需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

小鼠心肌梗死与心肌缺血-再灌注损伤的诱导

8.5K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/63257

⸱

2022年1月19日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, Union Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本文介绍一种简单且可重复的方法，通过显微操作对小鼠左前降支冠状动脉进行精确结扎，从而诱导心肌梗死或心肌缺血-再灌注损伤。

摘要

急性心肌梗死是一种常见且死亡率较高的心血管疾病。心肌再灌注损伤会抵消心脏血流恢复的有益作用，并导致继发性心肌损伤。建立一种简单且可重复的心肌梗死及心肌缺血-再灌注损伤模型，是科研人员的重要研究工具。本文介绍了一种通过显微操作对左前降支冠状动脉（LAD）进行精确结扎，从而定制化建立心肌梗死（MI）模型和心肌缺血-再灌注损伤（MIRI）的方法。对LAD结扎位置的准确且可重复的控制，有助于获得一致的心肌损伤结果。ST段变化可用于判断模型建立的准确性。通过检测血清中心肌肌钙蛋白T（cTnT）水平评估心肌损伤程度，采用心脏超声评估心肌收缩功能，利用伊文思蓝/氯化三苯基四氮唑染色法测定梗死面积。总体而言，该方案可缩短操作时间，确保梗死范围可控，并提高小鼠存活率。

引言

急性心肌梗死（AMI）是全球范围内常见的心血管疾病，具有较高的死亡率1。随着技术的进步，AMI 患者可实现早期且有效的再血管化治疗。然而，部分患者在接受这些治疗后仍可能发生心肌缺血-再灌注损伤（MIRI）2。因此，深入理解 MI/MIRI 的作用机制以及如何改善其病理过程具有重要意义。由于成本低、繁殖周期短且易于进行遗传修饰，小鼠被广泛用作研究模型3。学者们已开发出多种在动物体内建立 MIRI 和 MI 模型的方法4,5,6,7,8,9。这些策略推动了相关研究的发展，但不同研究团队所采用的标准和方法各异，导致研究结果之间的比较和解读变得复杂。

在小鼠中，心肌梗死（MI）可通过异丙肾上腺素10、冷冻损伤11,12,或烧灼法13诱导。异丙肾上腺素可便捷地诱导心肌梗死，但其病理生理过程与临床心肌梗死不同。冷冻损伤诱导的心肌梗死一致性较差，会在左前降支冠状动脉（LAD）周围引起过度的心肌损伤，且易诱发心律失常。烧灼法诱导的心肌梗死与心肌梗死的自然过程差异较大，烧灼区域的炎症反应更为剧烈；此外，该手术方法存在技术难度。另外，一些实验室14已通过介入技术采用球囊阻塞、栓塞或血栓形成方法在小型猪中建立心肌梗死模型。这些方法均可直接导致冠状动脉闭塞，但需要冠状动脉造影设备，且最重要的是，小鼠的冠状动脉过于细小，使得这些操作难以实施。对于心肌缺血再灌注损伤（MIRI），不同模型之间的差异相对较小，例如是否使用呼吸机/显微操作装置等5,6。

本文介绍了一种简单且可靠的诱导心肌梗死（MI）及心肌缺血再灌注损伤（MIRI）模型的方法，该方法改进自先前已发表的技术4,5,6,7,8,9,15。该方法通过结扎直接阻断左前降支（LAD），从而模拟病理生理过程。此外，通过解除结扎，该模型还可模拟再灌注损伤。在本实验方案中，使用解剖显微镜观察LAD，使研究者能够清晰识别该血管。随后，对LAD进行精确结扎，可实现可重复且可预测的血流阻断和心室缺血。除了在显微镜下观察LAD的颜色变化外，还可通过心电图（ECG）的变化来确认缺血和再灌注的发生。该策略可缩短操作时间，降低手术并发症风险，并减少所需实验小鼠的数量。本文还描述了肌钙蛋白T检测、心脏超声以及三苯基四氮唑氯化物（TTC）染色的方法。总体而言，该实验方案适用于MI/MIR机制研究，也适用于药物研发。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

