需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

在体 无线光遗传学控制精细运动行为

3.4K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/63082

⸱

2021年11月22日

 ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Cellular Physiology, National University of Mexico, 2Department of Neurosurgery, Stanford University, 3Facultad de Psicologia, National University of Mexico, 4Brain Mechanisms for Behaviour Unit, Okinawa Institute of Science and Technology Graduate University

本文内容

摘要

本实验方案描述了如何在自由活动的小鼠中，将无线光遗传学技术与高速视频记录相结合，用于单颗粒取食抓握任务，以表征参与精细运动行为的神经环路。

摘要

精细运动技能在日常生活中至关重要，而在多种神经系统疾病中可能受损。这些技能的习得与执行需要感觉-运动整合，并涉及对大脑双侧回路的精确控制。在动物模型中实施单侧肢体行为范式，将有助于深入理解脑结构（如纹状体）在复杂运动行为中的作用，因为它允许在任务执行过程中对正常条件和疾病状态下特定核团的神经活动进行操控和记录。

自创建以来，光遗传学已成为研究大脑的主要工具，能够选择性地靶向激活或抑制特定神经元群体。将光遗传学与行为学检测相结合，有助于揭示特定脑功能的潜在机制。采用微型发光二极管（LED）的无线头戴式系统可在完全自由活动的动物中实现远程光遗传控制，克服了有线系统对动物行为限制较多的问题，同时不降低光发射效率。本实验方案将无线光遗传学方法与高速视频记录技术结合，应用于单手上肢灵巧性任务中，以解析特定神经元群体对精细运动行为的贡献。

引言

大多数由我们完成的动作都包含运动技能行为，已知这种行为会受到多种脑部疾病的影响1,2,3,4,5,6。实施能够研究技能性动作发展、学习和表现的任务，对于理解运动功能的神经生物学基础至关重要，尤其是在脑损伤、神经退行性疾病和神经发育障碍的模型中2,7,8,9,10,11,12,13。伸手抓取和取回物体是日常生活中常见的动作，也是早期发育过程中最先获得的运动技能之一，并在随后的岁月中不断精细化5,6。该行为包含一系列复杂的感官-运动过程，例如对物体特征的感知、运动规划、动作选择、运动执行、身体协调以及速度调节7,14,15,16。因此，单侧手部高灵巧性任务需要双侧大脑多个脑区的共同参与16,17,18,19,20,21,22。在小鼠中，单颗粒伸手抓取任务具有多个可独立控制和分析的阶段7,13,23。这一特点使得研究人员能够在技能习得和行为表现的不同阶段，研究特定神经元亚群的贡献，并为运动系统的深入研究提供平台13,23,24。该动作持续数秒；因此，应采用高速摄像技术对技能性运动轨迹的不同阶段进行运动学分析7,25。可以从视频中提取多种参数，包括身体姿势、运动轨迹、速度以及错误类型25。运动学分析可用于检测无线光遗传操控过程中产生的细微行为变化7,23。

使用微型发光二极管（LED）进行光递送 通过 一种无线头戴式系统可实现动物在执行任务时的远程光遗传学控制。该无线光遗传学控制器接收来自刺激器的单脉冲或连续触发指令，并向连接至微型LED的接收器发送红外（IR）信号。23,26本方案将这种无线光遗传学方法与高精度灵巧性任务的高速视频记录相结合，以解析特定神经元群体在精细运动行为执行过程中的作用。23由于这是单手任务，因此可用于评估双侧大脑半球结构的参与情况。传统上，大脑对身体运动的控制具有高度的不对称性；然而，高灵巧性任务需要多个脑区的精细协调与控制，包括同侧核团以及核团内不同神经元亚群的差异性参与。10,20,21,22,23该方案表明，来自双侧半球的皮层下结构控制前肢的运动轨迹23该范式可用于研究其他脑区及脑部疾病模型。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

