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收集苜蓿根系分泌物以研究邻苯二甲酸二(2-乙基己基)酯对代谢物产生的影响

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DOI：

10.3791/64470

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2023年6月2日

 ,  ,  , 
1Key Laboratory of Soil Environment and Pollution Remediation, Institute of Soil Science, Chinese Academy of Sciences, 2College of Resources and Environment, University of Chinese Academy of Sciences

通讯作者： Wenjie Ren <wjren@issas.ac.cn>, Ying Teng <yteng@issas.ac.cn>

本文内容

摘要

根系分泌物的释放通常是植物在胁迫条件下的一种外部解毒策略。本方案描述了如何评估异源物质对苜蓿的影响 通过 非靶向代谢组学分析

摘要

根系分泌物是植物根系与周围环境之间信息交流和能量传递的主要媒介。在胁迫条件下，植物根系分泌物分泌的变化通常是一种外部解毒策略。本实验方案旨在介绍收集苜蓿根系分泌物的一般性操作指南，以研究邻苯二甲酸二(2-乙基己基)酯（DEHP）对代谢物产生的影响。首先，在水培实验中使苜蓿幼苗处于DEHP胁迫条件下培养。随后，将植株转移至含有50 mL灭菌超纯水的离心管中，静置6 h以收集根系分泌物。收集的溶液随后在真空冷冻干燥机中进行冷冻干燥。将冻干样品用双(三甲基硅基)三氟乙酰胺（BSTFA）试剂进行提取和衍生化处理。接着，采用气相色谱-飞行时间质谱联用仪（GC-TOF-MS）对衍生化后的提取物进行检测。所获得的代谢物数据将基于生物信息学方法进行分析。应深入探究差异性代谢物及显著变化的代谢通路，从根系分泌物的角度揭示DEHP对苜蓿的影响。

引言

邻苯二甲酸二(2-乙基己基)酯（DEHP）是一种合成化学物质，广泛用作塑料和聚合物中的增塑剂，以提高其可塑性和强度。近年来，越来越多的研究表明，DEHP是一种内分泌干扰物，对人类及其他动物的呼吸系统、神经系统和生殖系统具有不良影响1,2,3鉴于其对健康的潜在风险，美国环境保护局、欧盟以及中国环境监测中心均已将邻苯二甲酸二(2-乙基己基)酯（DEHP）列入优先控制污染物名录。由于地膜覆盖、有机肥施用、污水灌溉以及污泥农用等因素，土壤已成为环境中DEHP的重要汇。4正如预期，邻苯二甲酸二(2-乙基己基)酯（DEHP）已在农田土壤中普遍检出，其含量在中国某些地区甚至高达每千克干土数毫克。5,6DEHP 可主要通过以下途径进入植物 通过 根部并在此类土壤生态系统的不同营养级中发生生物放大作用7因此，近年来人们对邻苯二甲酸二(2-乙基己基)酯（DEHP）诱导的植物胁迫问题产生了广泛关注。

植物通常对邻苯二甲酸二(2-乙基己基)酯（DEHP）暴露较为敏感。已观察到DEHP胁迫对种子萌发和正常代谢产生不利影响，从而抑制植物的生长与发育8,9。例如，DEHP可诱导叶肉细胞的氧化损伤，降低叶绿素和渗透调节物质的含量，并提高抗氧化酶的活性，最终导致食用植物产量和品质的下降10,11。然而，以往关于植物对DEHP胁迫响应的研究大多集中于氧化应激以及生理生化特性方面，而与植物代谢相关的机制研究相对较少。根系分泌物是一个泛指术语，用于描述植物根系向环境中分泌并释放的各类化合物。它们被认为是植物与根际土壤之间相互作用的媒介，在支持植物生长与发育过程中发挥重要作用12。众所周知，根系分泌物约占全部光合固定碳的30%–40%13。在污染环境中，根系分泌物通过代谢转化或外部排斥等方式参与增强植物对污染物胁迫的耐受性14。因此，深入理解植物根系分泌物对污染胁迫的响应，有助于揭示与细胞生物化学及生物学现象相关的内在机制15。