动物实验已获得华中科技大学（中国武汉）动物护理与使用委员会的批准。

注意：采用雄性 C57BL/6J 小鼠（8–10 周龄）作为实验模型。小鼠可自由获取食物和水，并在特定病原体不含环境中饲养。动物饲养室温度控制在 22 °C ± 2 °C，相对湿度维持在 45%–65%。根据同济医学院（中国武汉）动物实验中心制定的指南，小鼠饲养于12小时光照/12小时黑暗的环境中。实验需使用无菌显微外科器械及外科手术用品。整个操作过程中须佩戴外科手套和口罩。实验流程见图1A。

1. 术前准备

  1. 使用带有预热加热垫（37 °C）的矩形手术台（OT），在整个手术过程中保持加热（图1B）。在开始操作前，用紫外线和70%酒精对操作台进行消毒。
  2. 准确称量所有小鼠的体重，以计算所需麻醉药物的剂量。随后通过腹腔注射给予氯胺酮（80 mg/kg）和赛拉嗪（10 mg/kg）进行麻醉。通过夹捏脚趾无回缩反射以及无眨眼反射来确认麻醉深度适当。
  3. 将小鼠仰卧位放置于手术台上，头下垫纱布以避免眼睛过热。在眼睛上涂抹眼用软膏，防止角膜干燥。
  4. 使用电动剃刀剃除左侧心前区胸部的毛发。在已初步剃除毛发的胸壁区域使用脱毛膏，并用无菌棉签均匀按摩约1分钟。用纱布擦去松脱的残留毛发。
  5. 先使用聚维酮碘，再用70%酒精对操作区域进行清洁。用纱布覆盖胸壁区域。
  6. 将一根4-0缝线穿过上切牙下方，并将其固定在锚定点（靠近手术台前端鼻部附近），以保持口腔轻微张开，便于插管。
  7. 拉住尾巴使身体保持伸直，并用胶带将尾巴固定在手术台上。将四肢固定在其他锚定点上并适度拉紧。重要提示：切勿过度拉伸前肢，否则可能导致呼吸功能受损。
  8. 使用弯头镊子和普通镊子打开下颌并抬起舌头。使用照明设备清晰观察咽喉部和声门结构。
  9. 使用带有钝头并截短针头的22 G导管，经口轻柔插入气管，深入咽喉约1 cm。一只手握住舌头，用钝头镊子将其轻微上抬，同时另一只手将导管轻柔插入气管。注意避免将导管误插入食管。
  10. 轻柔拔出针芯。在连接呼吸机前，将导管末端浸入水中，观察是否有气泡产生，以确认插管成功。
  11. 将气管导管连接至呼吸机，设置呼吸频率为120次/分钟，潮气量调整为250 µL。
    注意：呼吸机参数需根据体重进行调整（通常体重越大，所需潮气量越高）。
  12. 通过观察双侧胸廓对称扩张来验证插管位置正确。随后用胶带将连接处固定在手术台上，防止导管脱落。
  13. 将心电图电极放置于足掌，并连接至心电图记录仪。在整个操作过程中持续监测心脏电生理活动。

2. 开胸术

  1. 移除胸部的纱布。使用70%酒精对切口区域进行再次消毒，共擦拭三个循环。然后，用无菌手术巾覆盖小鼠，在手术区域上方留出开口，以减少手术部位的污染。
  2. 使用无菌手术刀沿左侧锁骨中线做一斜行皮肤切口（0.8-1.0 cm）。
  3. 钝性分离皮下组织，暴露下方肋骨。注意避免损伤血管、肋骨和肺组织。如有出血，使用无菌棉签止血。
  4. 定位第三肋间隙，并在此处做约6-8 mm的切口。随后钝性分离肋间组织，打开胸腔。注意避免损伤胸廓内动脉。
  5. 用镊子撑开肋间隙。将预先灭菌的自制牵开器（图1C）插入肋骨之间，并向后牵拉，使切口张开至约6 mm宽。用橡皮筋将牵开器固定在手术台（OT）上。
  6. 小心清除周围组织，充分暴露心脏。用弯头镊子轻轻剥离心包膜，避免损伤心脏。此时可获得清晰的心脏视野。

