方法文章

新生小鼠左心室结构、功能及冠状动脉血流的超声心动图表征

DOI:

10.3791/63539

2022年4月7日

本文内容

摘要

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

本方案描述了对出生7天的新生小鼠进行左心室形态、功能及冠状动脉血流的超声心动图评估方法。

摘要

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

超声心动图是一种非侵入性技术,可用于评估心血管疾病动物模型中的结构和功能参数,并用于临床前研究中评估潜在治疗手段的影响。超声心动图研究通常在年轻成年小鼠(即4至6周龄)中进行。由于新生小鼠体型微小及相关技术困难,早期新生儿心血管功能的评估通常难以实施。其中最重要的挑战之一是幼鼠四肢过短,无法接触到超声心动图平台上的电极。另一个挑战是体温控制,因为幼鼠对温度变化极为敏感。因此,建立一套在小型幼鼠中实施超声心动图检查的实用操作指南至关重要,以帮助研究人员及早发现病理变化,并随时间推移研究心血管疾病的进展。本研究介绍了一种针对出生仅7天的幼鼠进行超声心动图检查的操作方案,同时描述了对新生小鼠心脏形态、功能及冠状动脉血流的超声心动图表征方法。

引言

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

本实验方案的总体目标是利用超声心动图检测7日龄新生小鼠幼崽的心脏形态、功能及冠状动脉血流。开发该技术的依据在于,确定心脏疾病小鼠模型中冠状动脉血流和心脏功能的早期变化1。超声心动图具有非侵入性优势,可使研究人员在生理条件下评估心血管功能,并为研究靶向治疗心血管疾病的疗法提供筛选工具2,3。传统上,超声心动图研究通常在年轻成年小鼠(4–6周龄)中进行;然而,某些小鼠模型(如基因修饰模型)在此年龄段已表现出病理改变和心脏功能障碍。因此,基于动物模型的心脏研究主要集中在改善或治疗心脏功能障碍的治疗药物上。相比之下,近年来研究重点已转向心脏疾病的预防措施和早期干预4

既往研究已描述了在新生小鼠心肌梗死模型中利用超声心动图评估心脏功能的方法5,6;然而,这些研究未能测量冠状动脉血流,且最重要的是,未能在操作过程中同步记录心电图(ECG)和心率(HR)数据,这极有可能是由于幼鼠肢体过小,无法接触到电极片所致。本方案通过将铝箔贴附于幼鼠肢体,使其能够接触电极片并形成心电图回路,从而克服了这一问题。此外,本方案还对新生小鼠的冠状动脉血流进行了描述和表征。

本研究通过胸骨旁长轴和短轴切面获取B型和M型超声图像,以测量结构和功能参数2,3。形态学参数包括左心房尺寸、左心室(LV)尺寸、LV壁厚度、LV质量以及相对壁厚度(RWT)。功能参数包括射血分数(EF)、缩短分数(FS)、心输出量(CO)以及周向纤维缩短速度(Vcf)。采用脉冲波(PW)多普勒在胸骨旁短轴(PSAX)切面测量主动脉血流,并在心尖四腔切面测量二尖瓣血流。心尖四腔切面还用于在二尖瓣环室间隔部位进行组织多普勒成像。采用改良的胸骨旁长轴(PLAX)切面观察左前降支(LAD)冠状动脉的冠状动脉血流。在通过提高异氟烷浓度诱发应激反应后,计算冠状动脉血流储备(CFR)。

本方案表明,可在新生小鼠的极早期进行超声心动图研究,从而实现对心脏病理变化的早期识别,并对不同小鼠模型中的左心室血流动力学和冠状动脉血流参数进行纵向随访研究。该技术可用于研究基因改变或药物干预在出生后早期对心脏功能的影响。此外,本方案为在生命早期确定心脏疾病的发生提供了有价值的工具,使研究人员能够揭示不同小鼠模型中心脏疾病初始阶段的分子机制。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