涉及动物使用的实验程序均遵循当地及国家指导原则，并经相应的机构动物护理与使用委员会批准（细胞生理研究所动物护理与使用委员会方案编号：VLH151-19）。Drd1-Cre 转基因雄性小鼠27，出生后35-40天、C57BL/6背景的小鼠用于本方案。小鼠饲养条件如下：温度22±1 °C，湿度55%，光照周期12/12小时，晚上7点关灯，出生后第21天断奶。断奶后幼鼠按性别分组，每组2-5只同笼饲养。 动物饲养在带有微屏障盖的静态饲养盒中。垫料为无菌白杨木屑。啮齿类动物颗粒饲料 并提供RO纯化水 随意摄取，除非另有说明。

1. 手术操作

  1. 根据目标脑区的背腹向坐标准备适当长度的LED光纤套管（理想情况下比实际深度长0.5 mm以补偿颅骨厚度，例如背外侧纹状体为3.5 mm）（图1）。
    1. 将玻璃光纤裁剪至略长于最终所需长度，使用粗砂纸将光纤尖端研磨至目标长度，最后用细砂纸抛光光纤尖端。
      注意：LED光纤套管是一种直径为250 µm的玻璃光纤，连接有红外接收器（见材料表）。
  2. 使用水平拉制仪（见材料表）制备玻璃移液管（外径1.14 mm，内径0.53 mm，长度3.5英寸），用于纳米注射器，并将其保存以备后续使用。编程拉制仪一次成形，使尖端直径为15–20 µm，并具有4–5 mm长的渐变锥形。
  3. 通过使用70%乙醇彻底消毒立体定位仪、操作罩、微量注射器（见材料表）及周围表面，准备手术区域。
    注意：小鼠立体定位仪对于精确注射腺相关病毒（AAVs）并将LED光纤套管植入目标脑区至关重要。
  4. 穿戴适当的个人防护装备，包括洁净实验服或一次性手术服、无菌手套、口罩和一次性头帽。
  5. 将必要的设备放置在手术区域附近，如无菌手术器械、棉签、溶液、微量移液器、枪头、毛细管、含矿物油的微填充器和标记笔。
  6. 用矿物油填充用于微量注射的移液管，并将其插入微量注射器中。通过排出少量矿物油确保微量注射器正常工作。
    注意：手术期间使用的所有器械均应经过高压灭菌并保持无菌状态，操作过程应遵循无菌技术。
  7. 使用4–5%气态异氟烷诱导麻醉，并在手术过程中以1.2%维持麻醉，同时给予0.5–1 L/min纯氧。只有当动物达到深度麻醉状态（通过轻捏后肢无回缩反应判断）时才开始手术。
    1. 持续监测动物的呼吸频率和体温，并使用设定为34 °C的加热垫维持其体温。
  8. 涂抹眼膏以保护角膜。使用剃毛器和脱毛膏去除头皮毛发，然后交替使用含8%聚维酮碘（见材料表）和70%乙醇的棉签各擦拭三次，清洁头皮。
  9. 将小鼠固定于立体定位仪中，确保头部稳固，颅骨在内外侧轴和前后轴上保持水平。
  10. 沿矢状轴方向，在眼睛水平处用手术刀做一条长约1 cm的切口。牵开皮肤暴露颅骨，并用棉签清除骨膜。
  11. 用生理盐水和无菌棉签清洁颅骨表面。如有表面出血，使用无菌吸水眼用棉签（见材料表）或其他无菌吸水材料进行止血。
  12. 用棉签滴加一滴2.5%过氧化氢，作用数秒以使颅骨缝清晰可见，提供更准确的定位参考。数秒后，用干净棉签彻底擦拭干净。