3. 左前降支结扎

注意：左前降支（LAD）呈一条细的红线，从心尖附近垂直向下穿过左心室。LAD 呈鲜红色，因此需注意勿将其误认为静脉。通常结扎位置位于左心耳下方约 1-2 mm 处。此结扎位置可在左心室产生约 40%-50% 的缺血范围。位置越高，梗死区域越大；位置越远端，梗死区域越小。

  1. 使用解剖显微镜，并调节适当聚焦的光源以观察左前降支（LAD）。轻压选定结扎位置下方的区域，暂时扩大LAD（每次≤5秒）。通过此方法重新检查LAD。
  2. 在解剖显微镜下，使用锥形针（3/8，2.5 x 5）将8-0丝线从左前降支（LAD）下方穿过。注意针刺深度：不可过深而进入左心室，也不可过浅以致损伤LAD。
  3. 用松散的双结绑扎结扎线，环的直径约为2–3 mm。
  4. 将一段2–3 mm长的PE-10导管平行置于结扎环内，紧邻动脉。
  5. 轻柔收紧结扎环，使其贴合动脉和导管，然后用滑结固定。注意避免因过度收紧而损伤心肌壁。
    注意：假手术组不进行结扎操作。
  6. 确认LAD血流停止：结扎后观察左心室前壁颜色变苍白。此外，数个心动周期内出现明显的ST段抬高也提示闭塞16。如需永久性结扎（例如心肌梗死模型），则移除PE-10导管，直接打结结扎LAD。随后继续执行下文步骤4.3所述的剩余操作。
  7. 从切口处移除牵开器，然后用动脉夹暂时关闭切口。缺血持续时间应根据实验设计确定。确保小鼠持续连接于呼吸机。

4. 再灌注

  1. 缺血期结束后，移除血管夹，并再次插入牵开器以打开切口，暴露心脏（尤其是结扎部位）。
  2. 解开活结，移除PE-10导管。通过观察20秒内血流颜色恢复为粉红色至鲜红色，确认血流再通。同时密切观察心电图：ST段抬高的可能消退也提示再灌注成功。
  3. 保留8-0缝合线 原位 用于后续的伊文思蓝和TTC染色。在其他情况下，此步骤中需移除缝线。
  4. 移除牵开器，使用4-0尼龙缝线缝合第三和第四肋骨以关闭切口。注意避免损伤肺组织。在打结时轻压胸部，排出可能滞留在胸腔内的空气。
  5. 用连续缝合关闭肌肉层。用4-0尼龙缝线缝合皮肤；连续缝合和间断缝合均可接受。

5. 术后护理

  1. 仔细观察小鼠从麻醉中恢复的迹象，例如尾巴或胡须的运动。随后，小鼠通常会恢复正常的呼吸模式，呼吸频率约为 150 次/分钟。通过缓慢移除气管插管完成拔管操作。
  2. 继续监测小鼠 3–5 分钟，以确保无呼吸困难发生。
  3. 在小鼠开始自主呼吸后，给予 100 µL 丁丙诺啡（0.1 mg/mL，皮下注射）。在接下来的 24 小时内，每 4–6 小时追加一次剂量。术前 2 天至术后 ≤7 天，在饮水中添加布洛芬作为额外镇痛措施，浓度为 0.2 mg/mL 的溶液。
  4. 由于小鼠在麻醉后易发生低体温，应使用保温毯保持其体温，以降低死亡风险。