所有实验均经芝加哥伊利诺伊大学动物护理与使用委员会批准。实验采用出生7天的FVB/N小鼠。该方案分为小鼠准备、超声心动图图像采集以及成像后的动物护理三个步骤。

1. 小鼠准备

  1. 从繁殖笼中获取7日龄小鼠。
    注意:在此早期阶段,通过体格检查难以确定动物的性别。
  2. 将心电图导电凝胶(参见材料表)涂抹在已预热的平台电极垫上。在电极垫上方放置铝箔条(约1.5英寸×0.25英寸),以扩展电极接触范围,并用胶带固定(图1A)。随后,在铝箔条上方再涂抹一层心电图导电凝胶。
    注意:确保铝箔条下方的凝胶在操作过程中不会干燥。若发生干燥,需添加更多凝胶以维持导电性。
  3. 剪下丁腈手套的一个手指部分,并将其一端套在异氟烷/氧气鼻罩上,另一端覆盖在小鼠鼻部(图1B)。
  4. 将幼鼠放入异氟烷诱导室,并以100%氧气为载气,开始输送2.5%浓度的异氟烷(图1C)。
  5. 将麻醉后的幼鼠仰卧置于成像平台上,使其四肢接触铝箔垫,并用胶带固定。确保电路连接完整,心电图信号正在记录。
  6. 将异氟烷输送浓度降低至1.5% ,仍以100%氧气为载气。用胶带将剪下的手套指套固定在幼鼠鼻部周围。通过轻捏幼鼠足爪确认麻醉深度。
  7. 在幼鼠上半身覆盖一层厚厚的预热超声耦合剂。使用两个纱布卷固定超声耦合剂位置(图1D)。
  8. 使用加热灯维持幼鼠正常体温(图1E)。
    ​注意:由于幼鼠体型较小,本研究未使用直肠探头监测体温。

