需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

冠状动脉支架的临床前评价

1.3K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/64038

⸱

2022年8月25日

 , 
1A.I. Virtanen Institute, University of Eastern Finland, 2Heart Center, Kuopio University Hospital, 3Saparo Translational Research

本文内容

摘要

新的冠状动脉支架设计和材料在临床应用前必须在相关的临床前模型中进行测试。本文介绍了一种用于支架研究的动脉粥样硬化兔主动脉模型和猪冠状动脉模型。 在体 以及组织学分析。

摘要

冠状动脉疾病是全球范围内导致发病和死亡的主要原因。尽管生活方式改变和药物治疗是治疗的基石，但对于接受优化药物治疗后仍存在症状的急性冠脉综合征和慢性冠状动脉疾病患者，常规会实施冠状动脉球囊血管成形术和支架植入术。近几十年来，已开发出多代冠状动脉支架。球囊血管成形术和支架植入术可通过将药物涂覆于球囊或支架表面来提供支持，这些药物旨在促进干预后血管的愈合，或预防再狭窄的形成。在新器械被临床采纳之前，必须对其安全性和有效性进行严格测试；因此，对可靠且可重复的支架术前评估方法的需求持续存在。本文介绍用于冠状动脉支架研究的猪冠状动脉模型和动脉粥样硬化兔模型，并描述血管内成像和支架组织学检查的基本步骤。

引言

动脉粥样硬化性冠状动脉疾病给全球各国的医疗系统带来了沉重负担1。对于急性冠脉综合征患者以及有症状的稳定性冠状动脉疾病患者，常规实施冠状动脉球囊血管成形术和支架植入术2。球囊血管成形术是一项革命性发明，可用于重建狭窄甚至闭塞的冠状动脉血流。冠状动脉支架进一步改善了经皮冠状动脉介入治疗（PCIs）的效果，其通过防止球囊血管成形术后动脉的急性弹性回缩发挥作用3。随着药物洗脱支架（DESs）的引入，PCI 的疗效得到进一步提升；这类支架表面涂有抗增殖药物，旨在对抗支架内再狭窄（ISR）——即先前植入的支架再次发生管腔狭窄。DESs 随后进一步发展，其支架梁更薄但更耐用，并采用可生物降解的聚合物以实现药物释放。从概念上讲，支架的刚性结构仅需在数周至数月内提供支撑，以防止动脉回缩。这推动了新一代完全可生物降解支架装置的研发。早期的可生物降解支架和支撑结构曾遭遇一些挫折，因研究报道其支架内血栓形成的发生率有所增加4。因此，目前可生物降解支架尚未得到广泛应用。

仅在美国，每年进行的经皮冠状动脉介入治疗（PCI）就接近一百万例。随着越来越多的患者接受血管内治疗，新型支架材料和设计的研发将持续发展。对新器械的评估需要在具有生物学相关性的环境中进行测试，这就必须使用合适的动物模型。在研究可生物降解器械时，临床前动物模型尤为重要，因为这些器械的降解特性可能难以预测。评估应在大动物模型中进行，以便研究尺寸足够大、可用于患者的器械。

本文介绍了一种用于临床前支架评估的猪冠状动脉模型和一种动脉粥样硬化兔主动脉模型5,6两种模型均可容纳为临床使用而设计的设备和仪器。我们介绍 体内 用于评估支架性能、支架内血栓形成及支架内再狭窄的影像学方法。此外，我们展示了塑料包埋组织的组织学分析方法，包括免疫组织化学7.

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

所有动物实验均经芬兰动物实验委员会批准。动脉粥样硬化兔模型采用成年3.0-4.0 kg的新西兰白兔（NZW）。猪冠状动脉研究中，实验动物在实验开始时体重为30-40 kg。兔动脉粥样硬化模型和猪冠状动脉模型的实验方案将分别描述，随后介绍如何对不可降解冠状动脉支架进行组织学分析，该组织学方法与所使用的in vivo模型无关。

1. 兔动脉粥样硬化模型

注意：为了在主动脉中诱导快速的动脉粥样硬化改变，动物需饲喂高胆固醇饮食，并在支架植入前对主动脉进行去内皮处理。支架植入和成像通过颈动脉进行，支架随后按以下所述进行组织学处理。对于兔主动脉而言，血管内超声（IVUS）比光学相干断层扫描（OCT）更适用，因为无需进行动脉冲洗。