代谢组学技术为同时检测细胞16,17、组织18乃至生物体渗出物19中的大量小分子代谢物（包括糖类、有机酸、氨基酸和脂质等）提供了一种高效策略。与传统或经典的化学分析方法相比，代谢组学方法显著增加了可检测的代谢物数量20，有助于以更高通量的方式鉴定代谢物并识别关键代谢通路。代谢组学已广泛应用于生物体在胁迫环境（如重金属21、新兴污染物22和纳米颗粒19）下生物学响应的研究领域。目前有关植物的大多数研究集中于植物内部组织的代谢变化，而关于根系分泌物对环境胁迫响应的研究报道较少。因此，本研究旨在介绍紫花苜蓿根系分泌物收集的一般性操作指南，以研究邻苯二甲酸二(2-乙基己基)酯（DEHP）对代谢物生成的影响。研究结果将为后续DEHP作用下植物代谢组学研究提供方法学指导。

方案

本实验方案的目的是提供一个从水培实验到代谢组学分析的通用流程，用于量化邻苯二甲酸二(2-乙基己基)酯（DEHP）对紫花苜蓿根系分泌物的影响。

1. 水培实验

注意：本实验方案以苜蓿水培实验为例，旨在获得在不同浓度邻苯二甲酸二（2-乙基己基）酯（DEHP）胁迫下的苜蓿（Medicago sativa）幼苗。共设置三个处理组：对照组不添加任何物质，另两个处理组分别在营养液中添加1 mg kg-1和10 mg kg-1的DEHP。DEHP的浓度设置依据土壤中DEHP的实际含量23。每个处理设六个重复。

  1. 用0.1%次氯酸钠对苜蓿种子灭菌10分钟，再用75%乙醇灭菌30分钟。
    1. 用蒸馏水将灭菌后的种子冲洗数次，然后置于无菌培养皿中的湿润滤纸上，在30 °C黑暗条件下萌发。
  2. 将20粒大小均匀、已萌发且饱满的种子转移至装有营养液的培养瓶中的移植篮内，营养液成分为（单位为 µM）：Ca(NO3)2，3,500；NH4H2PO4，1,000；KNO3，6,000；MgSO4，2,000；Na2Fe-乙二胺四乙酸（EDTA），75；H3BO3，46；MnSO4，9.1；ZnSO4，0.8；CuSO4，0.3；(NH4)6Mo7O24，0.02。用0.1 M KOH调节溶液pH至7.0。每周更换全部营养液。
  3. 将所有培养瓶置于可控生长室中，光照强度为150–180 µmol m-2 s-1，光周期为每日16小时光照，温度设置为白天27 °C（16小时）、夜间20 °C（8小时）。
  4. 两周后，将15株生长一致的苜蓿幼苗转移至新的玻璃瓶中，进行1 mg kg-1和10 mg kg-1 DEHP胁迫下的培养实验。用铝箔和封口膜包裹玻璃瓶，以防止DEHP发生光解和挥发。对照组培养瓶也需以相同方式用铝箔和封口膜包裹，以保持条件一致。每日补充营养液以维持液面高度。
  5. 每隔2天随机更换培养瓶位置并旋转，以确保苜蓿幼苗生长条件一致。
  6. 培养7天后，将苜蓿幼苗从培养瓶中取出，用超纯水反复冲洗数次，准备收集根系分泌物。