6. 操作后的验证

  1. 肌钙蛋白T检测
    1. 从眶后静脉丛采集血液样本，并通过离心（3,000 × g，10 分钟，室温。
    2. 稀释 20 µL 血清至 100 µL 用生理盐水溶液进行肌钙蛋白T检测。将剩余样本储存在 -80 °C.
    3. 使用商业试剂盒，按照制造商说明书检测肌钙蛋白T（cTnT）。
  2. 心脏超声
    注意：根据实验设计，在手术前后不同阶段使用心脏超声评估心脏功能及室壁运动异常情况17,18测量不同参数，如心室壁厚度、心室容积、心室腔直径、射血分数和短轴缩短率。
    1. 通过腹腔注射给予小鼠氯胺酮（80 mg/kg）和赛拉嗪（10 mg/kg）进行麻醉。
    2. 用电剃须刀剃除胸部毛发。使用脱毛膏并均匀按摩。用纱布擦去多余的松散毛发。
    3. 将小鼠置于操作台（OT）上，用胶带固定四肢。
    4. 将超声探头（30 MHz）置于心脏前区，约 30° 胸骨。在此切面中，探头与心脏的长轴对齐。将超声设备设置为 B型超声模式；左心室、左心房、二尖瓣和升主动脉可清晰辨认。使用视频采集功能获取后续分析所需数据。
    5. 通过旋转探头 90°顺时针旋转，获取乳头肌水平的胸骨旁短轴切面，以清晰显示左心室和右心室。然后使用 B型超声模式 和 M型超声 评估心脏功能和形态学参数。
    6. 通过在超声图像中指定相应位置，测量左心室舒张末期内径（Dd）、收缩末期内径（Ds）以及室间隔厚度。
      注意：该仪器将手动计算左心室舒张末期容积（LVEDV）和收缩末期容积（LVESV）。同时，仪器将使用以下公式计算缩短分数（FS）和射血分数（EF）：FS = (Dd - Ds)/Dd × 100%，EF = (LVEDV - LVESV)/LVEDV × 100%。选择五个连续的心动周期，并取其平均值。
  3. 心肌梗死面积的测量
    注意：伊文思蓝-氯化三苯基四氮唑（Evans-Blue/TTC）染色用于测定梗死面积，因其可评估组织存活性19建议在再灌注后72小时内进行染色，因为瘢痕会随时间缩小。此步骤在通过腹腔注射200 mg/kg戊巴比妥钠处死动物后进行。
    1. 按照步骤2.2–2.5所述的先前操作再次暴露心脏。然后，在预期的再灌注时长结束时，于步骤4.3中提及的缝线所验证的初始位置重新结扎LAD。
    2. 插管主动脉，然后用 0.3 mL 1% 伊文思蓝溶液灌注心脏。非缺血区域的心肌被染成蓝色。灌注完成后，用剪刀剪断主动脉，迅速取出心脏。
    3. 然后，用 KCl 溶液（30 mM）冲洗心脏，以停止心脏跳动。储存于 -20 °C 去除周围脂肪组织后，静置 ≥4 小时。
    4. 用锋利的手术刀将心脏横向切成5片，每片厚度1 mm。称量组织片后，于2% TTC溶液中37 °C孵育40 min 37 °C.
      注意：孵育后，梗死区域呈白色边界清晰，而非梗死区域的存活组织仍呈红色。
    5. 用4%多聚甲醛固定切片过夜。
      注意：此操作将增强梗死区域与非梗死区域之间的对比度，同时会导致切片收缩。
    6. 用数码相机拍摄切片，然后使用图像分析软件计算风险区域面积（AAR）、梗死面积和非缺血区域。
      注意：伊文思蓝/TTC 双染色后，蓝色区域为“正常”区域。其余区域（包括白色和红色）为“缺血风险”区域：白色区域为心肌梗死区域（IA），红色区域为缺血但未梗死区域。考虑到心脏切片大小存在差异，结果已按重量进行校正。

      分配：
      A1-A5 表示梗死区面积/心脏切片面积；
      B1-B5 表示非梗死区面积/心脏切片面积；
      W1-W5 表示心脏切片的重量。