  1.  高胆固醇饮食（图1)
    1. 通过添加胆固醇将普通兔饲料转化为高胆固醇饲料。在大烧杯中，使用磁力搅拌器将胆固醇溶于等体积的乙醇和二乙醚中（250 g 胆固醇加入 2 L 96% EtOH 和 2 L 二乙醚）。
    2. 当胆固醇完全溶解后，将混合物倒入通风橱内大盆中25公斤的兔粮上。每日搅拌数次，持续3至4天，直至混合物完全干燥。
    3. 这将制备出含1%胆固醇的饲料。要制备含0.025%胆固醇的饲料，需将1%胆固醇饲料与普通兔饲料按1:40的比例混合。
  2. 兔腹主动脉球囊去内膜术
    1. 将阿司匹林加入兔饮用水中，从去内皮损伤前3天开始，持续至实验结束（每1升饮水中加入100 mg阿司匹林）。提供饮水 随意摄取.
    2. 用0.3 mg/kg的美托咪啶和20 mg/kg的氯胺酮皮下注射（s.c.）对兔子进行麻醉。使用理毛剪去除右侧后肢腹股沟区及大腿内侧的毛发，并用含乙醇的消毒剂对皮肤进行消毒。
    3. 术前给予预防性抗生素（125 mg 头孢呋辛，皮下注射）。
    4. 在股区内侧沿容纳主要血管和神经的股沟区域，皮下注射浓度为10 mg/mL的利多卡因，于皮肤切口前实施局部麻醉。
    5. 用手术剪和解剖剪做皮肤切口，并小心地穿过皮下组织和腿部肌肉。
    6. 暴露股动脉，并将其与周围组织以及静脉和神经分离。
    7. 在股动脉近端的股动脉下方，将5-0不可吸收外科缝线穿过两次。用缝线轻轻提起动脉（不打结扎，而是用持针器或蚊式钳夹住缝线）。该缝线用于暂时阻断血流进入股动脉。
    8. 在股动脉远端部分下方穿过5-0不可吸收缝线两次，并牢固结扎以阻断远端股动脉（例如，使用Miller结）。
    9. 在助手用手术线从近端和远端固定并支撑动脉的同时，使用显微外科剪刀或精细手术刀在动脉上做一个1-2毫米的小切口或动脉切开。
    10. 将 Fogarty 3F 取栓球囊导管插入动脉，方向朝向近端的髂动脉。插入前，将取栓导管连接至含有 0.6 mL 空气的 1 mL 注射器（也可使用生理盐水，但充气球囊更具顺应性）以完成导管准备。降低近端手术线，以便取栓导管通过。
      注意：该操作使用无导丝腔的 Fogarty 取栓导管。
    11. 将取栓导管沿动脉推进30 cm（根据导管轴上的刻度判断）。用注射器充气扩张导管，然后回撤充气状态的导管，直至到达髂动脉分叉处或更近端，此时导管会感受到明显阻力。
    12. 放气取栓导管并重新插入主动脉。重复回撤操作，共进行三次。
    13. 剥脱完成后，撤出取栓导管，并用近端缝线结扎股动脉。因此，术后股动脉将处于闭塞状态。但由于兔后肢具有良好的侧支循环，通常不会出现与缺血相关的健康问题。
    14. 用4-0可吸收缝线缝合覆盖股动脉的肌肉，皮肤则使用4-0可吸收缝线行皮内缝合。
    15. 动物需被监测直至清醒、警觉并开始饮水或进食。使用配备水源和干草的加热舱以促进兔子的恢复。