2. 根系分泌物的收集、提取与代谢组学分析

注意：本实验方案分为三个部分：收集实验、提取实验以及根系分泌物的代谢组学分析。收集实验的目的是将植物样品中分泌的代谢物转移至溶液体系中，以便进行后续提取。

  1. 收集实验
    1. 将10株大小一致的苜蓿幼苗转移至装有50 mL灭菌去离子水的离心管中。将根部浸入水中，收集根系分泌物6小时；保持离心管直立。每种处理至少进行六次重复。
    2. 用铝箔包裹离心管，以避免根部暴露于光照下。
    3. 取出植株，将收集的液体冷冻干燥，用于代谢物谱分析。
  2. 提取实验
    1. 向离心管中加入1.8 mL提取液（甲醇:H2O = 3:1, V/V），涡旋振荡30秒。
    2. 将离心管置于冰水浴中，超声处理10分钟。
    3. 在4 °C、11,000 × g 条件下离心15分钟。
    4. 小心吸取200 µL上清液转移至1.5 mL微量离心管中。从每个样品中取45 µL上清液，混合至质量控制（QC）样品中，最终体积为270 µL，用于校准样品的代谢组数据。
    5. 在真空浓缩仪中将提取物冷冻干燥。随后加入5 µL内标物（核糖醇）继续干燥。
    6. 在真空浓缩仪中蒸发后，向各管中加入30 µL甲氧基胺盐酸盐（溶于吡啶，浓度为20 mg mL-1），80 °C孵育30分钟。然后向样品中加入40 µL双(三甲基硅基)三氟乙酰胺（BSTFA）试剂（含1%三甲基氯硅烷[TMC]，V/V），70 °C放置1.5小时进行衍生化。
    7. 将样品冷却至室温，向QC样品中加入5 µL脂肪酸甲酯（FAMEs）（溶于氯仿）。
  3. 代谢组分析
    1. 取1.0 µL衍生化后的提取物，采用不分流模式注入气相色谱-飞行时间质谱联用系统（GC-TOF-MS），进行代谢物谱分析。
      1. 使用毛细管柱（30 m × 250 µm × 0.25 µm）分离根系分泌物，以氦气为载气，流速为1.0 mL min-1。进样口温度设为280 °C，传输线温度和离子源温度分别维持在280 °C和250 °C。
      2. 分离程序如下：50 °C恒温1分钟，以10 °C/min-1的升温速率升至310 °C，最后在310 °C恒温8分钟。
      3. 采用电子轰击电离模式，能量为-70 eV。以全扫描模式采集质谱数据，扫描范围为50–500 m/z，扫描速率为12.5谱图/秒。
    2. 对单个峰进行过滤以去除噪声。基于四分位距对偏差值进行筛选。
    3. 用最小值的一半填补缺失值，对数据进行标准化和归一化处理。
    4. 将最终的.csv格式数据导入统计分析软件，进行多变量分析。
    5. 在KEGG数据库（京都基因与基因组百科全书，用于理解生物系统高级功能和用途的数据库资源）中查询代谢物，并将代谢物分类为碳水化合物、酸类、脂类、醇类和胺类等不同类别。使用统计分析软件绘制饼图，表示各类代谢物在全部根系分泌物中所占比例。
    6. 采用有监督的正交偏最小二乘判别分析（OPLS-DA）展示各组之间的差异。
    7. 根据投影变量重要性（VIP）> 1且p < 0.05（Student's t 检验）筛选显著变化的代谢物作为差异代谢物。
    8. 利用代谢组数据，使用统计分析软件绘制热图，并根据不同处理下的倍数变化绘制柱状图。
    9. 在KEGG数据库和PubChem中查询差异代谢物，整理包含这些差异代谢物的代谢通路，并进行通路富集分析或拓扑结构分析。

结果

在本实验中，按照上述方法收集、提取和分析苜蓿根系分泌物（图1）。共设置三个处理组：对照组、低浓度DEHP处理组（1 mg L−1）和高浓度DEHP处理组（10 mg L−1）。

在对照组的色谱图中共检测到778个峰，其中根据质谱信息可鉴定出314种代谢物。如图2所示，这些代谢物可根据相对丰度分为六类：碳水化合物（28.6%）、酸类（15.58%）、脂类（13.87%）、醇类（3.91%）、胺类（0.92%）及其他物质（37.12%）。相对丰度低于0.5%的代谢物被归为其他物质（图2A）。酸类进一步细分为脂肪酸（56.09%）、氨基酸（26.62%）、有机酸（13.95%）和酚酸（3.34%）（图2B）。此外，在苜蓿根系分泌物中还检测到大多数植物根系分泌物中常见的部分物质，包括嘧啶、羟基吡啶、黄酮类、酚类、酮类、嘧啶、黄酮类以及二萜类化合物。