  13. 使用玻璃移液管（最终尖端直径15 µm）定位前囟（bregma）和后囟（lambda），以确认颅骨在前后轴上已水平。
    注意：建议使用体视显微镜或USB显微镜观察玻璃移液管尖端。如有需要，可调节口部固定器的高度以校正颅骨水平。
  14. 将毛细管移至选定的前后（AP）和内外侧（ML）坐标位置（背外侧纹状体AP 1.2 mm，ML 2.28 mm），并在头皮上方对应位置用无菌标记笔标记参考点。
  15. 在标记点处，使用无菌旋转工具或牙科钻（配小型圆形钻头，见材料表），以低至中等转速施加轻柔压力，进行直径约1 mm的颅骨开窗。
  16. 向毛细管中装载300–400 nL的Cre依赖型腺相关病毒（AAV），例如AAV1-dflox-hChR-2-mCherry以表达光敏通道蛋白Channelrhodopsin，或仅表达报告蛋白（如mCherry）的AAV作为对照，靶向目标脑区（见材料表）。检查尖端是否堵塞，随后将玻璃移液管缓慢插入目标背腹向（DV）坐标位置（背外侧纹状体DV -3.35 mm）。
    1. 使用自动注射器以23 nL/s的速度注射200 nL。注射完成后等待10分钟，再缓慢撤出玻璃移液管以避免液体溢出。
      注意：也可使用30 G针头配合合适的微量注射器进行注射。
  17. 用棉签清除并干燥残留物。
  18. 将无菌 玻璃LED光纤套管连接至立体定位臂，以前囟为参考校准坐标。缓慢插入套管（300 µm/min），避免组织损伤，并将其置于注射位点上方100 µm处。
  19. 光纤套管就位后，在颅骨开窗边缘滴加一滴组织粘合剂（100 µL）。
  20. 按照制造商说明配制牙科水泥混合物（见材料表），用于将光纤固定于颅骨。
    注意：简要步骤为：使用预冷的瓷皿以延长水泥固化前的操作时间；向瓷皿中加入两勺透明树脂粉末，再加入4滴快干基液和1滴催化剂，充分混合。可根据需要调整粉液比例以获得更稀或更稠的粘度。
  21. 使用无菌刷将牙科水泥混合物逐层涂抹于套管连接器周围，直至完全覆盖颅骨且连接器牢固固定，同时确保引脚完全裸露。避免将牙科水泥沾到小鼠皮肤上。
  22. 让其完全干燥。
  23. 使用组织粘合剂闭合植入物周围的皮肤（见材料表）。
  24. 将小鼠置于33 °C加热垫上的恢复笼中。监测是否存在以下一种或多种疼痛/不适表现：1）蜷缩体态、活动减少或缺失；2）因缺乏梳理导致毛发杂乱不洁；3）过度舔舐或抓挠、切口部位发红；4）攻击性行为；5）厌食或脱水；6）无法筑巢。
    注意：在整个实验过程中应单独饲养小鼠，以防植入物脱落。若发生套管脱落，应在深度麻醉后注射150 mg/kg戊巴比妥钠实施安乐死，随后进行断头处理。
  25. 术后每天皮下注射一次美洛昔康（1 mg/kg），连续三天，以提供镇痛。
  26. 至少等待7天以完成术后恢复，并等待14天以确保视蛋白充分表达，之后再进行后续实验操作。
    注意：术后每12小时随访一次，持续三天，之后每日检查动物状态，直至实验结束时实施安乐死。