2. 超声心动图图像采集与分析

  1. 使用配备线性阵列换能器的超声心动图仪器进行经胸超声心动图检查,B模式采用40 MHz,多普勒模式采用32 MHz(帧率233)(参见 材料表),遵循成年小鼠超声心动图操作规程7,8,9.
  2. 进行超声心动图图像采集时,放置超声探头应避免对幼鼠胸腔施加过大压力。
    注意:由于幼鼠体型较小,换能器本身的重量可能导致心脏功能改变或死亡。
  3. 捕获左心室流出道和左心房的胸骨旁长轴切面(PLAX)图像。
    1. 将换能器放入支架中,使标记朝向幼鼠的右肩。
    2. 将换能器下移直至接触凝胶,使用B模式观察左心室流出道图2A).
    3. 在主动脉瓣叶处使用M型超声测量收缩末期左心房(LA)的最大直径图2B,表1)。按压 Cine Store 按钮以记录数据。
  4. 捕获左心室的胸骨旁短轴切面,以测量心腔尺寸、室壁厚度、主动脉血流和肺动脉血流。
    1. 将探头从PLAX切面顺时针旋转约90°,以获得PSAX切面。
    2. 将探头置于乳头肌水平,使用M型超声测量收缩期和舒张期的左心室内部直径(LVID)、室间隔厚度(IVS)和左心室后壁厚度(PW)图3A,表1)。按压 Cine Store 按钮以记录数据。
    3. 使用舒张期心腔径线,按如下方法计算反映肥厚程度的相对室壁厚度(RWT)3,10:
      (等容收缩期结束时的 PW + IVS)/(舒张末期的 LVID)
    4. 将探头移向心脏基底部,使用彩色多普勒观察肺动脉。按下 PW 多普勒 量化肺部峰值流速、肺部血流速度曲线、肺动脉射血时间(PET)和肺动脉加速时间(PAT)11,12 (图 3B)。按压 Cine Store 记录数据的按钮。
    5. 将探头进一步向基底部移动,使用彩色多普勒观察主动脉血流(图3C)。使用脉冲波多普勒(PW Doppler)观察血流并测量主动脉射血时间(AET)。按下 Cine Store 按钮以记录数据。
    6. 计算 Vcf(周/秒)13,14,一种心肌功能的评估指标,通过以下方式利用左心室舒张末期内径(LVIDd)、左心室收缩末期内径(LVIDs)和主动脉射血时间(AET)计算(表1):
      (左心室舒张末期内径 - 左心室收缩末期内径) / (左心室舒张末期内径 × 心肌平均应变率)
  5. 捕捉心尖四腔观。
    1. 将平台置于头低脚高位,向左倾斜,并调整探头以显示四个心腔(图4A).
    2. 使用彩色多普勒观察血流,将脉冲波多普勒(PW Doppler)取样容积置于二尖瓣口中央,对准二尖瓣瓣叶尖端处,记录二尖瓣血流。按下 Cine Store 以记录数据。
    3. 在此视图下,计算以下参数2,3,10 (图4B表1):
      1. 计算E/A比值,即舒张早期血流最大速度(E)与舒张晚期血流最大速度(A)的比值。
      2. 测定E峰减速时间(DT),即从E峰峰值至舒张早期结束的时间。
      3. 计算左心室等容舒张时间(IVRT),即从主动脉瓣关闭至二尖瓣开放的时间。
      4. 计算左心室等容收缩时间(IVCT),即从二尖瓣关闭至主动脉瓣开放的时间。
    4. 在四腔心切面中,于二尖瓣环室间隔侧使用组织多普勒测量舒张早期心肌舒张峰值速度(e')、舒张晚期心肌舒张峰值速度(a'),以及收缩期心肌收缩峰值速度(s')图4C表1)。按压 Cine Store 按钮以记录数据。
  6. 捕获改良的胸骨旁长轴切面以观察左前降支冠状动脉。
    1. 使用改良的胸骨旁左心室长轴切面(PLAX)视图15,横向移动换能器,并将声束向腹侧倾斜(图 5A).
    2. 移动探头,使用彩色多普勒显示起源于主动脉的左主冠状动脉(LCA)的起源。识别起源于LCA并走行于左心室前壁与右心室流出道之间的前降支动脉(LAD)16,17在此位置,应用脉冲波多普勒(PW Doppler)测量左前降支(LAD)血流(图5B)。按压 Cine Store 按钮以记录数据。
    3. 计算以下左前降支冠状动脉血流参数(图5C表2峰值冠状动脉血流速度(CFV)、平均冠状动脉血流速度(CFV)和速度-时间积分(VTI)。
      注意:所有这些参数均在1.5%的基础异氟烷浓度(基线)下测定。
    4. 将异氟烷浓度增加至2.5%,并等待5分钟以达到最大血流图5C)。按压 Cine Store 点击按钮记录数据。将冠状动脉血流储备(CFR)计算为最大血流时舒张期峰值冠状动脉血流速度与基础状态下舒张期峰值冠状动脉血流速度的比值。18,19,20 (表2):
      CFR = 舒张期峰值CFV(2.5%)/ 舒张期峰值CFV(1.5%)

3. 成像后动物的监测与护理

  1. 完成超声心动图成像后,仔细清洁幼崽,并使其从麻醉状态中恢复约 2 分钟。
  2. 在将幼崽放回笼子之前,将其身体涂抹上笼内母鼠的垫料,以防止母鼠排斥或食仔。
  3. 操作完成后,观察母鼠行为约 30 分钟。如果观察到攻击性行为,应按照动物实验操作指南对幼崽实施安乐死。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