根据 VIP 评分绘制了热图，以可视化不同 DEHP 处理下差异代谢物的变化情况（图 3）。与对照组相比，DEHP 暴露显著改变了苜蓿根系分泌物中 50 种代谢物的含量，主要包括一些碳水化合物和低分子量有机酸。在 DEHP 存在条件下，五种碳水化合物（来苏糖、毛地黄毒糖、赤藓糖、海藻糖和果糖-2,6-二磷酸）表达上调，其中来苏糖和毛地黄毒糖的含量随 DEHP 浓度增加而显著升高。此外，在 DEHP 存在下有五种代谢物表达下调，包括单糖类如 D-塔罗糖和葡萄糖、二糖类如麦芽糖、纤维二糖和海藻糖，以及糖醇类如 D-阿拉伯糖醇。碳水化合物含量被认为是植物生理状态的指标之一24。因此，本研究中单糖和二糖水平的降低表明 DEHP 胁迫引发了生理应激反应。与碳水化合物相比，DEHP 对苜蓿幼苗的酸类代谢影响更为显著。在 DEHP 暴露下，11 种酸类代谢物的含量显著升高，主要包括 2-氨基-2-降冰片烷羧酸、5-羟基吲哚-2-羧酸、3-羟基-L-脯氨酸、壬酸和棕榈酸。同时，DEHP 还抑制了苜蓿幼苗中某些黄酮类化合物的代谢，包括 4',5-二羟基-7-甲氧基异黄酮和新橙皮苷。

DEHP 影响的代谢途径如图4所示。DEHP 显著抑制了碳水化合物的代谢，例如一些单糖和双糖，这些物质是光合作用的产物。因此，DEHP 在一定程度上可抑制紫花苜蓿的光合作用。此外，DEHP 可促进脂肪酸的代谢，这有助于植物抵抗 DEHP 带来的胁迫。DEHP 主要影响的代谢途径为碳水化合物代谢和脂肪酸代谢，而氨基酸代谢、脂质代谢以及三羧酸（TCA）循环受到的影响则小得多。

水培培养至气相色谱-飞行时间质谱分析流程图：渗出物收集、冷冻干燥、衍生化
图1：紫花苜蓿根系渗出物非靶向代谢组学分析流程图。 BSTFA 代表双(三甲基硅基)三氟乙酰胺（BSTFA）试剂（含1% 三甲基氯硅烷[TMC]，V/V）。 请点击此处查看该图的放大版本。

饼图显示生物分子的组成分析：碳水化合物、酸、脂质、氨基酸。
图2代谢物的分类 (A已知代谢物的分类及（B）酸。每种物质类型的百分比通过将各组分峰面积之和除以对照组中所有物质总峰面积之和得到。其他物质是指那些在 <0.5%。其他酸为那些处于 <0.5%。此图改编自 Wang 等人。25. 请点击此处查看此图的放大版本。

不同条件下代谢物水平的热图；层次聚类与颜色标尺。
图 3：不同 DEHP 处理下紫花苜蓿幼苗根系分泌物（VIP > 1，p < 0.05）的层次聚类热图分析。 红色和绿色分别表示高丰度和低丰度。ACK 表示对照组；1+AD 表示添加 1 mg L−1 DEHP 的处理组；10+AD 表示添加 10 mg L−1 DEHP 的处理组。本图经 Wang 等人25 修改。 请点击此处查看此图的放大版本。