2. 抓握训练

  1. 术后第7天，开始食物剥夺方案28连续三天称量小鼠体重，以确定其自由进食状态下的平均体重。随后，制定食物限制计划，使动物获得足够的营养，以维持体重在平均值的约90%，且不低于85%。
    注意：通过每天提供 2.5–3 克食物来实现。每天监测动物体重，并根据动物的行为和外观（例如毛发和眼睛状况）对其整体健康状况进行评分。使用参考文献中的体况评分系统29.
  2. 在预训练、训练和测试期间，每天为每只小鼠提供20粒无尘巧克力味颗粒饲料（每粒20 mg）（参见 材料表）（在任务期间或之后食用，除标准食物颗粒外）。
  3. 在适应训练开始前3天，每天在每只动物的饲养笼内撒入0.4克/只/天的无粉尘巧克力味颗粒饲料（20毫克/粒），使小鼠熟悉在抓取任务中作为奖励的颗粒饲料。
  4. 实验前一日，将小鼠置于测试箱中适应10分钟，箱底散放食物颗粒图1A).
  5. 训练和测试后每天提供食物。每天保持相似的时间安排。
  6. 在预训练的第一天，将小鼠放入抓握训练箱内，并从前方进行观察。将颗粒饲料放置在箱体前方靠近开口处，以便小鼠开始摄取颗粒。在此阶段，允许小鼠以任何形式抓取颗粒。
  7. 在预训练的第二天，将食丸逐渐从开口处移远，直至放置于凹陷处（距开口1 cm），以便小鼠调整其抓取动作图1C).
  8. 训练小鼠跑向笼子后端，再返回笼口以获取下一个食物颗粒，以此作为个体化试验的策略。
    注意：每次试验时，可等待小鼠移动到笼子后部后再将颗粒放入凹槽中来实现。
  9. 将颗粒置于动物的右侧或左侧爪子可触及的位置。
    注意：小鼠将开始优先使用一只前爪进行抓握，该前爪将在后续数天的训练和测试中持续使用。
  10. 每天进行一次训练，每次持续20次试验或最长10分钟，共训练6天。从第2天开始，在训练中放置模拟接收器（尺寸为12 × 18 × 7 mm，重量为1 g，参见 材料表），因此小鼠在执行任务时可逐渐适应该重量图1B）。每天记录击中次数 以及遗漏的试验。
  11. 使用普通摄像机从训练箱前方记录行为，采集速率为30-60帧/秒。此外，可在训练箱下方以45°角放置一面镜子，以监测动物的姿势图1D，E).
  12. 对于 事后 运动学分析图2），安装一台高速摄像机（参见 材料表以45°角从笼子侧面进行拍摄。如果需要三维分析，则放置第二台高速摄像机，从笼子前方35°角位置进行拍摄；两台摄像机应根据动物的偏侧性置于笼子的同一侧（左侧或右侧），并以相同的帧率同步采集图像。7 (图3D，E).
  13. 将高速摄像机设置为100帧/秒，分辨率为376 × 252像素或更高（如条件允许）。在培养室两侧和后方放置白色泡沫塑料板，以降低背景干扰并提高对比度图1E).
  14. 测试当天，将模拟装置替换为红外接收器，用于无线光遗传学刺激（图1B, C).
  15. 当小鼠开始抓取时，用手动遥控器开启LED光纤套管，使其在行为执行期间持续刺激，但持续时间不超过2秒。建议编程设定自动刺激范式。刺激装置触发波长为470 nm（蓝光）的LED，光纤尖端光强为1.0 mW/mm2.
  16. 收集视频以进行进一步检查，包括评分和运动学分析。

3. 事后组织学验证

  1. 实验结束后，确认病毒表达和LED光纤植入位置。使用100 mg/kg氯胺酮和10 mg/kg赛拉嗪混合物麻醉动物。当小鼠表现出深度麻醉迹象（步骤1.7）后，用冰冻的磷酸盐缓冲液（PBS）灌注，随后使用4%多聚甲醛（PFA）灌注。
  2. 用镊子牢固夹住连接器，轻轻向上提起，小心移除已植入的光纤套管。
  3. 取出脑组织，并在4% PFA中后固定24小时23。
  4. 用PBS清洗3-10分钟。
  5. 使用切片机将脑组织切成50 µm厚的切片（见材料表）。
  6. 将切片置于载玻片上，使用含DAPI的硬性封片剂封片，以标记细胞核。
  7. 干燥后，在共聚焦显微镜下观察切片，确认光纤套管植入位置以及Ch2R与任何荧光蛋白融合的表达情况。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