    16. 手术后给予卡洛芬用于镇痛，持续1至3天或根据需要延长用药（2 mg/kg，皮下注射，每日一次）。
  3. 兔腹主动脉支架植入术
    1. 于支架植入当天开始给予氯吡格雷，负荷剂量为30 mg，之后每日维持剂量15 mg，持续至实验结束。将氯吡格雷片剂在研钵中研碎，溶于饮用水中（每75 mg氯吡格雷片剂加5 mL水；负荷剂量为2 mL，随后每日1 mL），混匀后给药 通过 胃管
      注意：氯吡格雷在自来水中的溶解性不完全；给兔给药前需每日新鲜配制。此时应确保兔在去内皮损伤后已开始每日给予阿司匹林。
    2. 皮下注射0.3 mg/kg美托咪啶和20 mg/kg氯胺酮以麻醉兔子。
    3. 术前给予预防性抗生素（皮下注射125 mg头孢呋辛）。
    4. 使用剃须刀具去除颈部前侧的毛发，并用含乙醇消毒剂对皮肤进行消毒。
    5. 沿颈部中线注射利多卡因作为局部麻醉（3-5 mL），并在皮肤上做一条4-5 cm的纵向切口。
    6. 用手术剪纵向剪开颈阔肌。用手术镊夹住出血的小动脉进行止血，或使用单极或双极电凝装置进行凝固止血。
    7. 在颈部肌肉之间可识别出一条天然沟槽，颈动脉和迷走神经即位于其中（位于胸锁乳突肌与胸骨舌骨肌之间）。图2A）。仔细解剖动脉，并将其与其他组织分离。优先选择右侧颈总动脉，因其可提供更直接的通路进入降主动脉。
    8. 用5-0不可吸收缝合线在颈动脉远端下方穿过两次，牢固结扎动脉。提起手术缝线，抬高颈动脉远端部分。
    9. 用5-0不可吸收缝合线在颈动脉近端下方穿过两次。不打结，利用近端的缝合线提起颈动脉，以暂时阻断手术区域颈动脉的血流。
    10. 用显微外科剪刀在手术线之间的颈动脉上做一个1-2毫米的小切口。
    11. 插入一根已完全准备好的5F或6F导引鞘至近端方向。
      1. 用生理盐水冲洗鞘管，将扩张器插入鞘管内，并在将鞘管置入动脉前进行冲洗。此外，为便于推进鞘管，可通过扩张器插入一根短导丝，使鞘管前端形成锥形 tip。
      2. 当鞘管（或更准确地说，扩张器）的尖端进入颈动脉后，降低近端手术线，使鞘管得以进入动脉。
    12. 将鞘管向前推进 2-3 cm 进入颈动脉。
    13. 从导入鞘中取出穿刺针芯和导丝。
    14. 通过打开鞘管阀并从鞘管中放出少量血液（1-2 mL）来确认鞘管在动脉内的位置。
    15. 用肝素化生理盐水（5000 IU/1000 mL，0.9% NaCl）冲洗套管，并缝合固定于手术巾或兔皮肤上。通过套管给予未分级肝素（150 IU/kg）对兔进行肝素化处理。
    16. 如果手术未在导管室的导管操作台上进行，则将动物转移至导管操作台。
    17. 推送一根细的冠状动脉导丝（0.014 英寸） 通过 在透视引导下将引入鞘管送入降主动脉。沿导丝送入5F导引导管。
      注意：如果从颈动脉进入降主动脉时存在操作困难，可使用带弯曲的引导导管。
    18. 如果使用带角度导引导管进入降主动脉，需沿导丝更换为直头导引导管，以输送支架或成像导管。