代谢通路示意图；三羧酸循环；生化变化；化合物水平升高/降低。
图 4：代谢通路扰动与生物学终点变化之间的关系（1 mg L−1 DEHP，10 mg L−1 DEHP）。 代谢通路基于京都基因与基因组百科全书（KEGG）数据库建立。绿色文字标注的代谢物为本研究中检测到的代谢物。括号中的“红色方框”和“蓝色方框”分别表示代谢物对生物学终点的贡献显著增加（p < 0.05）或显著减少（p < 0.05）。为提高可读性，图中将代谢物大致分为碳水化合物、脂肪酸和蛋白质代谢三类，分别由绿色、红色和黑色矩形框表示。ACK 表示对照组；1+AD 表示 1 mg L−1 DEHP 处理组；10+AD 表示 10 mg L−1 DEHP 处理组。本图改编自 Wang 等人25。 请点击此处查看此图的放大版本。

讨论

本方案提供了在邻苯二甲酸二（2-乙基己基）酯（DEHP）胁迫下收集和测定苜蓿根系分泌物以及分析代谢组数据的一般性指导。本方案中某些关键步骤需要特别注意。在水培实验中，将苜蓿幼苗置于装有含不同浓度DEHP营养液的玻璃瓶中进行水培。在整个培养期间，应使用铝箔包裹玻璃瓶以避光，防止DEHP发生光解，并确保所有培养液中DEHP浓度的一致性25,26。DEHP浓度设置为1 mg L-1和10 mg L-1，依据的是通常在DEHP污染土壤中检测到的浓度水平27,28。在收集根系分泌物过程中，离心管仍需用铝箔包裹，以避免根系暴露于光照。本研究中收集时间为6小时。若收集时间过短，某些低丰度根系分泌物的浓度可能过低而无法被检测，导致根系分泌物的组成不能真实反映苜蓿幼苗在DEHP胁迫下的实际响应；若收集时间过长，所收集的根系分泌物可能在培养体系中被微生物部分降解，甚至可能检测到微生物代谢产物，从而改变根系分泌物的组成29。此外，每种处理至少应设置六个生物学重复，以确保代谢组数据分析的准确性。

只有某些特定类型的根系分泌物，如氨基酸、脂肪酸、酚类化合物以及其他有机酸，才能通过传统的靶向分析方法（即针对已知化合物的检测）30,31,32进行测定，所用的标准分析方法包括分光光度法、高效液相色谱法（HPLC）、离子色谱法（IC）、气相色谱-串联质谱法（GC-MS/MS）或液相色谱与串联质谱联用法（LC-MS/MS）。随着仪器分析技术的发展，基于气相色谱-飞行时间质谱（GC-TOF-MS）、液相色谱-高分辨质谱（LC-HR-MS）以及核磁共振（NMR）的非靶向代谢组学分析方法逐渐兴起33。与其它传统的根系分泌物分析方法相比，非靶向代谢组学分析显著增加了可检测到的根系分泌物种类，有助于深入理解植物对环境胁迫的代谢响应。

本研究中的技术存在一些局限性，尤其是在代谢物的定量分析方面。非靶向代谢组学分析仅能展示不同代谢物之间的相对定量关系，而无法提供准确的浓度数据。这对于研究根系分泌物的环境行为或生态效应是不利的34。关于苜蓿幼苗的生长培养基，本研究采用了水培培养实验，其优点在于易于控制和操作。然而，人工水培生长环境与真实的土壤环境存在差异，可能导致由于根系对代谢物的再吸收而低估总分泌速率35。与水培相比，砂培是一种相对更具说服力的方法，因其更接近真实的土壤环境，有利于在更贴近实际的条件下收集根系分泌物36。因此，目前正在进行建立砂培甚至真实土壤培养方法的研究，以增强实验结果的可信度，这将有助于我们开展更深入的研究，获得更具实际意义的结果，以更好地解释毒性响应机制。