抓取任务是一种广泛用于研究在不同实验操控条件下精细技能运动的形成、学习、表现及运动学特征的范式。小鼠在几天内即可学会执行该任务，并在训练5天后达到超过55%的准确率，进入平台期（图2A，B）。与先前报道结果相似，部分动物无法正确执行任务（占29.62%），应将其排除在后续分析之外30。其中包含一类非学习型小鼠（54只中有6只，占11.1%），它们从训练初期即未能命中目标，抓取时与食丸距离过远，或在尚未到达食丸正上方的正确位置时便提前执行抓取动作。在训练初期，另一组小鼠能以较高准确率完成任务，但从第3至4天起开始表现变差，抓取位置逐渐偏离食丸（54只中有10只，占18.51%）。在此群体中，部分小鼠起初使用偏好爪进行训练，但在数天后改变了爪的偏好；这一现象此前已被Chen等（2014）讨论过30。

伸手抓取动作在不同试验之间以及动物个体内部均具有高度的刻板性（

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

在明确定义的行为范式中，利用光遗传学操控神经元群体正在推动我们对运动控制机制的理解7,23。无线方法特别适用于需要对多个动物进行测试或自由活动的任务34,35。随着技术与设备的不断优化，任何结合光遗传学的行为实验都应优先选择无线方法34,36。

目前的方法具有多种优势，因为微型LED可提供高强度的稳定光源，且植入物可用于需要持续数天刺激的研究。然而，插入用于视蛋白刺激的光纤可能会对脑组织造成机械性损伤，在套管所在位置引发感染，偶尔还会导致炎症37。长期高频的光遗传学刺激已被证明会产生热量，可能导致光毒性37。通过使用红移效应视蛋白（这类视蛋...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明无利益冲突。

致谢

本工作由联合国大学-PAPIIT 项目 IA203520 资助。我们感谢 IFC 动物实验中心在小鼠品系维护方面提供的帮助，以及计算单元在信息技术支持方面的协助，特别感谢 Francisco Perez-Eugenio。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
麻醉机RWDR583S异氟烷蒸发器
AnesketPiSA氯胺酮
光学实验平台ThorlabsMB3090/M实心铝制光学面包板
相机镜头Canon50mm f/1.4 手动对焦镜头（C接口）
相机系统BrainVisionMiCAM02相机控制器和同步器
棉签
CS溶液PiSA9%氯化钠溶液
定制训练舱自制
钻头#105Dremel2 615 010 5AE雕刻刀头
无尘精密巧克力颗粒Bio-ServF05301
乙醇J.T.  Baker9000-02乙醇
眼用棉签Ultracell40400-8由吸水性PVA材料制成的眼用棉签
FlurisoVetOneV1 502017-250异氟烷
玻璃毛细管Drumond Scientific3-000-203-G/XNanoJect II用移液管
过氧化氢Farmacom消毒剂
高速相机BrainVisionMiCAM02-CMOS单色高速相机
红外发射器Teleopto
胰岛素注射器
LED套管TeleoptoTelC-c-l-d250 µm 487 nm光LED套管
10 µL微量移液器EppendorfZ740436
微电极拉制仪SutterP-87水平拉制仪
显微镜LSM780Zeiss共聚焦显微镜
切片机
模拟接收器Teleopto
NanoJect IIDrumond Scientific3-000-204微量注射器
氧气瓶Infrana
pAAV-EF1a-double.floxed-hChR2(H134R)-mCherry-WPRE- HGHpAAddgene20297用于ChR2表达的病毒载体
Parafilm封口膜
多聚甲醛SigmaP-6148
磷酸盐缓冲液SigmaP-4417磷酸盐缓冲液片剂
10 µL移液器吸头ThermoFisherAM126350.5–10 µL  容量
PisabentalPiSA戊巴比妥钠
有机玻璃商用丙烯酸板材
聚维酮碘Farmacom消毒剂
ProcinPiSA赛拉嗪
PuralubePerrigo pharma1228112眼用润滑剂（15%矿物油/85%凡士林）
旋转工具KmoonMini grinder标准型
手术刀
手术刀片
立体定位仪Stoelting51730D数字型装置
Super-Bond C&BSun Medical牙科水泥
一次性外科手术帽
Teleopto遥控器Teleopto
Tg Drd1-Cre小鼠品系Gensat036916-UCD转基因插入FK150Gsat
组织粘合剂3M Vetbond1469SB
TPI Vibratome 1000 plusPeico切片机
含DAPI的Vectashield封片剂Vector laboratoriesH-1200封片介质
无线接收器TeleoptoTELER-1-P