    19. 通过导引导管注射碘对比剂（250–350 mgI/mL）获取腹主动脉的血管造影图像。
    20. 在肾下腹主动脉的腰动脉之间选择一个适合的节段用于支架置入。根据支架制造商的说明，借助无孔球囊导管将支架以1.1:1的比例（支架略大于血管直径，以防止撤出球囊导管时支架移位）释放至主动脉内（所有安装在球囊导管上的支架均会随支架提供尺寸对照表）。放气后撤出支架输送导管。图2B). 
    21. 使用对比剂进行重复血管造影以确认支架位置。
    22. 支架置入和成像后移除导入鞘。结扎颈动脉近端缝合线以闭合动脉，从而完全阻断颈动脉血流。
    23. 用4-0可吸收缝线缝合颈部肌肉层（通常为两层缝合），并用4-0可吸收皮内缝线缝合皮肤。
    24. 监测动物恢复情况，并按照球囊去内皮手术中所述给予镇痛剂（步骤1.2.15–1.2.16）。
  4. 使用血管内超声成像兔主动脉
    1. 建立血管通路，并将直头导引导管置入兔降主动脉，操作方法同兔主动脉支架植入术所述。
      注意：成像在支架置入时进行 通过 相同的血管通路。通过使用左侧颈总动脉，可建立第二个成像时间点。
    2. 沿导丝将成像导管送入远端主动脉，越过支架段（或若进行支架植入前成像，则送至计划放置支架的部位）。
    3. 手动回撤或启动IVUS系统的自动回撤功能（参见IVUS系统的操作说明）。在回撤过程中，若启用了成像系统功能，成像单元将自动通过目标区域；或在记录成像数据的同时，手动将成像导管通过感兴趣区域（支架处）。
    4. 保存成像数据，然后移除成像导管、导丝和引导导管。
    5. 按照支架置入术所述方法移除鞘管并缝合手术切口（步骤1.3）。
    6. 按照之前所述监测动物恢复情况。按照之前所述给予镇痛药（步骤1.2.15–1.2.16）。
  5. 组织灌注与固定（兔模型）
    1. 在氯胺酮-美托咪啶麻醉下，通过静脉注射 20–30 mL 饱和硫酸镁（MgSO₄）处死动物。4).
    2. 使用专用泵灌注生理盐水，或仅用于组织学取样时灌注1%多聚甲醛混合液。
    3. 通过插入灌注系统灌注兔主动脉 通过 将针头或套管直接插入肾动脉水平以上的降主动脉，或通过左心室插入针头进入主动脉（可灌注整个动物）。
    4. 在灌注过程中，于针头或导管尖端所在的主动脉位置施加夹子，以将其固定在主动脉中。
    5. 从降主动脉灌注1000 mL生理盐水或1% PFA，或从左心室经升主动脉灌注1500 mL生理盐水或1% PFA。
    6. 小心剥离周围组织，收集带支架的主动脉节段。
      注意：建议采集主动脉的近端和远端组织用于组织学分析。同时，采集所需的任何安全组织。
    7. 将用于组织学分析的收集组织置于4%多聚甲醛中，在室温（RT）下固定4小时，或在4 °C下过夜。
    8. 如需长期保存，先转移至4 °C的50%乙醇中固定24小时，随后转移至4 °C的70%乙醇中，直至进行组织学制片。