基于非靶向代谢分析，我们不仅能够探究植物对环境胁迫的代谢响应37，还能确定差异性代谢物，并进一步研究这些差异性代谢物在污染物环境行为中的重要作用38。先前的研究表明，当植物处于胁迫状态时，壬酸水平可作为根系膜损伤的指示指标39。研究还发现，不饱和脂肪酸（如棕榈酸）可增加膜的流动性40，从而可能保护紫花苜蓿根系膜免受邻苯二甲酸二（2-乙基己基）酯（DEHP）的损伤。某些被DEHP抑制的黄酮类化合物可参与豆科植物与微生物之间的相互作用。此外，借助非靶向代谢分析，尤其是在污染物胁迫条件下，植物与根际生物群落之间的相互作用可能被更深入地解析41。随着非靶向代谢分析仪器分析技术的发展，将会有更多种类的根系分泌物被鉴定出来42，这有助于构建植物根系分泌物的代谢组学指纹图谱43。

披露

作者声明，他们不存在任何已知的可能被认为会影响本文报道工作的竞争性经济利益或个人关系。

致谢

本工作得到了国家自然科学基金（41877139）、国家自然科学基金重大项目（41991335）、中国国家重点研发计划（2016YFD0800204）、江苏省自然科学基金（编号 BK20161616）、"135"规划以及中国科学院前沿科学重点研究计划（ISSASIP1615）的共同资助。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
阿东醇SIGMA≥99%
苜蓿种子江苏省农业科学院（中国南京）
分析天平SartoriusBSA124S-CW
BSTFAREGIS Technologies含1% TMCS（v/v）
离心机Thermo Fisher ScientificHeraeus Fresco17
色谱柱AgilentDB-5MS（30 m × 250 μm × 0.25 μm）
邻苯二甲酸二(2-乙基己基)酯Dr. Ehrenstorfer
脂肪酸甲酯混合物（FAMEs）Dr. Ehrenstorfer
气相色谱仪（GC）Agilent7890A
研磨仪上海净信科技股份有限公司JXFSTPRP-24
质谱仪（MS）LECOPEGASUS HT
甲醇CNW TechnologiesHPLC
甲氧胺盐酸盐TCIAR
微量离心管EppendorfEppendorf Quality1.5 mL
烘箱上海一恒科学仪器有限公司DHG-9023A
吡啶AdamasHPLC
R 软件统计分析软件（通路富集、拓扑分析）
SIMCA16.0.2 统计分析软件（OPLS-DA 等）
超低温冰箱Thermo Fisher ScientificForma 900 系列
超声仪深圳方高微电子有限公司YM-080S
真空干燥器太仓华美生化仪器厂LNG-T98

