将心脏放回胸腔。
   注意：心脏外置时间少于30秒是安全的。
8. 用手轻轻按压胸腔，排出胸腔内的空气。
9. 用6-0丝线缝合肋骨上方的肌肉层。
10. 用4-0丝线缝合皮肤。
11. 术后立即将小鼠置于37 °C的加热垫上。
12. 皮下注射布托啡诺（0.05–0.1 mg/kg），每4–6小时一次，持续最多72小时以减轻术后疼痛。
13. 待小鼠完全恢复后将其放回笼中。
    注意：小鼠通常在手术后3–5分钟内完全恢复。
14. 仔细监测小鼠，并在术后最多7天内提供湿粮。

4. 组织的收获

1. 在心肌梗死（MI）造模后的不同时间点，通过颈椎脱位法处死小鼠。
2. 将已处死的小鼠仰卧位固定于手术平台上。
3. 在上腹部做腹侧切口（约3-4 cm）。剪除胸腔两侧肋骨，并移除膈肌。
4. 通过心室注射，用10 mL冷磷酸盐缓冲液（1× PBS，4 °C）灌注心脏。
5. 剪下主动脉根部以取出心脏，并立即将心脏储存于-80 °C条件下。
   注意：根据作者经验，心脏组织在储存两周内进行TTC染色是可行的。
6. 使用2,3,5-三苯基氯化四氮唑（TTC）对心脏进行染色。
   1. 在冰上用剃刀将冷冻的心脏切成1 mm厚的切片。
   2. 将制备好的心脏切片置于1% TTC溶液（溶于1× PBS）中，37 °C孵育10-15分钟。
      注意：孵育15分钟后，弃去TTC溶液，并将染色后的心脏切片浸入1× PBS中。
7. 使用数码相机拍摄切片图像。

结果

实验方案及部分关键步骤如图1所示。简化的麻醉设备成功诱导了麻醉。如图2A所示，麻醉状态稳定，表现为小鼠呼吸频率规律（在检测的小鼠中，呼吸频率为90–107次/分钟）。冠状动脉结扎后，TTC染色分析表明心肌梗死成功建立，并显示了心肌梗死后瘢痕大小的时间变化（图2B）。同时，生存分析结果显示，雄性和雌性C57BL/6J小鼠在心肌梗死后7天内出现明显死亡率（图2C、D）。心室破裂是心肌梗死后死亡的常见原因（雄性小鼠为56%；雌性小鼠为40%）。此外，心肌梗死后超声心动图评估显示，收缩功能障碍和心室重构成功被诱导（图2E、F）。

讨论

本报告展示了一种使用 readily available materials 诱导小鼠心肌梗死（MI）的简便 方案，该方案改良自 Gao 报道的方法¹⁶。小鼠 MI 模型对于心肌梗死后功能障碍和心室重构的机制研究及药物筛选至关重要¹²。在现有的 MI 诱导技术中，冠状动脉结扎是最常用的方法。冠状动脉结扎能真实模拟心肌梗死的缺血特性，并引发瘢痕愈合和心室重构反应，与临床情况相似^18,19。然而，传统的冠状动脉结扎方案需要气管插管、机械通气以及广泛开胸，技术难度高且耗时。近年来，已有多种冠状动脉结扎方案被报道，在一定程度上促进了 MI 模型的建立^15,16,17。本研究提出了一种简单高效的方案，仅使用大多数实验室常见的手术器械和设备即可...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
2,3,5-三苯基氯化四氮唑	SIGMA	T8877-25G	TTC染色
4-0 丝线缝合线	YUANKANG	4-0	手术器械
高压灭菌器	HIRAYAMA	HVE-50	固体物品灭菌
布托啡诺	青海制药厂有限公司	H10940181	减轻术后疼痛
离心管	Biological Hope	1850-K	15 mL
脱毛膏	ZIKER 生物科技	ZK-L2701	实验动物脱毛剂
镊子	RWD	F12028	手术器械
气体过滤器	ZHAOXIN	SA-493	操作者防护
异氟烷	RWD	20071302	用于麻醉
光源	北京PDV	LG-150B	手术灯
微型蚊式止血钳	FST	13011-12	手术器械
针头	BINXIONG	42180104	手术器械
针头与6-0丝线缝合线	JIAHE	SC086	手术器械
持针器	上海JZ	J32030	手术器械
持针器	上海JZ	J32010	手术器械
聚维酮碘棉片	SingleLady	GB26368-2010	皮肤消毒
剪刀	CNSTRONG	JYJ1030	手术器械
无菌眼膏	沈阳兴齐制药有限公司	H10940177	预防角膜干燥
用于小动物的超高分辨率超声成像系统	VisualSonics	Vevo 2100	超声心动图分析