2. 猪冠状动脉模型

注意：猪心脏在解剖结构和生理功能上与人类心脏相似。冠状动脉也具有相似性——它们走行于心外膜下，并形成三条主要冠状动脉分支（右冠状动脉（RCA）和左冠状动脉（LCA），后者进一步分为左前降支冠状动脉（LAD）和左回旋支冠状动脉（LCX））。本模型展示了在猪自身冠状动脉内进行支架植入，并采用光学相干断层成像（OCT）进行血管内成像。猪在麻醉前需禁食过夜。

  1. 猪冠状动脉支架置入与成像的麻醉与血管通路
    1. 使用阿扎哌隆（8 mg/kg，肌内注射）和阿托品（0.05 mg/kg，肌内注射）对动物进行镇静，通过静脉输注丙泊酚（15 mg/kg/h）和芬太尼（10 µg/kg/h）诱导并维持麻醉。对动物进行气管插管，并在全部操作过程中使用呼吸机维持通气。
    2. 建立血管通路 通过 右侧股动脉。在超声探头辅助下定位股动脉（可通过动脉搏动以及用探头压迫来区分动脉与静脉）。
    3. 在超声引导下，将血管造影针插入股动脉。
    4. 进入动脉后，会有强烈的搏动性血流从针头流出。将导丝推进动脉，然后拔出针头。
    5. 沿导丝将适当尺寸（通常为5F或6F）的已组装并冲洗好的导引器推进至动脉内。
      注意：务必始终确保导丝可见，以免其在动脉中丢失。
    6. 从导引鞘中取出扩张器和导丝。
    7. 用肝素化生理盐水（5 IU/mL）冲洗鞘管。
    8. 血管通路建立后，静脉注射1 mg/kg依诺肝素，每日一次。
    9. 每次侵入性操作时均给予预防性抗生素（500 mg 头孢呋辛，肌内注射）。
  2. 猪冠状动脉血管造影及支架置入术
    1. 于支架置入当天开始抗血栓药物治疗，口服给予阿司匹林负荷剂量300 mg（po），并口服给予氯吡格雷负荷剂量600 mg（po）。此后持续服用阿司匹林（每日100 mg）和氯吡格雷（每日75 mg），直至实验结束。
    2. 在荧光透视下将J形尖端导丝推进至升主动脉。
    3. 沿J形导丝推送适当角度的指引导管，依次进入右冠状动脉和左冠状动脉（通常右冠状动脉选用AR1，左冠状动脉选用AR2）。
      注意：引导导管连接至Y型接头和连通管，连通管至少连接造影剂管路，以尽量降低空气进入成像系统的风险。
    4. 通过向冠状动脉注射造影剂进行冠状动脉造影。
      注意：应对每支冠状动脉至少从两个不同角度进行成像。此外，成像前应给予冠状动脉内注射硝酸酯类药物（50–300 µL）。
    5. 将冠状动脉导丝（0.014 英寸）送入相应的冠状动脉节段。将支架置入右冠状动脉以及左回旋支或起源于左回旋支的钝缘支。
      注意：左前降支（LAD）常呈锥形，支架容易在远端过度扩张，或在近端扩张不全。必须仔细考虑所选用的冠状动脉。可利用X射线设备的狭窄分析软件或血管内影像技术，辅助选择合适的动脉节段，并实现支架尺寸的精确匹配。
    6. 沿导丝推送支架，根据制造商说明使用压力泵以1.1:1的支架与血管直径比进行释放，使支架直径略大于血管参考直径。
    7. 必要时重复进行血管造影和血管内成像。
    8. 移除导管插入设备。
    9. 移除导入鞘，并在穿刺部位手动或借助股动脉压迫装置进行按压。
      注意：由于猪的后肢解剖结构与人类存在差异，且股动脉相对较小，血管封堵装置在猪体内通常效果不佳。
  3. 冠状动脉的OCT成像
    1. 在支架植入前、植入后以及随访期间进行OCT成像。开始OCT成像时，建立血管通路，用指引导管插入目标冠状动脉，并将冠状动脉导丝向前送至目标血管远端。
    2. 将OCT成像导管连接至成像系统的对接端口。
      注意：请遵循成像系统的操作说明，因为不同制造商以及不同代次的成像导管之间可能存在差异。
    3. 创建一个新的 患者 使用自选的 ID 编码进行记录。
    4. 用造影剂冲洗成像导管的管腔。
      注意：成像可使用生理盐水冲洗进行，但可能需要调整系统的图像设置以获得准确结果。
    5. 将成像导管单轨系统沿导丝插入，并推进导管成像标记至目标成像位置。
      注意：务必确保导丝进入动脉足够远；切勿使导管（成像导管、球囊、支架）超过导丝尖端。
    6. 进行成像，回撤过程中应包括整个支架以及远端和近端参考血管。
      1. 用造影剂冲洗成像导管的管腔。
      2. 启动自动回撤序列。
      3. 通过指引导管以大剂量造影剂（250–350 mgI/mL）冲洗冠状动脉。
  4. 组织灌注与固定（猪模型）
    1. 在麻醉状态下，通过静脉注射50-100 mL饱和氯化钾（KCl）溶液处死猪。
    2. 使用专用泵灌注生理盐水，或仅用于组织学取样时灌注1%多聚甲醛混合液。
    3. 通过将连接至灌注泵的套管或针头松散地插入升主动脉，对整个猪心脏进行灌注。
    4. 在主动脉外侧放置血管夹，以夹闭针头/导管周围的主动脉。
      注意：确保主动脉瓣的瓣叶处于开放状态，以允许灌注液流入冠状动脉。
    5. 灌注750-1000 mL选定的灌注液。
    6. 仔细分离周围组织，收集冠状动脉的支架植入节段。
      注意：建议采集冠状动脉的近端和远端节段用于组织学检查。此外，还需采集任何必要的安全性组织。
    7. 将用于组织学分析的收集组织置于4%多聚甲醛中，在室温下固定4小时，或在4 °C下过夜。
    8. 如需长期保存，先转移至4 °C条件下50%乙醇中固定24小时，随后转移至4 °C的70%乙醇中，直至进行组织学制片。