本研究采用出生7天的小鼠幼崽来表征心脏形态、功能及冠状动脉血流。小鼠操作需谨慎进行,且必须根据幼崽的体型调整小鼠平台,如图1所示。PLAX切面的代表性图像见图2A补充视频1。在此切面中,采用M型超声测量左心房(LA)直径(图2B)。PSAX切面(补充视频2)用于测量左心室腔尺寸(图3A)、肺动脉血流(图3B)和主动脉血流(图3C)。心尖四腔切面(补充视频3图4A)用于评估二尖瓣跨瓣血流速度(图4B),以及二尖瓣环处心肌舒张和收缩速度(

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

在预防医学时代,需要早期评估心血管功能的改变,以确定疾病的起始并设计适当的干预疗法。小鼠正越来越多地被用作心脏研究的临床前模型,而超声心动图研究通常在年轻成年小鼠中进行。然而,为了研究基因改变或药物干预在心脏疾病早期阶段的作用,需要在生命更早期就开始进行超声心动图成像。但对新生小鼠进行超声心动图研究在技术上具有挑战性。在本研究中,我们建立了一种可在低至7日龄小鼠中进行超声心动图测量的操作方案。这对于转基因小鼠模型尤为重要,因为在这些模型中,某个基因的缺失或过表达被认为会导致心血管功能障碍。在这些动物模型中及早识别出心血管异常,可使研究人员设计出防止疾病进展的药物治疗方案。

由于7日龄小鼠体型较小,本实验方案中需考虑一些技术细节,包括维持其正常体温并尽量缩短超声心动图检查时间。使用加热平台、加热灯和预热的超声耦合剂以防止低体温。理想情况下,应使用直肠探头监测动物体温;然而,鉴于本研究中幼鼠体型过小,我们无法在操作过程中使用直肠探头。此外,还需注意高体温问题,应避免幼鼠过于靠近加热灯。超声检查过程应控制在1小时以内,以尽量减少体温大幅波动,并避免长时间麻醉带来的生理影响

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

作者感谢伊利诺伊大学芝加哥分校的 Chad M. Warren 硕士对本文稿的编辑。本研究工作获得了美国国立卫生研究院/国家心脏、肺和血液研究所(NIH/NHLBI)K01HL155241 基金以及美国心脏协会(AHA)CDA849387 拨款对 PCR 的资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
脱毛剂Nair Hair Remover
电极凝胶Parker Laboratories15-60
高频超声成像系统FUJIFILM VisualSonics, Inc.Vevo 2100
异氟烷MedVetRXISO-250
线阵高频换能器FUJIFILM VisualSonics, Inc.MS550D
小鼠繁殖对Charles River LaboratoriesFVB/N品系编号 207
超声耦合凝胶Parker Laboratories11-08
Vevo Lab 软件FUJIFILM VisualSonics, Inc.版本 5.5.1