参考文献

  1. Balbinot, G., et al. Post-stroke kinematic analysis in rats reveals similar reaching abnormalities as humans. Scientific Report. 8 (1), 8738(2018).
  2. Klein, A., Sacrey, L. A., Whishaw, I. Q., Dunnett, S. B. The use of rodent skilled reaching as a translational model for investigating brain damage and disease. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 36 (3), 1030-1042 (2012).
  3. MacLellan, C. L., Gyawali, S., Colbourne, F. Skilled reaching impairments follow intrastriatal hemorrhagic stroke in rats. Behavioural Brain Research. 175 (1), 82-89 (2006).
  4. Evenden, J. L., Robbins, T. W. Effects of unilateral 6-hydroxydopamine lesions of the caudate-putamen on skilled forepaw use in the rat. Behavioural Brain Research. 14 (1), 61-68 (1984).
  5. Rodgers, R. A., Travers, B. G., Mason, A. H. Bimanual reach to grasp movements in youth with and without autism spectrum disorder. Frontiers in Psychology. 9, 2720(2019).
  6. Sacrey, L. A. -O., Zwaigenbaum, L., Bryson, S., Brian, J., Smith, I. M. The reach-to-grasp movement in infants later diagnosed with autism spectrum disorder: a high-risk sibling cohort study. Journal of Neurodevelopmental Disorders. 10 (1), 41(2018).
  7. Azim, E., Jiang, J., Alstermark, B., Jessell, T. M. Skilled reaching relies on a V2a propriospinal internal copy circuit. Nature. 508 (7496), 357-363 (2014).
  8. Marques, J. M., Olsson, I. A. Performance of juvenile mice in a reach-to-grasp task. Journal of Neuroscience Methods. 193 (1), 82-85 (2010).
  9. Miklyaeva, E. I., Castaneda, E., Whishaw, I. Q. Skilled reaching deficits in unilateral dopamine-depleted rats: Impairments in movement and posture and compensatory adjustments. The Journal of Neuroscience. 14 (11), Pt 2 7148-7158 (1994).
  10. Vaidya, M., Kording, K., Saleh, M., Takahashi, K., Hatsopoulos, N. G. Neural coordination during reach-to-grasp. Journal of Neurophysiology. 114 (3), 1827-1836 (2015).
  11. Wang, X., et al. Deconstruction of corticospinal circuits for goal-directed motor skills. Cell. 171 (2), 440-455 (2017).
  12. Xu, T., et al. Rapid formation and selective stabilization of synapses for enduring motor memories. Nature. 462 (7275), 915-919 (2009).
  13. Ian, Q. W., Sergio, M. P. The structure of skilled forelimb reaching in the rat: A proximally driven movement with a single distal rotatory component. Behavioural Brain Research. 41 (1), 49-59 (1990).
  14. Proske, U., Gandevia, S. C. The proprioceptive senses: their roles in signaling body shape, body position and movement, and muscle force. Physiological Reviews. 92 (4), 1651-1697 (2012).
  15. Yttri, E. A., Dudman, J. T. Opponent and bidirectional control of movement velocity in the basal ganglia. Nature. 533 (7603), 402-406 (2016).
  16. Donchin, O., Gribova, A., Steinberg, O., Bergman, H., Vaadia, E. Primary motor cortex is involved in bimanual coordination. Nature. 395 (6699), 274-278 (1998).
  17. Brus-Ramer, M., Carmel, J. B., Martin, J. H. Motor cortex bilateral motor representation depends on subcortical and interhemispheric interactions. The Journal of Neuroscience. 29 (19), 6196-6206 (2009).
  18. d'Avella, A., Saltiel, P., Bizzi, E. Combinations of muscle synergies in the construction of a natural motor behavior. Nature Neuroscience. 6 (3), 300-308 (2003).
  19. Fattori, P., et al. Hand orientation during reach-to-grasp movements modulates neuronal activity in the medial posterior parietal area V6A. The Journal of Neuroscience. 29 (6), 1928-1936 (2009).