参考文献

  1. Yin, X. H., Zeb, R., Wei, H., Cai, L. Acute exposure of di(2-ethylhexyl) phthalate (DEHP) induces immune signal regulation and ferroptosis in oryzias melastigma. Chemosphere. 265, 129053(2021).
  2. Seyoum, A., Pradhan, A. Effect of phthalates on development, reproduction, fat metabolism and lifespan in Daphnia magna. The Science of the Total Environment. 654, 969-977 (2019).
  3. van T Erve, T. J., et al. Phthalates and phthalate alternatives have diverse associations with oxidative stress and inflammation in pregnant women. Environmental Science & Technology. 53 (6), 3258-3267 (2019).
  4. He, L., et al. Contamination and remediation of phthalic acid esters in agricultural soils in China: a review. Agronomy for Sustainable Development. 35 (2), 519-534 (2015).
  5. Liu, S. S., et al. Di-(2-ethylhexyl) phthalate as a chemical indicator for phthalic acid esters: an investigation into phthalic acid esters in cultivated fields and e-waste dismantling sites. Environmental Toxicology and Chemistry. 38 (5), 1132-1141 (2019).
  6. Li, K. K., Ma, D., Wu, J., Chai, C., Shi, Y. X. Distribution of phthalate esters in agricultural soil with plastic film mulching in Shandong Peninsula, East China. Chemosphere. 164, 314-321 (2016).
  7. Sun, J., Wu, X., Gan, J. Uptake and metabolism of phthalate esters by edible plants. Environmental Science & Technology. 49 (14), 8471-8478 (2015).
  8. Kim, D., Cui, R., Moon, J., Kwak, J. I., An, Y. J. Soil ecotoxicity study of DEHP with respect to multiple soil species. Chemosphere. 216, 387-395 (2019).
  9. Gao, M. L., Qi, Y., Song, W. H., Xu, H. R. Effects of di-n-butyl phthalate and di (2-ethylhexyl) phthalate on the growth, photosynthesis, and chlorophyll fluorescence of wheat seedlings. Chemosphere. 151, 76-83 (2016).
  10. Zhang, Y., et al. Effects of diethylphthalate and di-(2-ethyl)hexylphthalate on the physiology and ultrastructure of cucumber seedlings. Environmental Science and Pollution Research. 21 (2), 1020-1028 (2014).
  11. Gao, M. L., Liu, Y., Dong, Y. M., Song, Z. G. Physiological responses of wheat planted in fluvo-aquic soils to di (2-ethylhexyl) and di-n-butyl phthalates. Environmental Pollution. 244, 774-782 (2019).
  12. Lundberg, D. S., Teixeira, P. J. P. L. Root-exuded coumarin shapes the root microbiome. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (22), 5629-5631 (2018).
  13. Canarini, A., Kaiser, C., Merchant, A., Richter, A., Wanek, W. Root exudation of primary metabolites: mechanisms and their roles in plant responses to environmental stimuli. Frontiers in Plant Science. 10, 157(2019).
  14. Chai, Y. N., Schachtman, D. P. Root exudates impact plant performance under abiotic stress. Trends in Plant Science. 27 (1), 80-91 (2022).
  15. Olanrewaju, O. S., Ayangbenro, A. S., Glick, B. R., Babalola, O. O. Plant health: feedback effect of root exudates-rhizobiome interactions. Applied Microbiology and Biotechnology. 103 (3), 1155-1166 (2019).
  16. Chamberlain, C. A., Hatch, M., Garrett, T. J. Metabolomic and lipidomic characterization of Oxalobacter formigenes strains HC1 and OxWR by UHPLC-HRMS. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 411 (19), 4807-4818 (2019).
  17. vander Hooft, J. J. J., Goldstone, R. J., Harris, S., Burgess, K. E. V., Smith, D. G. E. Substantial extracellular metabolic differences found between phylogenetically closely related probiotic and pathogenic strains of Escherichia coli. Frontiers in Microbiology. 10, 252(2019).
  18. Liu, N., Zhu, L. Metabolomic and transcriptomic investigation of metabolic perturbations in Oryza sativa L. triggered by three pesticides. Environmental Science & Technology. 54 (10), 6115-6124 (2020).
  19. Zhao, L., et al. H-1 NMR and GC-MS based metabolomics reveal defense and detoxification mechanism of cucumber plant under nano-Cu stress. Environmental Science & Technology. 50 (4), 2000-2010 (2016).
  20. Llanes, A., Arbona, V., Gómez-Cadenas, A., Luna, V. Metabolomic profiling of the halophyte Prosopis strombulifera shows sodium salt- specific response. Plant Physiology and Biochemistry. 108, 145-157 (2016).
  21. Zhang, Y., et al. Zinc stress affects ionome and metabolome in tea plants. Plant Physiology and Biochemistry. 111, 318-328 (2017).
  22. Wright, R. J., Bosch, R., Gibson, M. I., Christie-Oleza, J. A. Plasticizer degradation by marine bacterial isolates: a proteogenomic and metabolomic characterization. Environmental Science & Technology. 54 (4), 2244-2256 (2020).