3. 支架组织学

注意：非可降解金属支架的组织学分析需要使用塑料包埋系统，并采用专用切片机进行样本切片。该包埋系统可商业获取，但若需进行基于抗体的免疫组织化学染色，需对现有方案进行若干修改。无论使用何种动物模型，所有样本的包埋方案均相同。包埋过程应采用塑料包埋系统。所有包埋及组织学操作均应在通风橱内进行。

  1. 将样品从乙醇溶液脱水至二甲苯。
  2. 按照包埋系统的操作规程进行，但自第二次预浸润步骤起使用经氨氧化物处理而失稳的碱性溶液。
    注意：碱性溶液通过氨氧化物引流使其失稳。
  3. 将聚合液与带支架的血管节段一同加入塑料样品瓶中。
    注意：可通过将细小针头插入容器外壁固定带支架的动脉，使其保持在预定位置。
  4. 对样品施加真空处理10–15分钟，并在4 °C下静置聚合至少48小时。
  5. 锯去塑料包埋块的边缘（尤其是使用圆柱形模具时），以形成平整表面，便于牢固安装于切片机上。
  6. 使用专用切片机将包埋块切成5–7 µm的切片。
  7. 将新切制的切片置于50%乙醇中5–10分钟。
  8. 将切片从乙醇中捞出，转移至标准显微镜载玻片上（每张载玻片放置两至三片切片）。
  9. 在切片上滴加两至三滴Haupt's溶液，覆盖塑料膜；在塑料膜上方铺一层滤纸，再将一片空的玻璃载玻片置于滤纸之上。
  10. 将载玻片置于小型台式台钳中，垫以多层滤纸，在42 °C下加压至少24小时。
  11. 将载玻片在室温下储存。
  12. 在进行组织学染色前，将载玻片在甲基丙烯酸甲酯中孵育24–48小时，以去除基于塑料的树脂。
  13. 在进行标准组织学或免疫组织化学操作前，用二甲苯透明处理（每次10分钟，共两次）。7,8

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

必须通过血管造影确认支架成功扩张，理想情况下应结合血管内成像（图3A,B）。猪冠状动脉模型支持多次成像检查，光学相干断层扫描（OCT）可用于频繁成像以获取随访数据。通过血管造影和OCT成像可轻松评估支架内再狭窄（ISR）、支架扩张情况以及可能的支架梁断裂。与组织学不同，血管内成像可提供沿整个支架长度的连续数据，而组织学通常仅能对支架上少数几个节段进行分析。

采用上述组织学方法，尤其是定制的包埋方案，即使是从支架植入的节段也能进行免疫组织化学分析。常规试剂盒组织学染色（如苏木精-伊红染色，HE）也可轻松应用（图4A）。此外，该方法还可结合基于抗体的检测方案，用于内皮细胞、炎症细胞以及其他细胞类型的识别与鉴定（图4B）。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

尽管目前一代的药物洗脱冠状动脉支架已证明其优势，但新的器械正在被开发以更好地满足患者和医疗专业人员的需求。第一代完全可生物降解的冠状动脉支架遇到了若干挑战，这进一步凸显了在具有生物学相关性的模型中测试新器械的重要性9。本文介绍的模型为支架研究提供了两种选择。冠状动脉模型适用于新型血管内冠状动脉器械的研究，通常也是必需的，因为猪的冠状动脉解剖结构和生理特征与人类非常相似。动脉粥样硬化模型则提供了研究支架置入对动脉壁影响的机会，因为临床情况几乎总是涉及动脉粥样硬化病变。由于在猪体内诱导动脉粥样硬化非常困难，因此需要两种不同的模型来分别研究支架在相关冠状动脉以及动脉粥样硬化病变中的性能。这也是本文所介绍模型的主要局限性。

时间点可根据研究项目的需求进行调整。通常情况下，为期6周的随访已足以在任一模型中发现各研究组之间的差异10。猪冠状动脉模型使用的是生长中的动物，因此冠状动脉的直径会随着时间推移而发生变化。然而，我们已将该模型用于可生物降解器械的研究，随访时间长达18个月。相比之下，兔模型的靶...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