参考文献

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Le, V. P., Wagenseil, J. E. Echocardiographic Characterization of Postnatal Development in Mice with Reduced Arterial Elasticity. Cardiovascular Engineering and Technology. 3 (4), 424-438 (2012).
  2. Nagueh, S. F., et al. Recommendations for the Evaluation of Left Ventricular Diastolic Function by Echocardiography: An Update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 17 (12), 1321-1360 (2016).
  3. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).
  4. Chrysant, S. G. A new paradigm in the treatment of the cardiovascular disease continuum: focus on prevention. Hippokratia. 15 (1), 7-11 (2011).
  5. Blom, J. N., Lu, X., Arnold, P., Feng, Q. Myocardial infarction in neonatal mice, a model of cardiac regeneration. Journal of Visualized Experiments. (111), e54100(2016).
  6. Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocol. 9 (2), 305-311 (2014).
  7. Chowdhury, S. A. K., et al. Modifications of sarcoplasmic reticulum function prevent progression of sarcomere-linked hypertrophic cardiomyopathy despite a persistent increase in myofilament calcium response. Frontiers in Physiology. 11, 107(2020).
  8. Batra, A., et al. Deletion of P21-activated kinase-1 induces age-dependent increased visceral adiposity and cardiac dysfunction in female mice. Molecular and Cellular Biochemistry. 476 (3), 1337-1349 (2021).
  9. Capote, A. E., et al. B-arrestin-2 signaling is important to preserve cardiac function during aging. Frontiers in Physiology. 12, 1302(2021).
  10. Armstrong, W. F., Ryan, T., Feigenbaum, H. Feigenbaum's Echocardiography. 7th ed. , Wolters Kluwer Health/Lippincott Williams & Wilkins. (2010).
  11. Su, J., et al. Impact of chronic hypoxia on proximal pulmonary artery wave propagation and mechanical properties in rats. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 314 (6), 1264-1278 (2018).
  12. Rudski, L. G., et al. Guidelines for the echocardiographic assessment of the right heart in adults: a report from the American Society of Echocardiography endorsed by the European Association of Echocardiography, a registered branch of the European Society of Cardiology, and the Canadian Society of Echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 23 (7), 685-713 (2010).
  13. Wilson, J. R., Reichek, N. Echocardiographic indices of left ventricular function. A comparison. Chest. 76 (4), 441-447 (1979).
  14. Stypmann, J., et al. Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice. Lab Animal. 43 (2), 127-137 (2009).
  15. Wikstrom, J., Gronros, J., Bergstrom, G., Gan, L. M. Functional and morphologic imaging of coronary atherosclerosis in living mice using high-resolution color Doppler echocardiography and ultrasound biomicroscopy. Journal of the American College of Cardiology. 46 (4), 720-727 (2005).
  16. Douglas, P. S., Fiolkoski, J., Berko, B., Reichek, N. Echocardiographic visualization of coronary artery anatomy in the adult. Journal of the American College of Cardiology. 11 (3), 565-571 (1988).
  17. Lambertz, H., Lethen, H., Tries, H. P., Kersting, S. Non-invasive assessment of coronary flow reserve - valuable functional information in cardiac workflow. Ultraschall in der Medizin. 25 (1), 25-33 (2004).
  18. Lenzarini, F., Di Lascio, N., Stea, F., Kusmic, C., Faita, F. Time course of isoflurane-induced vasodilation: A Doppler ultrasound study of the left coronary artery in mice. Ultrasound in Medicine and Biology. 42 (4), 999-1009 (2016).
  19. Gan, L. M., Wikstrom, J., Bergstrom, G., Wandt, B. Non-invasive imaging of coronary arteries in living mice using high-resolution echocardiography. Scandinavian Cardiovascular Journal. 38 (2), 121-126 (2004).
  20. Gan, L. M., Wikstrom, J., Fritsche-Danielson, R. Coronary flow reserve from mouse to man--from mechanistic understanding to future interventions. Journal of Cardiovascular Translational Research. 6 (5), 715-728 (2013).
  21. Krzanowski, M., Bodzon, W., Dimitrow, P. P. Imaging of all three coronary arteries by transthoracic echocardiography. An illustrated guide. Cardiovascular Ultrasound. 1, 16(2003).
  22. Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse. ILAR Journal. 52 (3), 21-31 (2011).
  23. Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. Electrocardiogram recordings in anesthetized mice using lead II. Journal of Visualized Experiments. (160), e61583(2020).
  24. Chu, V., et al. Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6(2001).
  25. Hartley, C. J., et al. Effects of isoflurane on coronary blood flow velocity in young, old and ApoE(-/-) mice measured by Doppler ultrasound. Ultrasound in Medicine and Biology. 33 (4), 512-521 (2007).
  26. You, J., Wu, J., Ge, J., Zou, Y. Comparison between adenosine and isoflurane for assessing the coronary flow reserve in mouse models of left ventricular pressure and volume overload. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 303 (10), 1199-1207 (2012).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

申请许可以重复使用本 JoVE 文章的文本或图表

申请许可

标签

相关文章