  23. He, L., et al. Contamination and remediation of phthalic acid esters in agricultural soils in China: a review. Agronomy for Sustainable Development. 35 (2), 519-534 (2015).
  24. Koch, K. E. Carbohydrate-modulated gene expression in plants. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. 47, 509-540 (1996).
  25. Wang, Y. T., et al. Nontargeted metabolomic analysis to unravel the impact of di (2-ethylhexyl) phthalate stress on root exudates of alfalfa (Medicago sativa). The Science of the Total Environment. 646, 212-219 (2019).
  26. Yu, Q., et al. Photolysis of bis(2-ethylhexyl) phthalate in aqueous solutions at the presence of natural water photoreactive constituents under simulated sunlight irradiation. Environmental Science and Pollution Research International. 26 (26), 26797-26806 (2019).
  27. Zhang, S. H., Guo, A. J., Fan, T. T., Zhang, R., Niu, Y. J. Phthalates in residential and agricultural soils from an electronic waste-polluted region in South China: distribution, compositional profile and sources. Environmental Science and Pollution Research. 26 (12), 12227-12236 (2019).
  28. Liu, S. S., et al. Di-(2-ethylhexyl) phthalate as a chemical indicator for phthalic acid esters: An investigation into phthalic acid esters in cultivated fields and e-waste dismantling sites. Environmental Toxicology and Chemistry. 38 (5), 1132-1141 (2019).
  29. Fan, T. W., Lane, A. N., Pedler, J., Crowley, D., Higashi, R. M. Comprehensive analysis of organic ligands in whole root exudates using nuclear magnetic resonance and gas chromatography-mass spectrometry. Analytical Biochemistry. 251 (1), 57-68 (1997).
  30. Bobille, H., et al. Evolution of the amino acid fingerprint in the unsterilized rhizosphere of a legume in relation to plant maturity. Soil Biology and Biochemistry. 101, 226-236 (2016).
  31. Zhang, Z., et al. Effects of two root-secreted phenolic compounds from a subalpine coniferous species on soil enzyme activity and microbial biomass. Chemistry and Ecology. 31 (7), 636-649 (2015).
  32. Yuan, J., et al. Organic acids from root exudates of banana help root colonization of PGPR strain Bacillus amyloliquefaciens NJN-6. Scientific Reports. 5, 13438(2015).
  33. van Dam, N. M., Bouwmeester, H. J. Metabolomics in the rhizosphere: tapping into belowground chemical communication. Trends in Plant Science. 21 (3), 256-265 (2016).
  34. Shen, X., Yang, F., Xiao, C., Zhou, Y. Increased contribution of root exudates to soil carbon input during grassland degradation. Soil Biology & Biochemistry. 146, 107817(2020).
  35. Oburger, E., Jones, D. L. Sampling root exudates-mission impossible. Rhizosphere. 6, 116-133 (2018).
  36. Zhang, L. Effects of root exudates of wheat stressed by Cd on the germination of crop seeds. International Symposium on Water Resources and the Urban Environment. , Wuhan, China. 319-321 (2003).
  37. Shinano, T., et al. Metabolomic analysis of night-released soybean root exudates under high- and low-K conditions. Plant and Soil. 456, 259-276 (2020).
  38. Adeleke, R., Nwangburuka, C., Oboirien, B. Origins, roles and fate of organic acids in soils: A review. South African Journal of Botany. 108, 393-406 (2017).
  39. Rico, C. M., et al. Cerium oxide nanoparticles modify the antioxidative stress enzyme activities and macromolecule composition in rice seedlings. Environmental Science & Technology. 47 (24), 14110-14118 (2013).
  40. Mortimer, M., Kasemets, K., Vodovnik, M., Marinsek-Logar, R., Kahru, A. Exposure to CuO nanoparticles changes the fatty acid composition of protozoa Tetrahymena thermophila. Environmental Science & Technology. 45 (15), 6617-6624 (2011).
  41. Liao, Q. H., et al. Root exudates enhance the PAH degradation and degrading gene abundance in soils. Science of the Total Environment. 764, 144436(2021).
  42. Ding, Y., et al. Adaptive defence and sensing responses of host plant roots to fungal pathogen attack revealed by transcriptome and metabolome analyses. Plant, Cell & Environment. 44 (12), 3526-3544 (2021).
  43. Rugova, A., Puschenreiter, M., Koellensperger, G., Hann, S. Elucidating rhizosphere processes by mass spectrometry-A review. Analytica Chimica Acta. 956, 1-13 (2017).

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