致谢

作者感谢芬兰东芬兰大学国家实验动物中心的Heikki Karhunen、Minna Törrönen和Riikka Venäläinen提供的专业技术支持。本研究由芬兰科学院旗舰项目资助。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
血管造影穿刺针Cordis12-004943
阿司匹林 Cardio 100 mgBayer
胆固醇Sigma-AldrichC8667
波立维赛诺菲氯吡格雷
冠状动脉支架（金属裸支架、药物洗脱支架、可降解支架）应根据研究方案选择支架。支架长度为 18–25 mm，直径为 2.5–3.5 mm
多美康Orion美托咪定
Dragonfly Optis OCT 导管雅培C408646使用与现有成像系统兼容的导管
依诺肝素赛诺菲克赛
乙醇Sigma-Aldrich32221-M
芬太尼Biocodex
冠状动脉导丝Cordis507114
J 型头导丝Cordis502717
AR1 指引导管Cordis670-110-00
AR2 指引导管Cordis670-112-00
直头指引导管Cordis55626090
Indeflator美敦力AC3200用于支架球囊的充气与放气
5F 引入鞘Cordis504605P
6F 引入鞘Cordis504606X
凯他捷辉瑞氯胺酮
显微外科器械套装MediqFBL-SET例如 S&T 基础实验室套装
多聚甲醛VWRVWRRC28794.295配制 1% 和 4% 的溶液
丙泊酚B. Braun
缝线OneMedJOH8685H5-0，不可吸收
缝线OneMedJOHFH1642H4-0，可吸收
Technovit 9100Kulzer
配备线性探头的超声仪飞利浦
真空室SP Bel-ArtF42043-0000
X 射线造影剂Iomeron
二甲苯Sigma-Aldrich534056

参考文献

  1. Townsend, N., et al. Cardiovascular disease in Europe: Epidemiological update 2016. European Heart Journal. 37 (42), 3232-3245 (2016).
  2. Sanchis-Gomar, F., Perez-Quilis, C., Leischik, R., Lucia, A. Epidemiology of coronary heart disease and acute coronary syndrome. Annals of Translational Medicine. 4 (13), 256(2016).
  3. Garg, S., Serruys, P. W. Coronary stents: Current status. Journal of the American College of Cardiology. 56 (10), 1-42 (2010).
  4. Hytönen, J., Taavitsainen, J., Tarvainen, S., Ylä-Herttuala, S. Biodegradable coronary scaffolds: their future and clinical and technological challenges. Cardiovascular Research. 114 (8), 1063-1072 (2018).
  5. Hytönen, J., et al. Activation of peroxisome proliferator-activated receptor-δ as novel therapeutic strategy to prevent in-stent restenosis and stent thrombosis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (8), 1534-1548 (2016).
  6. Asano, T., et al. Serial optical coherence tomography at baseline, 7 days, and 1, 3, 6 and 12 months after bioresorbable scaffold implantation in a growing porcine model. Circulation Journal. 83 (3), 556-566 (2019).
  7. Hytönen, J. P., et al. Local adventitial anti-angiogenic gene therapy reduces growth of vasa-vasorum and in-stent restenosis in WHHL rabbits. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 121, 145-154 (2018).
  8. Ribichini, F., et al. Effects of oral prednisone after stenting in a rabbit model of established atherosclerosis. Journal of the American College of Cardiology. 50 (2), 176-185 (2007).
  9. Taavitsainen, J., et al. Evaluation of biodegradable stent graft coatings in pig and rabbit models. Journal of Vascular Research. 57 (2), 65-75 (2020).
  10. Azzi, N., Shatila, W. Update on coronary artery bioresorbable vascular scaffolds in percutaneous coronary revascularization. Reviews in Cardiovascular Medicine. 22 (1), 137-145 (2021).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

探索更多文章

球囊血管成形术冠状动脉疾病血管内成像支架组织学动脉粥样硬化兔模型猪冠状动脉模型再狭窄预防药物洗脱支架

本文已发表

视频即将推出

联系我们
向图书馆推荐

隐私政策

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。