      然后：
      梗死心肌总重量：W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5；
      非梗死心肌总重量：W1 × B1 + W2 × B2 + W3 × B3 + W4 × B4 + W5 × B5；
      AAR 总重量 = (W1 + W2 + W3 + W4 + W5) - (W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5)

      最后：
      心肌缺血面积计算为左心室中AAR的百分比：
      加权平均公式，公式展示；计算方法，统计分析，教学用途。
      心肌梗死面积计算为梗死区占风险区的百分比：
      加权平均计算公式；代数公式；教育概念图示

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

实验流程如图1A所示。研究人员可根据实验设计在研究开始时安排时间节点。左前降支（LAD）结扎的持续时间依据研究目的而定。对于心肌梗死（MI）研究，可忽略再灌注步骤。由于心脏超声具有无创性，可在研究的不同阶段进行；而伊文思蓝/氯化三苯基四氮唑（Evans-Blue/TTC）染色仅可在小鼠处死后实施。对于关注纤维化及心室重构的研究，观察时间通常更长。

实验过程部分的典型图像如图2A所示，包括经气管插管、皮肤切口、开胸、左前降支（LAD）识别、LAD结扎至再灌注。为验证心肌缺血与再灌注，图2B展示了结扎后出现明显ST段抬高的代表性心电图（ECG）图像，以及当滑结松开后ST段抬高消失的图像。

在采集所有小鼠的血液样本后，可进行肌钙蛋白-T检测以确认心肌梗死。图3A显示，与假手术组相比，MIRI组和M...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

近年来，心肌梗死（MI）和心肌缺血再灌注损伤（MIRI）的临床与科学研究模型的构建发展迅速20,21。然而，仍有一些问题亟待解决，例如其作用机制以及如何改善MI/MIRI等。本文介绍了一种建立小鼠MI和MIRI模型的改良方案，并强调了若干需要仔细考虑的关键要点。

第一个关键点是气管插管。一些操作方法6，9涉及切开颈部皮肤、分离组织，然后暴露胸骨舌骨肌以观察气管。通过这种方式，研究人员可以直观地看到导管插入气管的过程。这一步骤有助于降低呼吸窘迫的风险。在当前的方法中，研究人员可在照明器下清晰地观察到声门随呼吸开闭的情况，从而更轻松地将导管插入气管。因此，无需进行颈部切口，以减少皮肤创伤和潜在感染，这对于炎症信号通路的研究尤为重要。可视喉镜在临床气管插管中已广泛应用：或许也可用于小鼠。Mares 等人22报...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明无利益冲突。

致谢

本工作由国家自然科学基金（82070317、81700390 至 Jibin Lin，8210021880 至 Bingjie Lv，82000428 至 Boyuan Wang）和国家重点研发计划&中国国家重点研发计划（2017YFA0208000，何少林）。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
0.9% 氯化钠溶液Kelun Industry Group,中国-
4% 多聚甲醛固定液Servicebio,中国G1101-
4-0 丝线缝合线上海浦东金环医用制品有限公司,中国C412-
8-0 缝合线上海浦东金环医用制品有限公司,中国H801-
布托啡诺IsoReag,中国IR-11190-
相机佳能,日本EOS 80D-
脱毛膏薇婷,法国-
Elecsys 高敏肌钙蛋白 T 快速检测罗氏,德国-
电化学发光免疫分析仪罗氏,德国Elecsys 2010-
伊文思蓝西格玛,美国E2129-
眼科剪上海医疗器械有限公司,中国JC2303-
止血钳上海医疗器械有限公司,中国J31020-
高频活体成像系统Visualsonics,加拿大Vevo2100-
布洛芬PerFeMiKer,中国CLS-12921-
静脉导管Introcan,德国4254090B-
氯胺酮Sigma-Aldrich,美国 K2753-
医用酒精惠昌,中国-
微针持针器上海医疗器械有限公司,中国WA2040-
显微剪上海医疗器械有限公司,中国WA1040-
显微外科镊上海医疗器械有限公司,中国WA3020-
小鼠心电图仪泰盟,中国BL-420F-
持针器上海医疗器械有限公司,中国JC3202-
手术台Chico,中国ZK-HJPT-
PE-10 管华美,中国-
戊巴比妥默克,美国1030001-
啮齿类动物呼吸机上海奥尔科特生物科技有限公司,中国ALC-V8S-P-
体视显微镜奥美工业,中国SZM0745-STL3-T3-
手术恒温加热垫Globalebio, 中国GE0-20W-
氯化三苯基四氮唑Servicebio,中国G1017-
赛拉嗪华美科生物科技与生命科学研究产品有限公司,中国323004-