  20. vanden Berg, F. E., Swinnen, S. P., Wenderoth, N. Excitability of the motor cortex ipsilateral to the moving body side depends on spatio-temporal task complexity and hemispheric specialization. PLoS One. 6 (3), 17742(2011).
  21. vanden Berg, F. E., Swinnen, S. P., Wenderoth, N. Involvement of the primary motor cortex in controlling movements executed with the ipsilateral hand differs between left- and right-handers. Journal of Cognitive Neuroscience. 23 (11), 3456-3469 (2011).
  22. Verstynen, T., Diedrichsen, J., Albert, N., Aparicio, P., Ivry, R. B. Ipsilateral motor cortex activity during unimanual hand movements relates to task complexity. Journal of Neurophysiology. 93 (3), 1209-1222 (2005).
  23. Lopez-Huerta, V. G., et al. Striatal bilateral control of skilled forelimb movement. Cell Reports. 34 (3), 108651(2021).
  24. Lopez-Huerta, V. G., et al. The neostriatum: two entities, one structure. Brain Structure and Function. 221 (3), 1737-1749 (2016).
  25. Becker, M. I., Calame, D. J., Wrobel, J., Person, A. L. Online control of reach accuracy in mice. Journal of Neurophysiology. 124 (6), 1637-1655 (2020).
  26. Jaidar, O., et al. Synchronized activation of striatal direct and indirect pathways underlies the behavior in unilateral dopamine-depleted mice. European Journal of Neuroscience. 49 (11), 1512-1528 (2019).
  27. Gong, S., et al. Targeting Cre recombinase to specific neuron populations with bacterial artificial chromosome constructs. The Journal of Neuroscience. 27 (37), 9817-9823 (2007).
  28. Rowland, N. E. Food or fluid restriction in common laboratory animals: balancing welfare considerations with scientific inquiry. Comparative Medicine. 57 (2), 149-160 (2007).
  29. Ullman-Culleré, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: a rapid and accurate method for assessing health status in mice. Laboratory Animal Science. 49 (3), 319-323 (1999).
  30. Chen, C. C., Gilmore, A., Zuo, Y. Study motor skill learning by single-pellet reaching tasks in mice. Journal of Visualized Experiments. (85), e51238(2014).
  31. Fink, A. J., et al. Presynaptic inhibition of spinal sensory feedback ensures smooth movement. Nature. 509 (7498), 43-48 (2014).
  32. Li, Q., et al. Refinement of learned skilled movement representation in motor cortex deep output layer. Nature Communication. 8, 15834(2017).
  33. Overduin, S. A., d'Avella, A., Carmena, J. M., Bizzi, E. Microstimulation activates a handful of muscle synergies. Neuron. 76 (6), 1071-1077 (2012).
  34. Miyazaki, T., et al. Large Timescale interrogation of neuronal function by fiberless optogenetics using lanthanide micro-particles. Cell Reports. 26 (4), 1033-1043 (2019).
  35. Yang, Y., et al. Wireless multilateral devices for optogenetic studies of individual and social behaviors. Nature Neuroscience. 24 (7), 1035-1045 (2021).
  36. Kampasi, K., et al. Fiberless multicolor neural optoelectrode for in vivo circuit analysis. Scientific Reports. 6, 30961(2016).
  37. Allen, B. D., Singer, A. C., Boyden, E. S. Principles of designing interpretable optogenetic behavior experiments. Learning & Memory. 22 (4), 232-238 (2015).
  38. Packer, A. M., et al. Nature Methods. 9, 1202-1205 (2012).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

无线光遗传学精细运动技能高速视频记录单手灵巧性任务D1型棘状投射神经元立体定位手术光敏通道蛋白表达抓握任务纹状体环路
在体 无线光遗传学控制精细运动行为
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。