参考文献

  1. Reed, G. W., Rossi, J. E., Cannon, C. P. Acute myocardial infarction. Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).
  2. Ibanez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van de Werf, F. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. Journal of the American College of Cardiology. 65 (14), 1454-1471 (2015).
  3. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Missouri Medicine. 110 (3), 207-211 (2013).
  4. Kim, S. C., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3896(2012).
  5. Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (86), e51329(2014).
  6. Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury. Methods in Molecular Biology. 1717, 145-153 (2018).
  7. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (94), e52206(2014).
  8. Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: An improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (122), e55353(2017).
  9. Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59591(2019).
  10. Li, X., et al. Cardioprotective effects of Puerarin-V on isoproterenol-induced myocardial infarction mice is associated with regulation of PPAR-Y/NF-Kappa B pathway. Molecules. 23 (12), 3322(2018).
  11. Vanden Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: A comparison with coronary artery ligation. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).
  12. Wang, D., et al. A cryoinjury model to study myocardial infarction in the mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (151), e59958(2019).
  13. Brooks, W. W., Garibaldi, B. A., Conrad, C. H. Myocardial injury in the mouse induced by transthoracic cauterization. Laboratory Animal Science. 48 (4), 374-378 (1998).
  14. Tao, B., et al. Preclinical modeling and multimodality imaging of chronic myocardial infarction in minipigs induced by novel interventional embolization technique. EJNMMI Research. 6 (1), 59(2016).
  15. Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circulation Research. 107 (12), 1445-1453 (2010).
  16. Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54814(2016).
  17. Gnyawali, S. C., et al. High-frequency high-resolution echocardiography: First evidence on non-invasive repeated measure of myocardial strain, contractility, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused murine heart. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (41), e1781(2010).
  18. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (42), e2100(2010).
  19. Shibata, R., et al. Adiponectin protects against myocardial ischemia-reperfusion injury through AMPK- and COX-2-dependent mechanisms. Nature Medicine. 11 (10), 1096-1103 (2005).
  20. Anderson, J. L., Morrow, D. A. Acute myocardial infarction. New England Journal of Medicine. 376 (21), 2053-2064 (2017).
  21. Frank, A., et al. Myocardial ischemia reperfusion injury: From basic science to clinical bedside. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 16 (3), 123-132 (2012).
  22. Mares, R. G., et al. Studying the innate immune response to myocardial infarction in a highly efficient experimental animal model. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 573-585 (2021).
  23. Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57bl/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
  24. Zhang, R., Hess, D. T., Reynolds, J. D., Stamler, J. S. Hemoglobin S-nitrosylation plays an essential role in cardioprotection. Journal of Clinical Investigation. 126 (12), 4654-4658 (2016).
  25. Sorop, O., et al. Experimental animal models of coronary microvascular dysfunction. Cardiovascular Research. 116 (4), 756-770 (2020).
  26. Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: A novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
  27. Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).
  28. Kato, R., Foex, P. Myocardial protection by anesthetic agents against ischemia-reperfusion injury: An update for anesthesiologists. Canadian Journal of Anaesthesia. 49 (8), 777-791 (2002).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

左前降支结扎小鼠心脏模型心脏超声伊文思蓝染色氯化三苯基四氮唑染色心肌肌钙蛋白T超声心动图心电图监测
小鼠心肌梗死与心肌缺血-再灌注损伤的诱导
联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。